Le dilueur d’insémination pour salmonidé

L’utilisation du dilueur d’insémination permet de réduire la rapidité de la désorganisation du flagelle et l’éclatement de la membrane plasmatique des spermatozoïdes qui survient après l’activation avec de l’eau de la laitance fraîche. Le dilueur d’insémination prolonge ainsi la période de motilité des spermatozoïdes des salmonidés lors des inséminations avec de la laitance fraîche. La réaction corticale des ovules est également ralentie par le dilueur d’insémination. Ce qui signifie, que la période durant les ovules sont féconds s’en trouve prolongé. Le dilueur d’insémination permet aussi d’optimiser la distribution d’un volume réduit de laitance avant de déclencher la fécondation.

Pour plusieurs auteurs, dont Wipf et coll. 2011, l’effet positif, de la présence de liquide ovarien (coelomique) est plutôt imprévisible. Et il semble donc préférable d’en soutirer tout surplus, avant l’insémination. L’abondance du liquide ovarien augmente les probabilités que la présence de substances et de débris d’ovules rompus puissent abaisser le pH lors de l’insémination ou empêcher l’insémination d’une portion des ovules en bloquant leur micropyle (Billard 1992 ; Dietrich et coll. 2007). Le dilueur d’insémination permet d’effectuer un rinçage rapide des ovules contaminés. Puis la quantité résiduelle de dilueur autour es ovules ne peut que favoriser leur insémination.

Le dilueur d’insémination des salmonidés est une solution simple à produire sur le terrain et ce qui assure la fraîcheur et la conformité des paramètres physico-chimiques pour la lignée visée. Le dilueur d’insémination est fabriqué avec l’eau traitée du plan d’eau qui est additionnée de 10 grammes de bicarbonate de sodium par litre d’eau. La

additionné dans un rapport d’un volume de dilueur pour 2 volumes d’ovules. Un rapport de 1 : 2 est également utilisé pour d’autres espèces, dont la carpe (Saad et Billard 1987). En fait, c’est une quantité de la solution qui permet à peine de recouvrir les ovules, pas plus, sinon l’on risque d’obtenir l’effet inverse. La laitance est additionnée puis le contenant est pivoté afin de mélanger les gamètes. Le dilueur permet de distribuer les spermatozoïdes autour des ovules à une pression osmotique 250-300 mosmol/kg. Et la pression osmotique chute autour de 125-150 mosmol/kg après l’ajout d’un volume d’eau supplémentaire et qui déclenche une pleine motilité qui est prolongée par les bicarbonates et un pH plus élevé.

11.6 La fabrication de quatre dilueurs pour salmonidé

En 2013 et en 2014, des analyses et des ajustements du pH et de la pression osmotique (osmolalité) ont été effectués en laboratoire sur certains dilueurs utilisés pour les salmonidés. Une sélection de quatre solutions a été reproduite en laboratoire. Le tableau 5 indique la composition des quatre dilueurs et fournit les résultats obtenus après des analyses et des ajustements aux ingrédients pour obtenir le pH et l’osmolalité visés.

La première solution est un dilueur de laitance qui est de type Cortland. Mais l’importante quantité de potassium caractérise toutefois cette solution qui a été reproduite en laboratoire, qui inclut les modifications effectuées par Baynes, 1999. L’on est en droit de redouter que la concentration résiduelle du potassium après la dilution avec l’eau puisse interférer lors de l’insémination, sur le niveau de motilité des spermatozoïdes. Ce dilueur « de Baynes » est fabriqué en 2 solutions qui doivent être congelées séparément. Ce qui évite une précipitation du calcium lors de la décongélation. La première solution (A) pourrait toujours être réfrigérée pour une certaine période. Par contre, la seconde solution (B) contient du glucose et doit être congelée immédiatement pour en assurer la qualité et pour prévenir la croissance d’organisme indésirable. Le dilueur est préparé en mélangeant 4 parties de la première solution, A, à une partie de la seconde solution, B. Et ce mélange devrait avoir une pression osmotique autour de 270 mosmol.kg^-1. Un pH-mètre a indiqué que l’addition d’environ 150 gouttes d’une solution de NaOH 0,5 N (2 g NaOH par 100 ml) aux 1250 ml des 2 solutions de Baynes permet d’obtenir un pH de 8,20.

