Rapport technique
LA REPRODUCTION ARTIFICIELLE DES SALMONIDÉS INDIGÈNES
Par Paul Grondin
Pour le
Ministère des Forêts, de la Faune et des Parcs Direction de la faune aquatique
Référence à citer :
Table des matières
Les objectifs ... 1
1. La génétique ... 3
1.1 Des croisements factoriels partiels pour les salmonidés ... 4
1.2 Le nombre requis de reproducteurs ... 5
1.3 Les considérations sanitaires du protocole précédent de fraye du touladi ... 5
2. Des précautions qu’il est préférable de connaître ... 7
3. La désinfection de l’eau utilisée avec les gamètes et les œufs ... 11
4. L’assainissement du matériel utilisé avec les gamètes... 13
4.1 L’assainissement du matériel avec une solution de Virkon Aquatic®... 13
4.2 L’assainissement du matériel avec des iodophores ... 13
4.3 Une alternative pour le matériel rangé depuis l’an dernier. ... 15
5. L’anesthésie de reproducteurs ... 17
5.1 Une solution de MS-222 tamponnée avec le bicarbonate de sodium... 17
5.2 Le sel et le Vidalife®, pour optimiser la survie des reproducteurs... 18
5.3 La composition de la solution de l’anesthésie ... 19
5.4 La composition de la solution de réveil et les stades du réveil ... 19
5.5 Les stades de l’anesthésie ... 20
6. La répartition des tâches ... 21
7. La reproduction artificielle présentée en 68 étapes ... 23
8. Le transport des œufs de salmonidés avec la méthode sèche... 33
8.1 Les étapes d’emballage à sec des oeufs ... 33
9. La microscopie en support à la reproduction artificielle... 37
9.1 La contamination, le taux de la motilité et sa durée au microscope. ... 37
9.2 L’observation de la laitance... 38
9.3 L’observation des œufs à la loupe binoculaires ... 39
9.4 La détermination du taux de fécondation ... 39
10. La durée de la rétention et l’induction hormonale des salmonidés... 41
11. L’insémination différée et les dilueurs pour salmonidé ... 43
11.1 Le prélèvement de la laitance pour l’insémination différée... 44
11.2 Les différents dilueurs pour la laitance de salmonidé... 46
11.3 La dilution de la laitance de salmonidé... 49
11.4 Le dilueur d’immobilisation pour salmonidé... 50
11.5 Le dilueur d’insémination pour salmonidé ... 52
Références citées... 59
Les objectifs
Ce document vise à fournir l’information requise lors de la reproduction artificielle des salmonidés indigènes sur le terrain. Malgré que ce rapport s’applique à tous les salmonidés, le touladi (Salvelinus namaycush) est l’espèce ciblée et s’adresse plus particulièrement aux employés du Ministère des Forêts, de la Faune et des Parcs (MFFP). Les objectifs sont ;
• D’être un document d’aide pour atteindre les objectifs des plans de reproduction et des plans de gestion des différentes lignées de salmonidé indigène, es ensemencements du nouveau plan de gestion du touladi.
• De prendre en compte les contraintes du terrain. D’identifier certains pièges, le matériel, les étapes et de proposer des alternatives. De décrire des techniques pour hausser le taux de fécondation et le taux de survie des œufs récoltés.
• D’utiliser le traitement de l’eau et l’assainissement du matériel pour éviter le transfert d’agents pathogènes vers la station piscicole gouvernementale et pour maintenir la qualité des œufs.
• De saisir l’impact de la rétention et de sa durée sur la maturation sexuelle.
D’utiliser l’anesthésie comme un protocole pour obtenir des prélèvements de gamètes de qualité et pour protéger la survie à long terme des reproducteurs qui seront remis à l’eau.
• D’utiliser des croisements entre les mâles et les femelles se rapprochant le plus, des recommandations des généticiens, pour maintenir le patrimoine génétique résiduel de la lignée visée. De s’assurer d’optimiser la diversité génétique, avec le nombre de reproducteurs qui sera utilisé.
• De décrire les soins à apporter aux œufs, sur le terrain et lors des différentes méthodes de transport.
• D’utiliser la microscopie, pour déterminer la qualité des prélèvements de laitance lors d’insémination différée. Et pour obtenir un aperçu du taux de fécondation des œufs qui sont issus des sessions de fraye artificielle.
• De décrire des méthodes pour effectuer les prélèvements de laitance, et pour conserver et transporter la laitance qui sera utilisée lors d’insémination différée sur le terrain ou à la station piscicole.
• D’expliquer et de décrire différents dilueurs qui sont utilisés pour optimiser la conservation de laitance réfrigérée et pour en prolonger la viabilité, pour récupérer la laitance d’un prélèvement contaminée ou encore pour favoriser la hausse du taux de fécondation.
• De saisir que les différents dilueurs pourraient avoir une place prédominante dans l’atteinte des objectifs de conservation du patrimoine génétique à l’intérieur du plan de reproduction de certaines lignées de salmonidé en péril.
• Puis d’offrir de l’information spécifique à ce type d’activité du MFFP et complémentaire des lignes directrices du Conseil canadien de protection des animaux, en science, (CCPA).
1. La génétique
Les recommandations de ce document quant aux types de croisements à effectuer entre mâles et femelles proviennent de Bernatchez (2004, 2009), Busack et Knudsen (2007) et Campton (2004). Depuis 2004, ces recommandations sont appliquées, lors des travaux sur le chevalier cuivré (Moxostoma hubbsi). Le protocole de reproduction artificielle de cette espèce est sujet annuellement, à des travaux de développement pour améliorer les résultats obtenus de la reproduction artificielle de cette espèce.
Des croisements factoriels complets de 10♀ x 10♂ sont ciblés par le plan de reproduction du chevalier cuivré. Ce qui signifie que les ovules d’une femelle sont subdivisés en 10 lots. Et que chacun des 10 mâles féconde un seul de ses lots. Toutefois, la faible abondance se reflète sur les captures et la vulnérabilité de cette espèce demande une certaine souplesse lors des croisements visés. L’objectif de 10♀
x 10♂ est réajusté au rythme des captures, afin de croiser chacun des mâles dont la laitance diluée est disponible et viable, au moment où chacune des femelles devient en ovulation. L’expertise développée sur les rives du Richelieu sera maintenant être adaptée aux lignées indigènes de salmonidés.
L’objectif premier des ensemencements de repeuplement doit être de tenter de préserver et de maintenir la plus grande variabilité génétique de la population
résiduelle, lors de la reproduction artificielle (Bernatchez 2004).
Sophie Poirier
Figure 1. Des croisements factoriels complets pour les ovules d’une femelle de chevalier cuivré qui sont subdivisés en 10 lots égaux dans des plats distincts d’insémination. Chacun des plats d’ovules est inséminé avec la laitance diluée d’un seul mâle. La laitance diluée de chacun des 10 mâles est conservée et réfrigérée dans des flacons individuels.
1.1 Des croisements factoriels partiels pour les salmonidés
La principale recommandation pour les salmonidés sera d’augmenter le nombre de familles en effectuant des croisements factoriels partiels. Les croisements sont dits factoriels, car des familles potentielles et distinctes sont produites en inséminant avec un seul des mâles, des lots qui proviennent de la subdivision des ovules de plusieurs femelles. Et les croisements sont dits partiels, car ils sont produits en session d’environ trois reproducteurs de chacun des sexes. Les croisements visent à maximiser la diversité génétique des rejetons, en haussant le nombre de familles produites, lors de la reproduction artificielle. Ce qui consiste à subdiviser en 2 à 5 lots de volumes égaux un plat d’ovules, préalablement mélangé qui provient de 2 à 5 femelles. Chacun de ces lots d’ovules est fécondé par un mâle unique. Advenant la malencontreuse présence d’un mâle coulant, mais stérile ou de mauvaise qualité, les croisements partiels par session permettront de protéger le bagage génétique, d’une majorité d’ovules de ces femelles.
Des croisements de 3♀ x 3♂ sont recommandés pour des saumons atlantiques indigènes, captifs à la station piscicole (Bernatchez, 2009). La figure 3 donne en exemple, trois types de session de croisements factoriels partiels pour les gamètes.
