Régulation du NER

Lors du TC-NER, le blocage de la RNAPolII sert directement de signal pour la mise en place de la réparation. Différents types de régulation permettent de contrôler l’initiation du GG-NER, essentiellement par les protéines DDB2 et p53. La cible majeure est XPC, dont le niveau basal et après la reconnaissance des lésions sont finement régulés. La protéine DDB2 a un rôle crucial ; elle n’est pas impliquée directement dans la réparation de l’ADN endommagé mais elle intervient dans la régulation transcriptionnelle et les modifications post- traductionnelles de XPC, ainsi que dans le remodelage de la chromatine.

1.3.1.

Régulation transcriptionnelle

La réponse cellulaire aux agents génotoxiques implique l’activation de points de contrôle qui induisent l’arrêt du cycle cellulaire. Ceci permet soit de reporter la réplication de l’ADN ou la division cellulaire, soit de déclencher de l’apoptose si les dommages persistent. La protéine p53 régule un grand nombre de ces processus principalement en tant que facteur de transcription.

Lors du NER, l’activité de p53 est nécessaire à la réparation des CPD uniquement lors du GG-NER (pour revue : Ford, 2005). Des fibroblastes dérivés de tumeurs de patients atteints du syndrome de Li-Fraumeni, homozygotes pour des mutations du gène p53, sont incapables de réparer les CPD, contrairement aux mutants hétérozygotes et aux cellules

normales (Ford et Hanawalt, 1995 ; Hanawalt, 2002). p53 contrôle la transcription des gènes XPC et DDB2, aussi bien au niveau basal que celui induit par les UV, et d’une manière temps et dose-dépendante (Hwang et al, 1999 ; Adimoolam et Ford, 2002 ; Chen et al, 2002).

De plus, bien que p53 ne colocalise pas sur l’ADN endommagé (Fitch et al, 2003), le recrutement de XPC et du facteur TFIIH sont dépendants de la présence de p53 (Wang et al, 2003 ; Wang et al, 2004b).

1.3.2.

Modifications post-traductionnelles

Les détecteurs de dommage et les protéines de réparation doivent agir rapidement. La régulation de ces protéines implique généralement des modifications post-traductionnelles, comme l’ubiquitylation et la phosphorylation (Huen et Chen, 2008). L’ubiquitine est connue pour son rôle d’adressage des protéines vers la voie de dégradation protéosomale, mais elle peut également stabiliser certaines protéines ou induire des voies de signalisation.

L’initiation du TC-NER et du GG-NER sont régulées par la polyubiquitylation de la RNAPolII et de XPC, respectivement (Huang et D’Andrea, 2006). Les UV activent la polyubiquitylation de la RNAPolII par CSA et CSB (Bregman et al, 1996). La polymérase ainsi modifiée pourrait éviter sa dégradation et permettre la reprise de la transcription. Chez la levure, l’interaction entre Rad26, l’orthologue de CSB, et Def1 a permis de suggérer un modèle où la lésion doit être rapidement réparée par le TC-NER, sinon la RNAPolII serait dégradée via Def1 et laisserait la place au GG-NER (Woudstra et al, 2002).

La régulation de l’initiation du GG-NER par des modifications post-traductionnelles est effectuée par les protéines Rad23 et DDB. Chez la souris, l’interaction entre les protéines Rad23 et XPC protègent cette dernière de la dégradation protéosomale et permet de maintenir XPC à un niveau suffisant pour l’activation du NER (Ng et al, 2003). XPC serait également protégée grâce à la sumoylation (Wang et al, 2005).

Après une irradiation aux UV, le complexe DDB stimule la liaison de XPC sur la lésion et induit la polyubiquitylation de XPC et DDB2 (Figure 6). Le complexe DDB est composé des protéines DDB1 et DDB2, et de la culine 4A, roc1 et la ligase E3 qui sont des composants de la ligase de l’ubiquitine. L’ubiquitylation de XPC entraîne sa stabilisation,

certainement renforcée par son association avec Rad23B. La protéine DDB2 ubiquitinée est dégradée et induit un désassemblage du complexe DDB de la lésion (Sugasawa et al, 2005). La voie de l’ubiquitine serait donc un facteur modulant positivement le NER, en facilitant le recrutement des facteurs d’initiation aux sites de dommages.