La pression osmotique de la solution originale du dilueur de Cortland (Phillips et coll.

1957; Wolf 1963) proviens principalement de la présence du NaCl et non du chlorure de potassium qui est utilisé par Baynes, 1999. Et la seconde solution au tableau 5 est similaire au dilueur Cortland original. Une solution qui a été utilisée pour diluer et immobiliser les spermatozoïdes de touladi avant le comptage sur un hématimètre (Johnson et coll. 2013). Les analyses en laboratoire en 2014 de ce dilueur sont inscrites au tableau 5. Il est plausible de ne penser que lors de l’insémination, que ce dilueur de laitance puisse fournir un niveau de motilité qui est globalement supérieur au dilueur de

Baynes, 1999. Et obtenir une meilleure viabilité à moyen terme, des spermatozoïdes réfrigérés que ceux qui seraient conservés dans un dilueur d’immobilisation.

Sans en mentionner la raison, le chlorure de calcium a été retiré du dilueur par Johnson et coll. 2013. Toutefois, depuis 2006, le retrait du chlorure de calcium est devenu routinier pour les nombreux dilueurs fabriqués pour la reproduction artificielle du chevalier cuivré (Moxostoma hubsii). Le retrait du chlorure de calcium, combiné aux ajustements du pH et de l’osmolalité, des dilueurs pour le chevalier cuivré a permis de résoudre un syndrome de forte d’agglutination très hâtive de la laitance diluée ou non.

Et ce qui fut le point culminant, qui permit d’atteindre les objectifs du plan de reproduction de cette espèce. Et la réduction du nombre des prélèvements de laitance qui en découle assure un meilleur maintien de l’état de santé des mâles, lors de leur remise à l’eau.

Le dilueur d’immobilisation des spermatozoïdes est un autre type de solution qui est utilisé sur le terrain pour conserver à très court terme de la laitance contaminée ou non.

Le dilueur d’immobilisation est fabriqué sur le terrain avec un litre d’eau traitée du plan d’eau et 10 grammes pré pesés de chlorure de potassium. Le dilueur d’immobilisation au tableau 5, a été produit en 2013, avec l’eau d’un lac de pH de 7,5 ce qui a donné une solution d’un pH final de 8,0 et d’une pression osmotique de 237 mosmol/kg. Un dilueur qui porte toutefois la même mise en garde que pour le dilueur de Baynes quant à d’éventuelles interactions de la concentration résiduelle de potassium lors du processus d’insémination.

Pour la dernière solution du tableau 5, le dilueur d’insémination permet de mieux distribuer et d’accroître la période au cours de laquelle les spermatozoïdes provenant de la laitance fraîche sont motiles. Le dilueur d’insémination est également fabriqué sur le terrain, par l’addition de 10 grammes pré pesés de bicarbonate de sodium à un litre d’eau traitée. L’eau d’aqueduc de 7,5 unités de pH qui provenait du lac Saint-Charles a permis de fabriquer une solution en laboratoire, d’un pH final de 8,25 unités et d’une pression osmotique de 204 mosmol/kg.

Tableau 5. Les paramètres et les ingrédients de quatre dilueurs selon les résultats qui ont été obtenus en laboratoire en 2013 et en 2014 pour des titrages et des analyses du pH et de l’osmolalité.