Les croisements de touladi de taille moyenne, consistent à prélever un maximum d’un litre d’ovules dans un plat de fraye, et qui provient d’environ 3 femelles. Un mélange homogène est obtenu en remuant soigneusement les ovules. Puis le mélange est subdivisé en 3 lots ou plus de volumes égaux, dans des plats distincts d’insémination.
Chaque lot sera alors fécondé par un mâle unique et différent. Chaque plat de fécondation. contiendra alors les œufs de 3 nouvelles familles potentielles ou plus. Pour un total de 9 familles potentielles ou plus qui seront produites à chacune des sessions de croisement factoriel partiel de trois femelles ou plus et de 3 mâles ou plus.
Les croisements factoriels partiels seront adaptés aux femelles de taille supérieure. Des croisements tels, 1♀ x 3♂, permettent de gérer le nombre élevé d’ovules de cette femelle. Les ovules sont subdivisés et fécondés par 3 mâles distincts. Le nombre de mâles disponibles doit permettre d’effectuer ce nombre de croisement. Il serait donc prudent de terminer la fraye avec les femelles de tailles supérieures. Ou croiser un volume élevé d’ovules de 3 femelles, qui incluent une femelle de taille supérieure, avec un plus grand nombre de mâles. Comme des
croisements, 3♀ x 6♂, pour 6 lots
Pour l’omble de fontaine indigène, le nombre de femelles utilisées à chacune des sessions partielles sera augmenté en fonction de la taille et du nombre réduit d’ovules que produisent ces lignées. Des croisements tels que, 5 x 5 à 7 x 7 seront sélectionnés pour l’omble de fontaine indigène. Les ovules de 5 à 7 femelles sont soigneusement mélangés, puis subdivisés en autant de lots de volumes égaux. Et chacun des lots est inséminé par un seul mâle distinct. Une seule session de croisements factoriels partiels permet de produire de 25 à 49 familles potentielles.
1.2 Le nombre requis de reproducteurs
Pour obtenir une bonne représentativité des gènes de la population résiduelle, il est recommandé d’utiliser 30 reproducteurs. Ce qui pourrait représenter l’extraction des gamètes de 15 mâles et de 15 femelles. Ce nombre est habituellement jugé acceptable lors des croisements factoriels partiels selon Bernatchez (2004 et 2009). Il sera beaucoup plus complexe pour les opérations de terrain, de tenir compte pour certaines lignées, de la présence de morph ou de combinaison de phénotypes de fraye hâtive et de fraye tardive. Lorsque le nombre d’œufs requis par le plan de production piscicole est limité, la capture d’une plus grande proportion de mâles pourrait bonifier le nombre de familles produites, mais tout en réduisant le surplus d’œufs produit. Ce qui est très aisément effectué par un plus grand nombre de subdivisions des ovules dans les plats d’insémination. La production excédentaire d’œufs avec 30 reproducteurs est réduite par l’utilisation d’un rapport inégal des sexes, comme 21 mâles pour 9 femelles, sois 3 sessions de 3♀ x 7♂.
1.3 Les considérations sanitaires du protocole précédent de fraye du touladi Les considérations sanitaires d’un protocole (Grondin et Turgeon, 2004) font place dans le présent rapport à des préoccupations d’ordre génétique et qui visent à maximiser une sauvegarde de gènes de la population résiduelle. Des considérations sanitaires justifiaient le choix des croisements de ce protocole précédent, où une femelle touladi était inséminée à l’aide d’un mélange réfrigéré de la laitance de deux mâles. Des croisements qui ciblaient une réduction de la transmission d’agent pathogène. Puisque le regroupement d’ovules provenant de plusieurs femelles dans un plat semblait accroître les risques de transmission verticale de certains pathogènes chez les saumons du Pacifique (Campton, 2004). Et pour doubler le nombre de familles potentielles, la laitance de deux mâles devait être pré mélangé à part égal et pré réfrigéré durant une heure. L’utilisation de deux mâles prévenait une perte de l’ensemble des ovules et de leurs génomes, advenant l’utilisation d’un seul mâle stérile (Grondin et Turgeon, 2004). Alors qu’une heure de réfrigération, du mélange de laitance provenant de trois mâles de saumon chinook permettrait d’atténuer la « dominance » des spermatozoïdes de certains mâles. Et cette descendance devrait être composée d’environ le tiers de chacun des trois mâles (Withler et Beachman, 1994).
♂1 ♂2 ♂3
3 parts égales
3 3 3
A- Croisements factoriels partiels pour le touladi femelle de taille moyenne.
♂1 ♂2 ♂3 ♂4 ♂5
≥5 parts égales
3 3 3 3 3
B- Croisements factoriels partiels pour le touladi, incluant 1 femelle de taille supérieure.
♂1 ♂2 ♂3 ♂4 ♂5
5 parts égales
5 5 5 5 5
C- Croisements factoriels partiels pour les ombles de fontaine indigènes.
Familles potentielles:
Familles potentielles:
Familles potentielles:
Plat de fraye 5 Plats de fécondation
Source des illustrations: Sentier CHASSE-PÊCHE.
3 Plats de fécondation Plat de fraye
Plat de fraye 5 Plats de fécondation
♀1
♀2
♀3 ♀1♀2
♀3
♀1
♀2
♀3
♀1
♀2
♀3
♀1
♀2
♀3 ♀1♀2
♀3
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♀2
♀3
♀1
♀2
♀3
♀1
♀2
♀3
♀1
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♀3
♀1 ♀4
♀2 ♀5
♀3 ♀1 ♀4 ♀2 ♀5
♀3
♀1 ♀4
♀2 ♀5
♀3
♀1 ♀4
♀2 ♀5
♀3
♀1 ♀4
♀2 ♀5
♀3
♀1 ♀4
♀2 ♀5
♀3
Figure 3. La représentation de trois types de session de croisement factoriel. Pour des touladis de taille moyenne en (A), pour une session incluant une femelle de taille
2. Des précautions qu’il est préférable de connaître
Certaines précautions doivent être connues avant de procéder à la sélection du matériel et à la configuration de l’espace de travail sur le terrain.
• Lors de la rétention en lac, il est essentiel de séparer et d’éloigner les mâles des femelles. Les mâles sont toujours disposés en amont du courant ou de vent dominant. Ce qui semblerait permettre d’obtenir une réduction de la spermiation nocturne qui se produit lorsque les femelles sont à proximité.
Walter Bertacchi
Figure 4. Même si ces deux enclos de rétention sont rapprochés pour faciliter la reproduction artificielle. Ces enclos doivent être éloignés pour réduire la spermiation nocturne des mâles lors de la période de rétention.
• Une période prolongée de rétention peut entraîner une réduction du volume des prélèvements de laitance. La hausse de la température de l’eau et l’avancement de la maturité sexuelle dégradent également la qualité des gamètes. Une courte période de rétention devrait être ciblée pour obtenir des gamètes de qualité.
• Le type de contention et sa durée peuvent même engendrer le blocage complet du système reproducteur ou « reproductive system shutdown » pour certains individus, lignée ou espèce. Une problématique de la sécrétion hormonale hypophysaire qui cause un ralentissement voire un arrêt de la maturation finale des gamètes et un dysfonctionnement sexuel parfois complet.
• Il est fortement suggéré de prendre des mesures supplémentaires pour protéger les enclos qui seraient fabriqués de parois en matériel synthétique. L’ajout de grillage métallisé sur les faces extérieures procurera une protection supplémentaire contre les assauts, non inusités, des rats musqués.
René Isabel
Figure 5. Le matériel synthétique de cet enclos a subi l’assaut de rat musqué et entraîné la fuite de tous les reproducteurs en rétention.
• Les gamètes ne doivent jamais être exposés aux rayons solaires, à la lumière directe du ciel et aux précipitations. Des bâches pourraient former un abri pour y effectuer le prélèvement des gamètes en toute sécurité.
• Des bâches peuvent être disposées pour créer et isoler une zone, dite
« désinfectée », où les gamètes sont manipulés, les croisements sont effectués et les soins que requièrent les œufs sont dispensés.
