Protocoles de reconstitution des protéines transmembranaires . 78

Les protéines transmembranaires sont des molécules (ou complexes) possédant une grosse partie hydrophobe. Leur solubilisation dans des solvants organiques altère le plus souvent leurs conformations, excepté pour certaines protéines à la structure secondaire simple comme les peptides (généralement de simples hélices α), ou des protéines très robustes comme la BR. Pour la grande majorité des protéines transmembranaires, il faut utiliser des détergents pour les solubiliser dans une solution aqueuse tout en pré-servant leur conformation native et leur activité. Nous allons présenter dans ce qui suit des stratégies de reconstitution de protéines transmembranaires dans des membranes li-pidiques de composition contrôlée. L'objectif de ces protocoles est l'obtention contrôlée de vésicules géantes constituées d'une membrane contenant la protéine choisie.

4.1. Système modèle de membranes actives. 79 Reconstitution de la BR dans l'éther

La BR est une protéine transmembranaire très résistante. Elle supporte notamment d'être solubilisée dans une l'éther. On a donc la possibilité de mélanger les lipides et les protéines dans une solution d'éther. La BR est extraite des bactéries sous la forme de membrane pourpre qui ne contient que cette protéine et des lipides avec un rapport de 10 lipides par protéine. La membrane pourpre est suspendue dans une solution aqueuse. Pour la solubiliser dans l'éther il faut en éliminer l'eau. Ceci est fait par lyophilisation. En congelant la solution dans de l'azote liquide et en la mettant sous vide, on sublime l'eau, et on ne garde que la membrane pourpre (poudre violette). On solubilise à ce stade la membrane pourpre avec des lipides de la composition souhaitée dans une solution d'éther à 1 mg/ml. On dépose un faible volume (∼ 10µl) de cette solution sur des lames conductrices ITO à 4‰. L'éther s'évapore en laissant un lm du mélange lipides-BR. En utilisant la méthode d'électroformation classique, avec une tension de 1,1 V et d'une fréquence de 10 à 12 Hz pendant 4 à 5 heures, avec ces lames (voir annexe A.1), on obtient des vésicules géantes contenant la BR. Ce protocole est décrit en détail en annexe A.3 p. 167.

Pour ces expériences de micropipettes sur les membranes actives, J.B. Manneville a utilisé ce protocole, mis en place par D. Levy, pour reconstituer la BR dans des bicouches EPC. Cependant, cette méthode a quelques désavantages :

 Une distribution inhomogène de la BR dans la membrane, et J.B. Manneville avait montré la présence d'agrégats de protéines dans les membranes [Manneville, 1999].  Manque de contrôle de la concentration nale de protéines dans une vésicule.

(Très grande hétérogénéité de concentration d'une vésicule à l'autre)

 Impossibilité d'utiliser cette méthode pour d'autres protéines transmembranaires qui généralement ne résistent pas à l'éther.

Reconstitution à l'aide de détergent

Dans le cadre de son travail de thèse, P. Girard s'est proposé d'étudier l'eet de l'activité de l'ATPase-Ca2+ sur les propriétés physiques des membranes. On a vu dans la description des caractéristiques de cette protéine que sa partie cytosolique a des mouvements de grande amplitude lors de son cycle de pompage. Pour étudier l'inuence de ces mouvements moléculaires sur les propriétés des membranes, il a fallu trouver un moyen d'incorporer l'ATPase-Ca2+ dans la membrane d'une vésicule géante.

La méthode de reconstitution passant par la solubilisation dans l'éther n'est pas utilisable avec cette protéine car l'éther la dénature. P. Girard et J. Pécréaux ont déve-loppé une méthode de fabrication de protéoliposomes géants en utilisant les méthodes de reconstitution des protéines en petits liposomes [Girard et al., 2004a] (Schéma du protocole donné dans la gure 4.6).

La première étape consiste à solubiliser la protéine dans une solution aqueuse à l'aide d'un détergent qui préserve la conformation et l'activité de la protéine (Triton X

80 Chapitre 4. Mesures des propriétés physiques des membranes actives par micropipettes : Rappels

Fig. 4.6. Schéma du protocole de reconstitution de protéines transmembranaires à l'aide d'un détergent à l'aide duquel sont solubilisés les lipides et les protéines. Le détergent est ensuite retiré grâce aux biobeads. Les lipides et les protéines se réorganisent en SUVs. Ces SUVs sont partiellement déshydratées sur une surface ITO à partir de laquelle on électroforme des vésicules géantes contenant les protéines.