Dilueur de laitance Dilueur Immobilisation

Dilueur Insémination

Type dilueur Cortland Potassium

Bicarbonate

Osmolalité mosmols/kg 271 276 237 204

pH initial solution (19 °C) 6,97 6,96 7,51² 7,51²

¹ Eau désionisée 33-34 mosmol/kg

2 Eau de l’aqueduc (provenant du lac St-Charles, pH de 7,51 et 33 mosmol/kg

Paul Grondin

Figure 22. Les appareils et le matériel utilisés pour le développement et la fabrication des dilueurs. À gauche, une balance analytique et les différents produits chimiques qui composent un dilueur. Au centre un agitateur magnétique, un cylindre gradué 1000 ml ainsi qu’un pH-mètre. Et à droite, un osmomètre Wescor^© 5520 et son matériel dédié pour les analyses de la pression osmotique.

Nathalie Vachon

Figure 23. Un titrage est utilisé pour obtenir l’unité de pH souhaité. L’électrode du pH-mètre et sa sonde de température sont en arrière-plan du compte-goutte qui déverse la solution de NaOH 0,5 N. Et une valeur précise de l’osmolalité de la solution est

Références citées

ALLEN, J.L., and P.D. HARMAN. 1970. Control of pH in MS-222 anesthetic solutions.The Progressive Fish-Culturist. 32(2): 100.

BAYNES, S. 1999. Fertilisation procedures for use in all-female brood production.

CEFAS. Conwy Laboratory, Conwy, North Wales, Trout News 28: 23-25.

BILLARD, R. 1992. Reproduction in rainbow trout : sex differentiation, dynamics of gametogenesis, biology and preservation of gametes. Aquaculture 100(1-3):

263-298.

BILLARD, R. et B. JALLABERT. 1974. Insémination artificielle de la truite (Salmo gairdneri Richardson). Ann. Biol. anim. Bioch. Biophys. 14(4A): 601-610.

BERNATCHEZ, L. 2004. Considérations génétiques et protocole de reproduction relatifs au plan de rétablissement du chevalier cuivré (Moxostoma hubsii). Étude réalisée pour le compte du ministère des Ressources naturelles, de la Faune et des Parcs, direction de l’aménagement de la faune de Montréal, de Laval et de la Montérégie, Longueuil et Pêches et Océans Canada, région du Québec, Rapport technique 16-22, viii + 38 p.

BERNATCHEZ, L. 2009. Plan de reproduction du saumon atlantique : Stratégie de compromis entre considérations génétiques et démographiques. Étude réalisée pour le compte du ministère des Ressources naturelles et de la Faune, Direction de l’expertise sur la faune et ses habitats, 40 p.

BUSACK, C. and C.M. KNUDSEN. 2007. Using factorial mating designs to increase the effective number of breeders in fish hatcheries. Aquaculture 273: 24-32.

CAMPTON, D.E. 2004. Sperm competition in salmon hatcheries : The need to institutionalize genetically benign spawning protocols. Transactions of the

American Fisheries Society. 133(5): 1277-1289.

CIERESZKO, A., G.J. DIETRICH, M.A. DIETRICH, J. NYNCA, H. HUZMINSKY, S.

DOBOSZ et J. GRUDNIEWSKA. 2010. Effects of pH on sperm motility in several Salmoniformes species : Onchorhynchus mykiss, Salvelinus fontinalis, Salmo trutta and Thymallus thymallus. Journal of Applied Ichthyology. 26: 665-667.

COSSON, M.-P., J. COSSON, F. ANDRE et R. BILLARD. 1995. cAPMP /ATP relationship in the activation of trout sperm motility: their interaction in membrane-derived models and in live spermatozoa. Cell Motility and the Cytoskeleton.

31: 159-176.

DIETRICH, G.J., M. WOJTCZAK, M. SLOWINSKA, S. DOBOSZ, H. KUZMINSKI and A.

CIERESZKO. 2007. Broken eggs decrease pH of rainbow trout (Onchorhynchus mykiss) ovarian fluid. Aquaculture 273 : 248-251.