• Le matériel domestique neuf qui entre en contact avec les œufs peut être contaminé par des produits chimiques utilisés lors de sa fabrication. Le matériel neuf doit être trempé, lavé, rincé et asséché avant d’être utilisé avec les gamètes.
• Un bac en plastique alimentaire muni d’un couvercle peut être utilisé comme une réserve d’eau désinfectée. Le bac comporte une entrée pour l’eau qui provient du système de traitement de l’eau et un trop-plein si le système de désinfection est laissé en marche, lors des opérations.
• Trois autres bacs peuvent s’ajouter pour l’assainissement du matériel. Un premier est utilisé pour le trempage du matériel souillé. Le second contient la
Walter Bertacchi
Figure 6. Une roulotte de chantier sert lors de la reproduction artificielle du touladi dans le Bas-Saint-Laurent.
Walter Bertacchi
Figure 7. Une section « désinfectée » est allouée pour manipuler les gamètes dans la roulotte.
Les deux sections abritées doivent
être séparées par une cloison pour réserve d'eau traitée
assurer la désinfection des œufs
système désinfection d'eau
banc de fraie bac de trempage
génératrice
MS222 réveil bacs iodophore
eau de rinçage
pompe submersible
courant du plan d'eau / vent dominant
œufs g
a m èt es matériel
enclos
femelles enclos
mâles
Figure 8. Un croquis illustrant un site de reproduction artificielle de salmonidés indigènes.
3. La désinfection de l’eau utilisée avec les gamètes et les œufs
Un système de filtration et d’irradiation de l’eau est requis pour diminuer le risque de transfert d’agent pathogène, depuis le site de reproduction artificielle vers la station piscicole. Les exigences habituelles, des stations piscicoles comportent une filtration de l’eau pour retirer les larves de la moule zébrée (Dreissena polymorpha) et de la moule quagga (Dreissena rostriformis bugensis). À cette fin, une filtration à 25 µm ou moins est requise pour retirer les véligères de ces deux espèces. Puis une unité d’irradiation ultraviolette de l’eau (UV), qui fournie une intensité effective de 40 000 µwatts·sec·cm-² qui permet d’inactiver les virus de la septicémie hémorragique virale (VSHV). Les œufs qui proviennent des poissons du bassin versant du Saint-Laurent ou d’un plan d’eau contaminé par le VSHV doivent être durcis dans une solution d’Ovadine®, après l’insémination, au début de la période de gonflement des œufs (MRN-Ontario, 2011).
Par contre, un niveau plus élevé d’irradiation de 330 000 µwatts·sec·cm-² est requis pour inactiver les virus de la nécrose pancréatique infectieuse (Maisse et Dorson, 1982). L’annexe 1 décrit le matériel qui a été utilisé pour monter le système de traitement qui est illustré sur la figure 9. Le UV fourni un niveau d’irradiation de plus de 400 000 µwatts·sec·cm-², lorsque son débit est restreint à 4 litres par minute. La puissance de la lampe ultraviolette de 40 watts bonifie également cette intensité ciblée de 400 000 µwatts·sec·cm-². Un surdosage qui permet de compenser un niveau accru des matières dissoutes ou de la coloration de l’eau sur le site de fraye. L’ajustement du débit d’un UV est estimé par règle de trois à partir des spécifications du fabricant (Turgeon, 2000). Et qui cite qu’un appareil qui irradie à 36 000 µwatts·sec·cm-² à un débit de 7,6 litres par minute, et bien que ce débit pourra être réduit à 0,68 litre par minute, pour obtenir une irradiation de 400 000 µwatts·sec·cm-¹ selon ;
Q x 400 000 = 7,6 x 36 000 Q = 0,68 litre par minute
Les particules et les organismes de plus de 10 µm doivent être préalablement retirés par filtration pour assurer l’irradiation complète de l’eau qui transite dans l’unité UV. À cet effet, quatre cartouches, pour la filtration domestique de l’eau sont prévues et contiennent des filtres de tailles descendantes. Et en fonction des matières dissoutes à retirer, les quatre cartouches peuvent être montées en parallèle ou en série. À titre d’exemple, les filtres de 50, 30, 20 et 5 µm montés en série sont aptes à rendre translucide, l’eau très turbide de la rivière Richelieu.
Selon la configuration du site, une pompe submersible pourra alimenter le système de désinfection de l’eau. Des poteaux métalliques retiennent le boyau, la pompe submersible et sa crépine et la rallonge électrique branchée à la génératrice. Le système de désinfection est adéquatement démarré et l’eau est rejetée durant une dizaine de minutes (Annexe1). L’eau rejetée peut être récupérée pour remplir le bac
d’anesthésie et le bac de réveil. Après cette purge, le système permet de rincer et de remplir les bacs et les cruches isothermes utilisés lors des sessions de fraye. Un bac est utilisé comme réserve d’eau irradiée. Le système peut demeurer en fonction lors des sessions de fraye. Ce qui assure un approvisionnement constant d’eau adéquatement désinfectée.
Sylvain Desloges
Figure 9. Un prototype fabriqué par monsieur Sylvain Desloges, d’un système de désinfection de l’eau recommandé dans le présent document. Le panneau d’instruments se retire du boîtier de transport et est utilisé pour traiter l’eau de la rivière Richelieu, lors de la reproduction artificielle du chevalier cuivré.
Parfois un système de traitement d’eau n’est pas requis, puisque la direction régionale s’approvisionne directement à la station piscicole. Les risques associés à une telle méthode représentent un danger de contamination croisée entre le matériel d’ensemencement utilisé pour transporter l’eau et les oeufs. Cette méthode d’approvisionnement requiert plus de connaissance en microbiologie et d’expertise en assainissement. Un mode d’approvisionnement d’eau qui demeure sous la supervision et l’entière responsabilité du gestionnaire de la station piscicole qui l’autorise.
4. L’assainissement du matériel utilisé avec les gamètes
Comme, pour la désinfection de l’eau, l’assainissement du matériel permet également de réduire la transmission d’agent pathogène du site de reproduction artificielle vers les œufs et vers la station piscicole. Cette section décrit la préparation du matériel qui sera utilisé avec les gamètes. Une description des méthodes pour désinfecter le matériel souillé par les reproducteurs et le matériel de capture. Le Virkon Aquatic®, la Wescodyne® et la Proviodine Solution® sont tous des produits qui possèdent les qualités requises pour désinfecter le matériel utilisé pour la faune aquatique. Avant de procéder à l’assainissement, il faut bien nettoyer les résidus de matières organiques sur le matériel souillé. Le matériel qui comporte des souillures organiques asséchées requiert une période supplémentaire de trempage avant d’être lavé à l’aide d’un détergent approprié et rincé avant l’assainissement. Sur le terrain, l’eau traitée par le système est utilisée à toutes ces étapes.
4.1 L’assainissement du matériel avec une solution de Virkon Aquatic®
Le Virkon Aquatic® possède un large spectre d’interaction, et agit à titre de virucide, de bactéricide et de fongicide. La méthode habituelle pour l’assainissement requiert une immersion de 10 minutes, dans une solution qui contient 1 % p/v de Virkon Aquatic®, par l’addition de 10 grammes du produit par litre d’eau traitée (tableau 1).
Le coût de ce produit pourrait en rebuter certains. Le Virkon Aquatic® est un produit qui se dégraderait rapidement. Une firme de biosécurité, Brandan ltée (Royaume-Uni), propose de disposer d’une solution usée par neutralisation, en la versant sur le sol, au taux de 2 litres de solution 1 % usée par mètre carré de sol. Dans la pratique, cela semble un exercice significatif, que de répandre 100 litres de solution usée sur une superficie de 100 mètres carrés.
4.2 L’assainissement du matériel avec des iodophores
Les iodophores sont des solutions désinfectantes dont la substance active est l’iode et sont utilisables à la température du plan d’eau. La Wescodyne® contient 1,6 % d’iode actif, alors que la Proviodinesolution® ne contient qu’un pour cent. Il faut prendre garde de ne pas induire des effets toxiques en utilisant une version de produit qui renferme un détergent. Les fiches signalétiques de ces deux produits indiquent qu’ils ne contiennent aucun ingrédient dangereux. Ce qui représente un incitatif en matière de santé et sécurité au travail, de sélectionner parmi des produits d’efficacité semblable, celui qui est le moins toxique pour les travailleurs. Tout comme le chlore, l’iode est un excellent antiseptique. L’iode peut également être très toxique pour les poissons et la solution doit être neutralisée avant d’être rejeté. Le thiosulfate de sodium anhydre est additionné
pour neutraliser les solutions usées d’iode. Une solution usée de 100 mg/l d’iode est rapidement neutralisée par l’addition de 100 mg/l de thiosulfate de sodium anhydre.