Figure 6. L’ubiquitylation de XPC est dépendante du complexe DDB. Dans des cellules non

irradiées, le complexe DDB est inactivé par son interaction avec le signalosome COP9 (CSN). Après irradiation aux UV, DDB se fixe à l’ADN endommagé et se dissocie de CSN par neddylation de la culine 4A (indiquée par un « N »), entraînant l’activation d’E3. Le complexe recrute XPC par interactions protéiques, et ubiquitine DDB2 et XPC. L’affinité de XPC pour la lésion augmente alors que DDB2 est dégradée et induit la dissociation de DDB au niveau du site du dommage. L’affinité de XPC pour la lésion est reversée par deubiquitylation. (D’après Sugasawa et al, 2005)

XPC est dégradée directement par le protéasome 26S immédiatement après une irradiation aux UV. Cette dégradation est nécessaire au recrutement de XPG. Elle est induite par le complexe DDB, alors qu’il peut polyubiquityler et protéger XPC (Wang et al, 2007). Cette protection permettrait en fait l’initiation du GG-NER, puis sa dégradation faciliterait l’attachement des autres facteurs du NER comme XPG. Parallèlement aux activités de protection/dégradation de XPC, son activation transcriptionnelle par p53 assure son renouvellement. Cette régulation très fine montre le rôle unique mais complexe de XPC dans la détection des dommages et la mise en place du GG-NER.

La phosphorylation joue également un rôle dans la régulation du NER. Les protéines XPA et RPA sont phosphorylées suite à une irradiation aux UV (Shuck et al, 2008). La phosphorylation de XPA est nécessaire pour la survie cellulaire, mais son implication exacte dans le NER reste à déterminer. De plus, γ-H2AX est phosphorylé suite à une irradiation aux UV, en fonction de la présence de XPA ou XPC et en absence de cassures double-brin (Marti et al, 2006).

1.3.3.

Remodelage de la chromatine

L’assemblage de l’ADN au sein de la chromatine affecte directement l’initiation du NER et l’efficacité de réparation. Un réarrangement de la structure de la chromatine est nécessaire en amont pour faciliter l’accessibilité des lésions aux différents facteurs de réparation. Il en résulte un modèle de « dépliement-repliement » de la chromatine, où les protéines de réparation auraient accès à un ADN décondensé (Gillet et Schärer, 2006). La longueur minimale requise pour procéder au NER est d’environ 100 pb, et l’ADN enroulé autour d’un nucléosome mesure 147 pb. La disruption d’un seul nucléosome serait donc suffisante pour rendre accessible la lésion aux facteurs du NER (Figure 7).

Deux mécanismes peuvent induire une modification de structure de la chromatine : les modifications d’histones et le remodelage de la chromatine dépendant de l’ATP. Après une irradiation aux UV, le complexe DDB induit l’acétylation des histones H2A (Kapetanaki et al, 2006), H3 et H4 avant la mise en place du NER (Wang et al, 2006). Ce complexe est recruté en amont de XPC, et permet d’améliorer la fixation de XPC aux CPD. Un des rôles de DDB pourrait être de reconnaître les lésions dans un contexte chromatinien, puis d’induire des

modifications conformationnelles dans l’ADN permettant la mise en place du NER par l’intermédiaire de XPC (Luijsterburg et al, 2007).

Lors du NER, l’ADN est également relaxé grâce à des complexes de remodelage de la chromatine ATP-dépendants de la famille SWI2/SNF qui modifient la conformation des nucléosomes. Par exemple, le produit du gène CSB est une ATPase ADN-dépendante qui peut remodeler la chromatine. Chez la levure, une interaction entre snf5/snf6 et rad4/rad23 (XPC/rad23 chez l’homme) a été mise en évidence (Gong et al, 2006). Dans ce cas, ce sont les protéines de détection des dommages qui induisent l’activité de ces protéines de la famille SWI2/SNF afin de permettre la mise en place de la machinerie de réparation.

Figure 7. Modèle « Accès-Réparation-Restauration » du NER dans un contexte chromatinien. La

lésion est détectée par l’action combinée de XPC et DDB (A), DDB recrute et active les facteurs nécessaires au remodelage de la chromatine qui induit le désassemblage d’un nucléosome et permet l’accès à la lésion (B) des autres facteurs du NER qui peuvent ensuite la réparer (C). La structure du nucléosome est ensuite restaurée (D). (D’après Gillet et Schärer, 2006)