GRONDIN, P. et Y. TURGEON. 2004. Protocole de fraye et de fécondation artificielle des œufs de touladi (Salvelinus namaycush) en nature. Ministère des Ressources naturelles de la faune et des parcs. (Document préliminaire). 19 p.

HIKASA, Y., K. TAKASE, T. OGASAWARA et S. OGASAWARA. 1986. Anesthesia and recovery with tricaine methanesulfonate, eugenol and thiopental sodium in the carp, Cyprinus carpio. Japan Journal of Veterinary Science 48 : 341-351.

HOUDE, P., B. BEAUDOUIN et J. CORBEIL. 2011. Fraye en nature du touladi au lac Blue Sea, octobre 2011. Ministère des Ressources naturelles et de la Faune, Direction de l’expertise Faune-Forêts de l’Outaouais. 35 p.

IVERSEN M., B. FINSTAD, R.S. McKINLEY and R.A. ELIASSEN. 2003. The efficacy of metomidate, clove oil, Aqui-S^TM and Benzoak^® as anesthetics in Atlantic salmon (Salmo salar L.) smolt, and their potential stress-reducing capacity. Aquaculture.

221: 549-566.

JOLLY, D.W., L.E. MAWDESLEY-THOMAS and D. BUCKE. 1972. Anesthesia of fish.

Veterinary Record. 91: 424-426.

JOHNSON, K., I.A.E. BUTTS, C.C. WILSON and T.E. PITCHER. 2013. Sperm quality of hatchery-reared lake trout throughout the spawning season. North American Journal of Aquaculture. 75(1): 102-108.

KEENE, J., D.L. NOAKES, R.D. MOCCIA and C.G. SOTO. 1998. The efficacy of clove oil as an anesthetic for rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum). Aquac.

Res. 29: 89-101.

KENNEDY, B.M., W.L. GALE and K.G. OSTRAND. 2007. Evaluation of clove oil concentrations for use as an anesthetic during field processing and passive integrated transponder implantation of juvenile steelhead. Northwest Science Vol. 81(2): 147-154.

MAISSE, G. et M. DORSON. 1982. La désinfection de l’eau par les rayons ultraviolets.

Bull. Fr. Pêche Piscic. 64: 29-31.

MAISSE, G., R. BILLARD, J. COSSON, C. LABBE, M. LOIR, F. LEGAC et F.

FIERVILLE. 1998. Influence du maintien en mer des mâles de saumon atlantique (Salmo salar), pendant la période de reproduction, sur la qualité du sperme. Bull.

McFARLAND, W. N. 1959. A study of the effects of anesthetics on the behavior and physiology of fishes. Publication of the institute of marine science, University of Texas 6: 23-55.

MOORE, A.A. 1997. Manipulation of hatchery spawning procedures to improve walleye egg fertility and survival. Technical Bulletin No. 6. Iowa Department of Natural Ressources. 14p.

MORISAWA, S. and M. MORISAWA. 1988. Induction of potential for sperm motility by bicarbonate and pH in rainbow trout and chum salmon. J. exp. Biol. 136: 13-22.

MORISAWA, M., K. SUZUKI and S. MORISAWA. 1983. Effects of potassium and osmolality on spermatozoan motility of salmonids fishes. J. exp. Biol.,

107: 105-113.

MRN-ONTARIO. 2011. Egg disinfection procedures for muskellunge and walleye. Fish Culture Technical Bulletin 2011-01. Ministère des Richesses naturelles de l’Ontario. 6 p.

NYNCA, J., G.J. DIETRICH, H. HUZMINSKI, S. DOBOSZ AND A. CIERESZKO. 2012.

Motility activation of rainbow trout spermatozoa at pH 6.5 is directly related to contamination of milt with urine. Aquaculture. 330-333: 185-188.

PHILLIPS, A.M. Jr., H.A. PODOLIAK, D.R. BROCWAY and G.C. BALZER, Jr. 1957.

The nutrition of trout. Cortland hatchery report No 25 for the year 1956. New York Conservation Department, Fishery Research Bulletin 20, 61 p.