Une décoloration complète de la solution témoigne de la neutralisation de l’iode. La simplicité de la neutralisation des solutions usées est un autre incitatif en faveur des iodophores.
Une solution d’immersion doit contenir 100 milligrammes oui plus d’iode actif par litre d’eau traitée (I² mg/l). Une durée d’immersion égale ou supérieure à 10 minutes permet d’atteindre le niveau adéquat d’assainissement. La solution contenue dans un bac est disponible lors des opérations de reproduction artificielle. Le boyau du système de traitement d’eau ou un second bac d’eau irradiée facilite le rinçage du matériel après la période d’assainissement.
L’assainissement par vaporisation d’une solution d’iodophore permet de désinfecter les mains, les vêtements et le matériel plus volumineux. La solution de vaporisation contient 250 milligrammes ou plus d’iode actif par litre d’eau traitée (I² mg/l). Pour ce mode d’assainissement, le temps de mouillage complet du matériel est obligatoirement maintenu par la vaporisation des surfaces durant 30 secondes ou plus (tableau 1).
Tableau 1. Les différentes solutions d’assainissement et la durée respective qui doit être respectée par immersion ou par vaporisation.
Solution pour l’immersion de
1,0 % p/v de Virkon Aquatic®
10 grammes de Virkon Aquatic® par litre
d’eau traitée
Immersion d’au moins 10 minutes
Solution pour l’immersion de 100 mg/l iode actif
(I² mg/l)
6,25 ml de Wescodyne® ou
10,00 ml de Proviodine solution® 1 % par litre d’eau traitée
Immersion d’au moins 10 minutes
Solution à vaporiser de 250 mg/l iode actif
(I² mg/l)
15,63 ml de Wescodyne® ou
25,00 ml de Proviodine solution® 1 % par litre d’eau traitée
Avec un vaporasiteur.
Mouillage complet et maintenu d’au moins
30 secondes
Walter Bertacchi
Figure 10. Un bac d’eau de rinçage et un bac de solution d’iodophore sont préparés ici avec de l’eau traitée par une irradiation ultraviolette.
4.3 Une alternative pour le matériel rangé depuis l’an dernier.
Une approche qui facilite l’assainissement pour le matériel qui a été lavé, asséché, emballé et rangé au sec et à l’écart du matériel de terrain contaminé, après la fraye de l’année précédente. Ce matériel de fraye qui n’a pas servi depuis l’année précédente est considéré comme suffisamment désinfecté après près d’un an de dessiccation et d’entreposage au sec. Ce matériel sera utilisé tel quel, à la sortie de son emballage, sur le terrain.
5. L’anesthésie de reproducteurs
Le méthanesulfonate de tricaïne (MS-222 ou TMS ou mésilate de tricaïne) est le seul anesthésique utilisé par balnéation qui est actuellement homologué pour usage vétérinaire au Canada. L’utilisation du MS-222 requiert une période de retrait de 21 jours, des poissons qui ont été anesthésiés, et durant laquelle, ces poissons ne peuvent être consommés. La période de retrait peut toutefois inclure une remise à l’eau immédiate si la pêche de l’espèce anesthésiée est interdite au cours des prochains 21 jours.
Le dosage du MS-222 est ajusté pour que l’anesthésie ou le réveil des spécimens se produisent entre 3 à 4 minutes chacun. Lors d’une nouvelle utilisation, pour un nouveau plan d'eau ou pour une nouvelle lignée, il faut procéder à des tests biologiques sur deux mâles, puis sur deux femelles. Il faut toujours valider l’innocuité et déterminer l’efficacité de la dose sélectionnée qui situe entre 60 et 80 mg/l pour des reproducteurs matures.
La dose appropriée peut varier quelque peu selon l’espèce, sa taille et certains paramètres physico-chimiques de l’eau, dont la température. Le touladi serait reconnu pour nécessiter une concentration élevée de MS-222, tout en ne tolérant qu’une courte exposition. Pourtant, la région de l’Outaouais n’utilise qu’une concentration de 60 mg/l à une température moyenne de l’eau de 12 degrés Celsius (Houde et coll., 2011).
Malgré le fait que des auteurs s’accordent pour indiquer que la molécule, eugénol, qui compose entre 85 et 95 % de l’huile de girofle, soit une alternative sûre au MS-222. Le choix de tout autre anesthésique, non homologué, dont l’huile de girofle et l’eugénol demeurent sous l’unique responsabilité de son utilisateur.
Le Conseil canadien de protection des animaux a de nombreuses lignes directrices et un document qui est spécifique aux anesthésiques pour les poissons ;
http://www.ccac.ca/Documents/Normes/Lignes_directrices/Poissons_Anesthesie.pdf
5.1 Une solution de MS-222 tamponnée avec le bicarbonate de sodium
Le MS-222 tend à acidifier la solution et dont la valeur sera liée au pH initial et à la capacité de tamponner de l’eau utilisée. La lecture du pH permet d’indiquer la quantité requise de bicarbonate de sodium (NaHCO3) que l’on doit additionner afin de compenser pour l’acidification due au MS-222. En l’absence d’un pH-mètre, il est recommandé d’incorporer le double du poids du MS-222 dissous, en bicarbonate de sodium. Le fabricant, Syndel© recommande cette dernière règle dans la majorité des situations. Le tableau 2 reprend cette règle en présentant les résultats des analyses du pH qui ont été effectuées, après l’addition de NaHCO3 à 3 types d’eau de dureté différente (Allen et Harman, 1970).
Tableau 2. Les analyses du pH, pour 3 types d’eau de dureté croissante, pour deux concentrations de MS-222 et pour l’addition de bicarbonate de sodium, NaHCO3 à ces six solutions (Allen et Harman, 1970).
EAU SOLUTION
ANESTHÉSIANTE SOLUTION
ANESTHÉSIANTE
NON TAMPONNÉE TAMPONNÉE
Dureté MS-222 NaHCO3
mg / l pH
mg / l pH
mg / l pH
12 8,0 50 6,5 100 7,4 12 8,0 100 5,7 200 7,3 52 8,2 50 6,6 100 7,3 52 8,2 100 6,1 200 7,2 160 8,4 50 7,4 100 7,6 160 8,4 100 7,0 200 7,5
5.2 Le sel et le Vidalife®, pour optimiser la survie des reproducteurs
L’état de santé des reproducteurs dont le statut est précaire doit être maintenu jusqu’à leur remise à l’eau. Lors de l’anesthésie, il est souhaitable de traiter le stress accumulé depuis la capture, la période de rétention, les manipulations et qui culmine avec l’extraction des gamètes. Le mécanisme du stress entraîne d’importantes pertes osmotiques, notamment par les branchies. Le sel, non iodé, est ajouté aux bacs d’anesthésie et de réveil pour réduire ces pertes osmotiques. Le gros sel à marinade est non iodé, sans additifs et disponible en petite boîte ou encore en poche auprès de certaines coopératives agricoles. Les salmonidés sont généralement rencontrés en eau très douce, ce qui fait que la concentration habituelle de 3 à 5 grammes de NaCl par litre d’eau est encore plus efficace.
Un second produit, le Vidalife® de Syndel est ajouté à l’eau pour protéger la couche de mucus et les branchies des reproducteurs. Ce produit s’utilise au taux de 1 millilitre pour 15 litres d’eau de l’anesthésie et du réveil. Le Vidalife® permet d’induire une mince couche protectrice sur les puises qui auront été immergées dans une solution plus concentrée de 10 ml de Vidalife pour 10 litres d’eau. Quant au Vidalife® concentré, le produit peut être vaporisé directement sur les surfaces de travail ou les planches à mesurer.