100 pour la BR, et C12E8 pour l'ATPase-Ca2+). En ajoutant les lipides qui formeront la membrane (SOPC, EPC, ... etc.), solubilisés avec le même détergent, on obtient des micelles mixtes de lipides, protéines, et détergent. On ajoute alors des biobeads. Ce sont de petites billes poreuses en polystyrène de taille millimétrique, pour lesquelles le détergent à une grande anité (SM2 Bio-Beads 25-50 mesh, BioRad, Hercule, CA). Après quelques heures d'agitation (∼ 4h), on a quasiment plus de détergent en dehors des biobeads. Au fur et à mesure que la concentration de détergent diminue, les lipides et les protéines se réarrangent pour former au nal de petits protéoliposomes (∼ 100 nm). (Détails du protocole de reconstitution de la BR donné en annexe A.2).

On peut vérier l'activité de la protéine à ce stade par des mesures de uorescence en utilisant un spectrouorimètre. Pour la BR par exemple, on utilise une sonde à pH, la 9-AminoAcridine [Cladera et al., 1996]. La reconstitution de la BR à l'aide du Triton donne des liposomes où une majorité des protéines est orientée telles qu'elles pompent vers le milieu intérieur. En utilisant la 9-AminiAcridine, on voit une diminution de la uorescence de cette molécule lors de l'activation de la BR par une lumière actinique. Ceci traduit une augmentation du pH du milieu extérieur due du l'activité de pompage de la BR qui transport des protons vers l'intérieur des vésicules. Ce transport induit aussi un potentiel transmembranaire qui réduit l'activité de pompage. L'addition de la valinomycine, une molécule qui facilite le passage d'ions K+ à travers la membrane, permet d'empêcher la formation de ce potentiel transmembranaire. Dans ces condition, la baisse de uorescence due à l'activité de pompage devient plus abrupte (voir gure 4.7).

4.2. Principe de la technique de micropipettes 81

Fig. 4.7. Variation de l'intensité de uorescence de la 9-Aminoacridine (9AA) ajoutée à une solution de LUVs contenant la BR. Le milieu extérieur contient 2 mM de KCl et 1 mM de MOPS ramené à pH = 6,8 par du TRIS : 1- La solution est éclairée avec une lumière actinique. Baisse de la uorescence. 2- La lumière actinique est éteinte. Remontée de la uorescence. 3- Addition de la valinomycine puis éclairage avec une lu-mière actinique. Chute abrupte de la uorescence. 4- Extinction de l'éclairage actinique. (Mesure réalisée par P. Girard)

La deuxième étape consiste à fabriquer des vésicules géantes à partir des petits pro-téoliposomes. Pour ce faire, on dépose des gouttes de la solution contenant ces petits protéoliposomes (typiquement 2µl à 0, 8 mg/ml) sur des lames conductrices (ITO). On laisse ces gouttes sécher partiellement dans une atmosphère de vapeur saturante d'une solution saturée de NaCl. Cette étape de séchage partiel est destinée à préserver l'ac-tivité des protéines. On nit par avoir un lm de lipides et protéines à partir duquel on peut former des vésicules géantes par la méthode d'électroformation. Les protéolipo-somes géants ainsi obtenues sont majoritairement unilamellaires, et les protéines sont toujours actives [Girard et al., 2004a].

4.2 Principe de la technique de micropipettes

Une membrane libre uctue à toutes les échelles de longueur. Cependant, les mé-thodes d'observation ont une résolution nie (∼ 300nm en microscopie optique). De ce fait, les uctuations qui ont une longueur d'onde inférieure à cette limite de résolu-tion (uctuarésolu-tions suboptiques) sont invisibles. Une partie du froissage de la membrane n'étant pas détectée, l'aire observée est inférieure à l'aire réelle de la membrane. L'aire stockée dans ce froissage suboptique dépend des propriétés mécaniques de la membrane

82 Chapitre 4. Mesures des propriétés physiques des membranes actives par micropipettes : Rappels

et de la température. La technique d'aspiration par micropipettes permet de mesurer ces propriétés mécaniques en reliant la pression d'aspiration imposée à la vésicule à la quantité d'aire que cette contrainte permet de "défroisser".

En partant d'une vésicule aspirée avec un excès d'aire α0 et une tension σ0, lorsqu'on augmente l'aspiration de la vésicule, l'excès d'aire de la membrane diminue (α < α0). La variation de l'excès d'aire aspirée dans la pipette ∆α est reliée à la tension de la membrane σ par la relation (Voir 2.2.2) :

∆α ≃ ^kBT 8πκ^ln  σ σ0  +σ − σ0 Ka (4.1)

Pour mesurer les paramètres d'élasticité de la membrane κ et Ka, on doit mesurer pour plusieurs conditions d'aspiration, la tension imposée σ et l'excès d'aire emmaga-sinée dans la pipette α.