SAAD, A. et R. BILLARD. 1987. Composition et emploi d’un dilueur d’insémination chez la carpe, Cyprinus carpio. Aquaculture. 66: 329-345.

SCHOETTGER, R. A. and M. JULIN. 1967. Efficacy of MS-222 as an anesthetic on four salmonids. Invest. Fish Contr., U.S. Dept. Int. 13: 1-15.

TURGEON, Y. 2000. Éléments de reproduction et de production du saumon atlantique en station piscicole. Société de la faune et des parcs du Québec. Direction du développement de la faune 171 p.

WIPF, M., M.E. BARNES and D.J. DURBEN. 2011. An evaluation of two egg collection and two fertilization techniques during landlocked fall chinook salmon spawning, North American Journal of Aquaculture. 73:3, 339-342.

WITHLER, R.E. ET T.D. BEACHMAN. 1994. Genetic consequence of the simultaneous or sequential addition of semen from multiple males during hatchery spawning of chinook salmon (Oncorhynchus tshawytscha). Aquaculture 126 : 11-23.

WOLF, K. 1963. Physiological salines for fresh-water teleosts. The Progressive Fish-Culturist. 25(3): 135-140.

WOOLSEY, J., M. HOLCOMB, J.G. CLOUD and R.L. INGERMANN. 2006. Sperm motility in the steelhead Oncorhynchus mykiss (Walbaum): influence of the composition of the incubation and activation media. Aquaculture Research.

37: 215-233

Annexe 1. La désinfection de l’eau pour les œufs de chevalier cuivré

Matériels illustrés

„ Pompe FLOJET, modèle04406-043, 115 volts, 1.0 A, débit de 12.5 litres par minutes.

„ Unité UV SterilightSilver, modèle S12Q-PA 110 volts, lampe 39 watts avec boîtier de contrôle BA-ICE-S

„ 4 Cartouches pour filtres, 4 filtres pour les matières en suspension de 50, 30, 20 et 5 microns.

„ Coudes, réducteurs, adaptateur “Quick connect“, 50 pieds de tube en pour quick connect en nylon ¼ pouce de diamètre intérieur.

„ Un filtre d’environ 1000 µm devrait protéger l’entrée de cette pompe contre les particules.

Pièces de rechange (non illustrées)

„ Lampe ultraviolette, Sterilight, modèle S36RL

„ Tube de quartz (pour la lampe), Sterilight, modèle QS-012, avec joints toriques, OR-212

„ Une pompe submersible avec tuyaux et pièces de plomberie et de branchement électrique.

Pour obtenir une irradiation de 400 000 µwatt.cm².sec, le débit de ce système doit être d’environ 4 litres par minute au point A, par l’évacuation d’eau non filtrée sur une valve qui serait montée sur un raccord en Y

au point B (valve et raccord non illustrés).

UV

Annexe 1 La désinfection de l’eau pour les œufs de chevalier cuivré (suite).

Les étapes d’utilisation de ce système de désinfection de l’eau de la rivière Richelieu :

1. Assurer une protection en retirant les particules grossières qui pourraient s’introduire et entraîner une défectuosité de la tête de cette pompe.

2. Démarrer la pompe et purger soigneusement et complètement l’air des 4 cartouches pour filtre et du UV.

3. Mettre l’unité, UV, sous tension.

4. Fermer la valve, A.

5. Ouvrir entièrement la valve, B.

6. Ouvrir entièrement la valve, A.

7. Rejeter le surplus d’eau non filtrée et non requis en refermant graduellement la valve, B. Le débit requis pour le niveau d’irradiation souhaité, dans ce cas, est de 4 litres par minutes (15 secondes pour obtenir 1 litre) sur la valve, A, qui doit demeurer ouverte entièrement

8. Laisser couler et attendre une dizaine de minutes, pour que l’eau résiduelle contaminée puisse avoir été entièrement évacuée du système.