5.3 La composition de la solution de l’anesthésie
- MS-222, tricaïne méthanesulfonate, 70 mg/l (60-80 mg/l)
- NaHCO3 bicarbonate de sodium, comme tampon, 150 mg/l ou au double de la quantité du MS-222 dissous
- NaCl ou gros sel (non iodé et sans additif), de 3 à 5 g/l, pour diminuer les pertes osmotiques dues au stress
- Vidalife®, 1ml pour 15 litres d’eau, pour la protection du mucus et des branchies
- L’eau du plan d’eau
5.4 La composition de la solution de réveil et les stades du réveil
- NaCl ou gros sel (non iodé et sans additif), de 3 à 5 g/l, pour diminuer les pertes osmotiques dues au stress
- Vidalife®, 1ml pour 15 litres d’eau, pour la protection du mucus et des branchies
- L’eau du plan d’eau
Le tableau présente les étapes observées lors du réveil des poissons anesthésiés.
Tableau 3. Une description des stades observés, lors de la période de récupération dans le bac de réveil, adapté de Kennedy et coll. (2007).
STADES DE RÉVEIL DES POISSONS
1 Réapparition d’un rythme operculaire.
2 Recouvrement partiel de l'équilibre accompagné de mouvement de nage 3 Recouvrement complet de l'équilibre
4 Réapparition des mouvements de nage de fuite et réaction aux stimuli externes. La réponse comportementale demeure toutefois impassible.
5 Recouvrement total du comportement et de la nage normale, ce qui permet la remise à l’eau du spécimen
5.5 Les stades de l’anesthésie
Le tableau 4 présente une adaptation des étapes qui mènent à l’anesthésie (stade 5) des poissons qui sont utilisés pour la reproduction artificielle.
Tableau 4. Les stades pour l’anesthésie des poissons, adaptés et modifiés de McFarland (1959); Schoettger et Julin (1967); Jolly et coll. (1972); Hikasa et coll.
(1986); Keene et coll. (1998); Iversen et coll. (2003) et Kennedy et coll. (2007).
STADES POUR L’ANESTHÉSIE DES POISSONS
0 Normal Réaction à un stimulus externe, rythme operculaire et tonicité musculaire normale.
1 Sédation légère Faible perte de la réaction aux stimuli visuels ou tactiles externes. Respiration à peine ralentie. Équilibre normal.
2 Sédation profonde Aucune réaction aux stimuli externes, sauf à une forte pression. Légère perte de l’équilibre et du rythme respiratoire. Équilibre normal.
3 Perte partielle de l’équilibre
Le poisson est habituellement ventre en haut, mais peut toujours nager de façon erratique. Tonicité musculaire amoindrie
4¹ Perte totale de l’équilibre
Perte totale de l’équilibre et de la tonicité musculaire.
Le poisson ne peut plus nager, mais répond à une pression du pédoncule caudal. Respiration lente, mais régulière.
5² Perte totale des réflexes
(Anesthésie)
Perte totale des activités réflexes. Aucune réponse ou réponse très atténuée aux stimuli externes forts.
Respiration lente et irrégulière.
Mort Collapsus médullaire Asphyxie et arrêt des mouvements respiratoires. L’arrêt cardiaque suit.
¹ Malgré que le stade 4 soit acceptable pour effectuer des prélèvements des gamètes lors de la reproduction artificielle. Le stade 5 doit être atteint pour un prélèvement de laitance qui sera conservé pour des inséminations différées.
² Si le stade 5 est dépassé ou pour une femelle qui a pondue et qui présente un problème au réveil. Il faut tenter de réanimer manuellement le spécimen dans le bac de réveil. Lorsque les mouvements respiratoires semblent absents. Retenir le pédoncule caudal, puis agiter doucement le spécimen, en va- et-vient pour recréer une légère circulation à la surface des branchies, l’autre main peut-être disposée sous l’abdomen. Puis si le dépassement de la durée de balnéation n’est pas en cause, réduire la dose pour le prochain spécimen.
6. La répartition des tâches
Lors de la reproduction artificielle des salmonidés, il faut compter sur quatre travailleurs, mais préférablement sur cinq, pour effectuer l’ensemble des tâches. De ce nombre, de 1 à 2 employés demeurons assainis et seront alors qualifiés de
« désinfectés ».
Une répartition des tâches, lors de la reproduction artificielle ;
• Deux employés procèdent aux transferts, anesthésies et rinçages des reproducteurs. Selon les besoins régionaux, ils prennent et inscrivent les données biologiques des reproducteurs sur les fiches de terrain avant de procéder aux remises à l’eau.
• Un troisième employé « contaminé » effectue le prélèvement des gamètes et collabore aux tâches des deux employés précédents.
• Le quatrième employé, dit le «désinfecté », est celui qui possède le plus d’expertise de la reproduction des poissons. Il contrôle l’assainissement du matériel. Il supervise le prélèvement des gamètes. Il manipule, mélange et subdivise les gamètes. Il contrôle les étapes de l’insémination des ovules. Il vérifie la qualité des œufs et élimine l’adhésion. Il voit aux rinçages et au suivi du durcissement des œufs des différentes sessions.
• Un cinquième employé secondera le « désinfecté », ce qui n’est pas superflu, vu le nombre et la complexité des tâches provenant de la multitude de croisements à effectuer pour certains plans de reproduction. Il complétera les fiches de terrain.
• Le « désinfecté » assure le nettoyage des œufs. Puis il procède à la préparation des œufs pour le transport et participe au rangement du matériel pour les gamètes
• Ces collègues vont nettoyer, démonter et ranger le matériel « contaminé » de capture, de rétention, d’anesthésie et de fraye, en vue du retour au port d’attache.
7. La reproduction artificielle présentée en 68 étapes
La préparation
1. Fabriquer de la glace avec de l’eau non chlorée de qualité, pour la reproduction artificielle et le transport. Congeler également la glacière utilisée pour transporter cette glace. La congélation des contenants de transport à sec des œufs est également possible.
2. Procéder au trempage et au lavage du matériel neuf, qui entre en contact avec les œufs. Effectuer le lavage et l’assainissement du matériel souillé. Emballer le matériel séché pour le protéger et pour ne pas le souiller sur le terrain.
3. Lors de la période de rétention, les mâles et les femelles sont dans des enclos distincts. Les mâles sont disposés en amont du courant et les deux sexes sont éloignés l’un de l’autre, autant que possible.
4. La qualité des gamètes se dégrade parfois selon la durée de la rétention. Et cibler la période la plus courte est un objectif à atteindre.
5. Un véhicule est utilisé exclusivement pour le transport du matériel « désinfecté » de la reproduction artificielle, l’eau désinfectée pour les gamètes et pour le transport des contenants d’œufs vers la station piscicole. Ce véhicule peut-être muni d’un bac isotherme dans lequel une réserve d’eau désinfectée est conservée pour les besoins de la fraye ou pour le transport vers la station piscicole. Une valve de sortie est localisée au bas de ce bac isolé, et duquel un boyau et une valve facilitent la distribution de cette eau traitée.
6. L’eau des contenants isothermes des oeufs est traitée de préférence le matin. Pour que la température de l’eau soit légèrement inférieure, à celle qui serait puisée à la fin d’une journée ensoleillée. Pour éviter les chocs thermiques, il est recommandé de ne pas tolérer d’écarts de température qui dépasse 2 °C lors des différents changements d’eau. Autrement la durée du changement d’eau sera prolongée par des paliers de 2 °C.
7. Sur le site de fraye, un abri, des bâches protègent une zone dite « désinfectée » et qui doit le demeurer. Une zone à l’écart du matériel et des employés qui sont souillés par les reproducteurs et le matériel associé. Les gamètes y sont manipulés en sécurité et à l’abri des éclaboussures et de la lumière vive du ciel.
8. Le système de désinfection de l’eau comprend le pompage, la filtration, l’irradiation avec UV et une réserve dans un bac recouvert pour approvisionner les opérations de reproduction artificielle. Le système pour la désinfection de l’eau est mis en
opération et l’eau est rejetée pendant une dizaine de minutes. L’eau traitée est utilisée avec tout ce qui entre en contact avec les gamètes. Pour remplir le réservoir, les bacs, les cruches isothermes de 23 litres, pour rincer, durcir et transporter les œufs. Un robinet sur le boyau d’eau traitée permet de rincer le matériel souillé et le matériel désinfecté.
9. Pour ceux qui choisissent d’optimiser le taux d’insémination, à l’étape 48, ou qui veulent effectuer le rinçage rapide d’ovules contaminés. Le dilueur d’insémination est préparé avec de l’eau traitée et la solution est maintenue à la température du plan d’eau (la température des gamètes) en vue de l’étape 48.
10. Un toit protège les gamètes de la contamination, des intempéries et de la lumière du ciel.
L’assainissement du matériel
11. Lors des opérations, une certaine discipline est requise pour ne pas contaminer et pour maintenir le matériel et les mains souillés à l’écart de la réserve d’eau traitée et du matériel qui est alloué aux gamètes.
12. Il faut éviter de laisser sécher le matériel souillé par de la matière organique. Car cette contamination asséchée ne peut être simplement rincée.
13. Le matériel souillé requiert une attention immédiate et est immergé dans un bac prévu à cet effet. Ou subit un rinçage, sous le robinet d’eau traité, avant de procéder à son assainissement.
14. La méthode habituelle d’assainissement utilise une immersion de 10 minutes ou plus dans une solution qui contient 100 mg/l ou plus d’iode actif. Pour le matériel plus volumineux, les vêtements et les mains, la vaporisation d’une solution de 250 mg/l ou plus d’iode actif est indiquée et il faut maintenir les surfaces entièrement mouillées durant au moins 30 secondes.
L’anesthésie
15. Au laboratoire, pré pesé le MS-222, le bicarbonate de sodium et le sel, dans des flacons étanches. La concentration suggérée est de 70 milligrammes de MS-222 par litre, mais pourrait varier entre 60 et 80 mg/l.
16. À l’aide d’un crayon-feutre indélébile, tracer les lignes de niveau des solutions sur les parois des bacs et y inscrire le (s) volume (s) correspondant. Deux bacs pouvant
17. Un espace a été aménagé pour y effectuer l’anesthésie et le réveil des reproducteurs. Afin de réduire le réchauffement, les bacs de solution peuvent être protégés des rayons du soleil. Par contre, l’interaction qui existe entre l’eau de mer, le soleil et le MS-222 est moins préoccupante avec l’eau douce.
18. L’ajout du MS-222 acidifie la solution du bac d’anesthésie. Verser 150 mg/l de bicarbonate de sodium pour tamponner la solution. Plus précisément, vous utiliserez le double la de la quantité totale de MS-222 qui a été diluée. Pour réduire les effets du stress, additionner de 3 à 5 grammes de sel, par litre d’eau et 1 ml de Vidalife® par 15 litres d’eau.
19. Un système pour diffuser l’oxygène d’une bobonne ou un compresseur pour fournir l’air comprimé est fonctionnel et maintient le taux de saturation de l’oxygène de l’eau des 2 bacs.
Walter Bertacchi
Figure 11. Le bac d’anesthésie, le système de diffusion d’oxygène et le bac de réveil sont fonctionnels.
20. De 3 à 4 minutes sont requis pour entraîner la perte du tonus musculaire, les stades 4 et 5 de l’anesthésie (tableau 4). Anesthésier les reproducteurs au stade 4 et de préférence au stade 5 pour limiter la perte de gamète, les blessures et pour l’insémination différée.
21. Pour les nouveaux utilisateurs du MS-222, pour les nouvelles lignées ou pour un nouveau plan d’eau, procéder à des tests biologiques. Commencer avec une solution de 70 milligrammes de MS-222 par litre d’eau. Anesthésier consécutivement 2 mâles, puis 2 femelles. Pour le premier spécimen, le stade 4 puis 5 devrait être atteint en 3 à 4 minutes. Puis confirmer un réveil en moins de 5 minutes ou d’environ 3 à 4 minutes. Augmenter le temps de balnéation du second spécimen, en le laissant dans le MS-222, de 10 à 15 minutes supplémentaires après l’atteinte des stades 4 et 5. Puis procéder à son réveil.
22. Augmenter la dose initiale lorsque le stade 5 n’est pas atteint après 4-5 minutes d’immersion. Hausser la dose par palier d’environ 10 mg/l de MS-222.
23. Réduire la dose lorsque l’anesthésie (stade 5) est trop rapide. Additionner de l’eau supplémentaire et par palier qui n’excède pas 10 % du volume initial de la solution anesthésiante. Une réduction ou une limitation de la durée de balnéation peut également atténuer les réveils ardus.
24. Les résidus de MS-222 à la surface des reproducteurs sont rincés. Simplement par l’immersion et le retrait du plan d’eau, d’un seul mouvement constant, de la puise et du spécimen.
Le prélèvement des gamètes
25. Les croisements de gamètes pour produire le nombre d’œufs requis pour le plan de production sont pré déterminé avant le début de la reproduction artificielle. Ces croisements sont ajustés selon le niveau de maturation sexuelle des captures, leurs nombres, leurs tailles et le rapport des sexes.
26. Les reproducteurs sont toujours manipulés de manière à réduire la perte des gamètes, sois en maintenant le pédoncule caudal vers le haut lors de toutes les manipulations. Et d’atteindre le stade de l’anesthésie est également primordial pour réduire les pertes associées à un spécimen qui se débat lors du prélèvement.
27. Les employés qui manipulent les reproducteurs ou qui extraient les gamètes évitent d’entrer en contact avec le plat de fraye, les gamètes, ou le matériel de la section désinfectée.
28. Il faut éviter que l’eau et les souillures entrent en contact avec les gamètes. Et qu’un ou deux autres employés soient assignés exclusivement aux manipulations entourant les gamètes et le matériel désinfecté.
29. Les feuilles d’essuie-tout permettent d’éponger les reproducteurs avant le
nageoires, sans oublier les mains de l’employé qui procède au prélèvement. La main gauche du « préleveur » maintient le pédoncule caudal vers le haut, avant l’extraction. Puis la tête et l’abdomen du reproducteur sont alors maintenus entre l’avant-bras droit, le ventre, puis la cuisse droite de l’employé.
30. La queue est lentement abaissée en direction du plat de fraye qui est toujours légèrement maintenu en retrait. Pour ne pas recueillir un surplus de liquide ovarien, parfois associé à des coquilles et à des ovules qui sont post ovulé ou rompues. En poursuivant l’abaissement de la queue, le flot d’ovules sains débute parfois rapidement et sans pression et s’écoule librement dans le plat de fraye.
31. Pour extraire la totalité des ovules, une pression abdominale avec le pouce droit est requise et débute entre les nageoires pectorales et se dirige jusqu’entre les nageoires pelviennes. Par la suite, la queue de la femelle est repositionnée vers le haut, à la perpendiculaire. Et un mouvement ondulatoire est appliqué au poisson pour favoriser une descente vers le pore urogénital des ovules résiduels. La queue est de nouveau abaissée et ces ovules sont expulsés par pression abdominale.
Refaire au besoin, afin d’extraire l’ensemble des ovules.
32. En aucune circonstance, il ne faut forcer l’extraction d’une femelle dont les ovules ne s’écoulent pas ou dont la paroi abdominale ne semble pas complètement ramollie. Seulement une pression abdominale raisonnable sera utilisée pour valider l’ovulation.
33. Une paroi abdominale qui est entièrement ramollie représente la principale caractéristique d’une femelle en ovulation. L’absence d’écoulement d’ovules, dans ce cas, peut se résoudre par quelques pincements, du pouce et de l’index, au niveau du pore urogénital, pour débloquer l’orifice. Des débris de membrane provenant de la résorption d’ovules de l’année précédente forment parfois un amas qui bouche l’ouverture du pore urogénital.
34. Il faut tenter d’éviter de contaminer le plat de fraye et les ovules, avec de l’eau, du limon, des éclaboussures ou avec la pluie. Le plat de fraye ne doit pas recevoir plus d’un litre d’ovules. Le nombre de femelles pour produire un plat d’ovules varie selon la taille et l’espèce. Et l’employé désinfecté conseille celui qui procède à l’extraction des gamètes.
35. Il n’y a aucune urgence à inséminer des ovules. Aussi longtemps qu’ils ne subissent pas d’écart thermique important, de risque de gel ou que ces ovules sont fortement contaminés par l’eau lors du prélèvement.
36. Le plat d’ovules est transféré dans la zone décontaminée. Une contamination importante des ovules par l’eau est rapidement neutralisée par un rinçage et un déversement rapide, de dilueur d’insémination tempéré au plan d’eau.
37. Muni d’un gant jetable, maintenir la main comme si vous aviez une balle, sous la paume, puis descendre les doigts entrouverts jusqu’au fond et les y maintenir constamment, pour mélanger les ovules. Toujours maintenir les doigts en contact avec le fond du plat pour ne pas endommager d’ovules.
38. Incliner un bécher de pharmacien d’un litre, avec graduation de 20 ml. Puis verser les ovules lentement, afin de réduire les chocs. Laisser décanter, puis noter le volume total d’ovules.
39. Verser tout surplus de liquide ovarien. Puis procéder à la subdivision des ovules, à l’aide d’un cylindre gradué de taille appropriée et en verre, en autant de lots de volumes égaux que de mâles qui seront utilisés pour féconder lors de cette session.
Un cylindre en plastique favorise l’adhésion des œufs, à sa surface.
40. Verser chaque lot d’ovules dans un plat individuel en vue de l’insémination. Les plats de fécondation d’un volume de 500 à 1000 ml sont en polyéthylène alimentaire, avec un fond plat de bonne superficie.
41. Une superficie accrue du fond du plat d’insémination réduit la hauteur de la colonne d’ovules présente dans le plat. Ce qui favorise une hausse du taux de fécondation de plusieurs espèces. Les plats de fécondation sont disponibles en quantité suffisante, car un plat est requis pour chacun des lots d’ovules et du mâle qui y est associé.
42. Les plats permettent d’y effectuer un pré rinçage rapide avant l’heure de durcissement. Si les plats de fécondation n’ont pas un volume suffisant, un seau supplémentaire d’une dizaine de litres reçoit le contenu de chacun des plats de fécondation. Ce qui permet d’effectuer le pré rinçage simultané, des fluides biologiques de tous les lots d’une session d’insémination.
Méthode alternative de l’étape 30, pour l’insémination différé (la section 11 de ce rapport).
Pour l’insémination différée, la laitance des mâles sera prélevée et réfrigérée avant de débuter l’extraction des ovules. La laitance pourrait être prélevée directement dans des tubes de 50 ml. L’on également y ajouter deux parts de dilueur. L’air dans le tube est remplacé par de l’oxygène. Puis mélanger soigneusement en renversant doucement le tube à plusieurs reprises. Les tubes sont déposés dans un support métallique qui repose au fond d’une glacière qui contient un mélange à parts égales de glace et d’eau.
L’insémination artificielle
43. Pour ne pas échapper la laitance, lors de toutes les manipulations, la tête du mâle est maintenue vers le bas, et la queue vers le haut.
44. Procéder à l’anesthésie.
45. Le mâle est d’abord rincé dans le plan d’eau, puis est soigneusement épongé.
Abaisser légèrement la queue et effectuer quelques pincements au niveau du pore urogénital pour tenter de soutirer l’urine et la laitance moins opaque qui contient de l’urine. Abaisser encore plus et répéter ce manège, vers le plat d’ovules qui est maintenu légèrement à l’écart. La laitance de qualité est blanche et opaque.
N’inséminer qu’un seul lot (plat d’insémination) de mélange d’ovules avec la laitance de ce mâle.
46. S’il n’y a qu’un seul employé décontaminé, compléter les étapes de la fécondation de ce lot, jusqu’à l’étape 50, avant d’inséminer le prochain lot.
47. Dès que le sperme entre en contact avec les ovules, il ne faut pas tarder à compléter les étapes suivantes. Une attitude pro active est requise pour optimiser les résultats et pour effectuer promptement et pour chronométrer les étapes 47 à 50.
48. Le plat est immédiatement pivoté, avec un mouvement circulaire pour bien mélanger les gamètes. Et il verse promptement une faible quantité d’eau qui correspond à environ 50 % du volume des œufs présents dans le plat. Il remue en faisant pivoter le plat d’œufs durant 15 secondes.
Une méthode alternative d’insémination : L’utilisation du dilueur d’insémination à l’étape 48.
Pour prolonger la durée de la motilité, l’on peut remplacer l’eau qui est utilisée à l’étape 48, par le dilueur d’insémination. Dans le même rapport, d’un volume de dilueur d’insémination, pour 2 volumes d’ovules. En fait, c’est une quantité de dilueur qui permet à peine de recouvrir les ovules, pas plus. Verser le dilueur d’insémination sur les ovules. Extraire la laitance. Faire pivoter le plat 15 secondes.
49. Puis ajouter un nouveau volume d’eau supplémentaire qui équivaut à celui déjà présent dans le plat. Mélanger, puis remuer à quelques occasions, en pivotant le plat, lors des prochaines 90 secondes.
50. Pour rincer rapidement les œufs, remplir le plat de fécondation avec de l’eau neuve irradiée. Puis incliner immédiatement le plat de fécondation pour verser rapidement
par terre, l’eau souillée par les fluides sexuels. Ne répéter cette opération, qu’uniquement si les œufs sont toujours fortement souillés.
51. Verser les œufs rincés dans la cruche isotherme d’eau traitée et retourner à l’étape 45, pour inséminer le prochain plat d’ovules avec un autre mâle. Toutefois, deux ou trois employés désinfectés accélèrent le processus par l’insémination simultanée de l’ensemble des plats d’ovules.
52. Les plats souillés sont immergés dans un bac de trempage ou rincé immédiatement avec l’eau irradiée.
53. Si l’on doit réutiliser des plats de fécondation, les immerger un minimum de 10 minutes dans la solution d’iodophore. Rincer cette solution avec soins. Toujours éponger et assécher avec des feuilles d’essuie-tout avant de réutiliser.
Le durcissement
54. Tous les lots d’oeufs d’une même session sont versés dans la même cruche isotherme à large ouverture pour y durcir. Des modifications auront été apportées pour sécuriser le robinet de distribution d’eau, afin d’éviter tout déversement accidentel du contenu par la valve de ces cruches.
55. Les œufs sont particulièrement fragiles lors des 30 premières minutes de durcissement. Les manipulations sont alors limitées à remuer doucement les œufs aux 10 minutes et uniquement pour s’assurer qu’il y a aucune d’adhésion entre les oeufs.
56. Toutefois si de l’adhésion est constatée, il faut immédiatement faire tournoyer, puis défaire les amas d’œufs avec les doigts. Des longs gants jetables d’insémination bovine facilitent cette opération. En l’absence d’intervention, une « crêpe d’oeufs » peut se former au fond du contenant et engendre un fort taux de mortalité.
57. Laisser durcir 1 heure avant d’effectuer un remplacement de l’eau des oeufs. Puis poursuivre le durcissement pour une deuxième heure.
58. Après la seconde heure de durcissement, effectuer plusieurs déversements rapides et successifs avec de l’eau traitée pour nettoyer à fond les œufs par des rinçages.
Les coquilles et les œufs morts ont une flottabilité accrue et seront facilement expulsés lors des remplacements rapides d’eau.
Le transport des œufs
59. Laisser toujours durcir un minimum de 2 heures, avant de transporter les œufs.
Vous pouvez utiliser les cruches isothermes, si la durée totale du trajet, entre le changement d’eau au départ du site de reproduction artificielle et la livraison à la station piscicole n’excède pas 6 heures.
60. Immédiatement avant le départ du site de fraye, il faut remplacer l’eau usée, par de l’eau neuve traitée.
UNE INNOVATION POUR FACILITER LES MANIPULATIONS ET LE TRANSPORT DES ŒUFS
Gaston Trépanier
Dans le but de simplifier, de faciliter et de sécuriser les manipulations des œufs, la Direction régionale de l’Abitibi–Témiscamingue a développé un tamis qui supporte les œufs au dessus du fond de cette cruche isotherme. Le tamis s’insère dans un support rigide qui peut être relevé doucement pour vérifier la qualité lors du durcissement ou pour rapidement changer les œufs de cruche isotherme lors du transport, évitant ainsi d’avoir des changements d’eau à effectuer.
Pour toute information supplémentaire, vous pouvez communiquer avec monsieur Gaston Trépanier au 819-763-3388 au poste 282.
61. Pour ce mode de transport, l’on doit s’assurer de disposer d’un approvisionnement minimal, d’une cruche pleine d’eau neuve traitée pour chacune des cruches d’œufs qui sera transportée.
62. En avion et pour un trajet routier qui excède 6 heures, il faut utiliser le transport à sec des oeufs, sur claies et coton à fromage, une méthode décrite à la section 8 du présent document.
63. Avant le départ, des mesures sont prises pour éviter que les œufs soient bousculés lors des mouvements brusques dus à la chaussée ou au freinage. Les contenants d’œufs sont sécurisés et transportés de préférence au centre du véhicule où les secousses sont amoindries. La position verticale des contenants d’œufs est assurée par des tendeurs et des toiles.
64. Pour maintenir la qualité des œufs durant le transport, il faut éviter la contamination croisée avec le matériel de terrain contaminé ou non désinfecté
65. Après 2 heures de transport, effectuer un arrêt pour vérifier la qualité de l’eau et des oeufs. Verser une portion de l’eau usée. Remplacer par de l’eau neuve traitée.
66. Au début du remplissage, atténuer l’intensité du tournoiement initial des oeufs, en inclinant la cruche d’œufs. Ce tournoiement se résorbe très rapidement aussitôt que le niveau remonte.
67. Lors du premier arrêt, en la présence de mauvaise qualité des œufs, de température ambiante élevée ou d’une détérioration de la qualité de l’eau dans une cruche. Il faut répéter les prochains arrêts après un maximum de 2 heures, pour remplacer autant d’eau des cruches isothermes que votre réserve le permet.
La livraison des œufs
68. À l’arrivée à la station piscicole, le personnel prend en charge la désinfection des œufs. Car avant d’accéder aux tiroirs des incubateurs de la station, les œufs devront être immergés durant une dizaine de minutes, dans une solution désinfectante d’Ovadine © qui contient habituellement 100 milligrammes d’iode actif par litre d’eau.
8. Le transport des œufs de salmonidés avec la méthode sèche
Le Québec est un immense territoire et le transport des œufs des salmonidés par la méthode sèche est à privilégier dès que la durée totale d’un déplacement routier excède six heures. La distance et l’isolement de certains sites de reproduction artificielle, peuvent même exiger d’effectuer un transport aérien. Et lorsque les œufs sont transportés dans des cruches isothermes, une réserve d’eau neuve supplémentaire est requise pour effectuer des remplacements de l’eau usée et de préférence aux deux heures lors du trajet.
Pour le transport à sec, des boîtes de transport isotherme contiennent des claies en mousse de styrène perforé et conçu pour y disposer les œufs et sont disponibles auprès de commerce spécialisé. Il est recommandé d’utiliser des boîtes de transport neuves pour ne pas transférer des agents pathogènes. Des claies artisanales peuvent aussi être fabriquées sur mesure, pour s’insérer dans des boîtes de carton dont les parois sont doublées de panneau de mousse de styrène. Une claie de 300 x 300 x 35 millimètres peut aisément recevoir un litre d’œufs, ainsi que le tissu de coton à fromage pour les retenir. Une claie artisanale se compose d’un léger cadre en bois, d’au plus 1 cm d’épaisseur par 3-4 cm de hauteur. Le fond de la claie supporte les œufs, grâce à un grillage pour moustiquaire en fibre synthétique. Le grillage est serré et agrafé fermement, puis est taillé à la forme du fond de la claie. La taille et le nombre de claies sont adaptés et ajustés aux formats du contenant isotherme ou de la boîte de carton munie de ses panneaux ajustés de mousse styrène. Un sac en plastique est inséré à l’intérieur de la boîte et retient l’eau qui s’écoule des claies.
8.1 Les étapes d’emballage à sec des oeufs
- Produire une réserve de glace, à partir d’eau de qualité, non chlorée. Une glacière contient les sacs de glace et a été conservée au congélateur. Il est préférable d’également conserver les boîtes et les claies de transport des œufs au congélateur avant d’effectuer la fraye.
- Des sections de coton à fromage sont taillées pour bien retenir, contenir et recouvrir les œufs des claies.
- Les œufs ont été rincés après 1 heure de durcissement et après la seconde heure, les œufs ont été nettoyés par des rinçages successifs et rapides.
- Casser la glace en morceaux en fracassant le sac sur un objet solide.
L’utilisation de glace très froide qui provient directement de la congélation et qui est sèche et colle aux doigts pose un sérieux risque de gel, pour les œufs de la claie adjacente. Une erreur, parfois fatale qu’il est facile de
corriger en humidifiant les morceaux de glace qui sont rapidement plongés dans de l’eau glacée à l’aide d’une passoire.
- Avant de procéder à l’emballage, si la température de l’eau est trop élevée, des morceaux de glace sont déposés graduellement dans la cruche isotherme, pour abaisser lentement la température des œufs durcis à 7 °C. Malgré qu’il soit préférable de maintenir des œufs entre 2 et 5 °C durant le transport. Pour obtenir un développement embryonnaire optimal, la température des œufs des salmonidés ne doit pas excéder 7 °C.
- Lorsque les œufs sont refroidis, la mise en boîte doit s’effectuer promptement, afin de maintenir la chaîne de froid. Déposer un sac plastique à l’intérieur de la boîte, puis une première claie munie d’un coton à fromage. Mettre la glace humidifiée et égouttée, puis rabattre le coton.
Walter Bertacchi
Figure 12. Une première claie avec des œufs qui sont sécurisés à l’aide de coton à fromage. Une claie remplie de glace humidifiée est présente au fond de ce contenant isotherme de transport.
- Sur une surface rigide grillagée ou perforée qui favorise l’égouttement rapide des claies. Plonger la section de coton à fromage dans l’eau
à l’extérieur, sur chacun des côtés, pour recouvrir les œufs qui y seront versés.
- Utiliser un bécher de pharmacien d’un litre, avec graduation au 20 ml, pour connaître le volume d’œufs. Laisser décanter les oeufs. Puis ajuster la quantité, si l’on désire un volume exact.
- Verser les œufs dans la claie. Puis rabattre chacun des côtés du coton à fromage pour recouvrir et pour sécuriser les œufs dans la claie. Si les œufs ne semblent pas adéquatement recouverts. Mouiller et utiliser une seconde section de tissus, afin de bien sécuriser les œufs.
- Ne jamais surcharger une claie, les œufs du dessous risqueraient d’être comprimés ou écrasés. Une règle est de ne pas charger une claie à plus de la moitié de son volume. Une claie artisanale, de 30 x 30 x 4 centimètres, possède un volume d’environ 3 litres. Ce qui est amplement suffisant pour un litre d’œufs et le tissu utilisé.
- Déposer la claie d’oeufs dans le contenant isotherme. Et poursuivre avec les autres claies.
- Terminer un contenant, en déposant sur le dessus, une claie vide avec coton à fromage humecté et remplir de glace humidifiée.
- Refermer promptement le sac de plastique et la boîte à l’aide de ruban adhésif pour augmenter la valeur thermique et pour éviter une ouverture accidentelle, en cas de versement.
- Sécuriser, recouvrir et entourer soigneusement les contenants d’oeufs dans le véhicule de transport. Recouvrir les contenants d’oeufs, pour réduire les risques de gel et l’exposition aux températures ambiantes élevées durant le transport. Acheminer rapidement à la station piscicole gouvernementale.
- Peu importe, les raisons, le personnel ou le véhicule, les contenants d’œufs doivent obligatoirement être livrés à la station piscicole dans un délai de 24 heures. À 48 heures suivant l’insémination, les œufs ne supportent plus les chocs qui proviennent des manipulations que doit exécuter le personnel de la station piscicole avant que débute l’incubation.
Walter Bertacchi
Figure 13. Des œufs de touladi sont disposés dans des claies artisanales, en vue du transport par méthode sèche.
