Paramètres chimiques

 Teneur en HAPs

Parmi les 16 HAPs prioritaires de l’Union Européenne, 15 HAPs ont été évalués conformément à la méthode décrite par Brasseur et al. (2007), Veyrand et al. (2007) et Danyi et al. (2009). Cette méthode comprend quatre étapes : extraction ; purification ; injection ; quantification.

 Extraction

L’extraction a été réalisée grâce à la technique « Accelerated Solvent Extraction » (ASE). Les cellules ASE, dans lesquelles deux filtres de cellulose ont été disposés, ont été remplies de 0,5 g de célite (Celite Filter cel, Fluka, Sigma-Aldrich, USA) et 7,5g de florisil (Promochem, Germany) avant d’être lavées avec du dichlorométhane pour éliminer les impuretés. Après le lavage des cellules, un gramme d’échantillon de poisson préalablement broyé (type Laboratory blender 8010E) et lyophilisé (lyophilisateur mobile de type Virtis, the vertis company, INC. Gardiner, New York 12525) a été ajouté à chaque cellule. Les échantillons ont été ensuite extraits avec de l’hexane/acétone (50:50, v/v) dans des vials de 60 ml. Les extraits d’échantillons ont été ensuite transvasés dans des tubes turboVap. Les vials d’extraction ont été rincés avec 2 ml d’hexane qui a été ajouté aux tubes Turbo Vap. Le volume total d’extrait

19 a été ensuite évaporé dans un évaporateur de type TurboVap II, Zymark jusqu’à un volume final de 1 ml. A la fin de l’évaporation, le volume ainsi obtenu a été complété par 5 ml de cyclohexane de manière à obtenir un volume de 6 ml dans chacun des tubes.

 Purification

La purification s’est faite sur phase solide en utilisant des colonnes SPE (Solide Phase Extraction) Cartridges, Marchery-Magel Chromabond. Les colonnes sont d’abord conditionnées avec 15 ml d’acétate d’éthyle et 10 ml de cyclohexane. Ensuite, on fait passer lentement les échantillons sur les colonnes. Les colonnes sont ensuite rincées avec 6 ml d’un mélange de cyclohexane/éthanol (70:30, v/v). Les HAPs sont ensuite élués avec 12 ml de mélange de cyclohexane/acetate d’éthyl (40:60, v/v) (Veyrand et al., 2007). L’éluant est transféré dans les tubes TurboVap et évaporé à sec. Ensuite, le résidu sec est remis en solution dans 90 µl d’acétonitrile et 10 µl de DiP d14 (standard d’injection) y sont ajoutés, avant homogénéisation. 25 µl sont transférés dans des vials HPLC et le reste est conservé dans des vials ambrés conservés à - 20°C.

 Injection sur HPLC

Pour chaque extrait, 5µl de chaque extrait ont été injectés dans un équipement HPLC (High Performance Liquid Chromatography) couplé à un détecteur de Fluorescence (HPLC/ FLD) selon Brasseur et al. (2007) et Danyi et al. (2009). L’HPLC est muni d’une pompede Modèle 600 E et d’une colonne de type VARIAN (Pursuit 3 PAH, S100×4,6 ml), d’un détecteur FLD (Multi 𝛌 fluorescence detector 2475), d’un injecteur automatique de type 717 et d’un four mistral, tous de marque WATERS. La solution de DiP d14 a été utilisée comme standard d’injection. Les courbes de calibration ont été réalisées au moyen de sept solutions de calibrations contenant le mélange des 15 HAPs à des concentrations variant entre 2,5 et 200 pg/µL sauf pour IcP et BjF dont les concentrations varient de 10 à 800 pg/µL. A chaque série d’injection d’échantillon, un blanc-procédure (sans échantillon), un blanc matrice (Poisson Pangasius acheté en grande surface, exempt d’HAP) et une matrice dopée (Echantillon blanc matrice lyophilisé, dopé à une concentration de 1 ppb (poids sec) de chaque HAP sauf BaA, IcP et BjF dont la concentration est de 2 ppb) ayant subi la même procédure que les échantillons sont injectés comme contrôles. Une courbe de calibration, une référence (solution de dopage à une concentration de 10 pg/µL contenant le standard d’injection), une solution commerciale certifiée (LA20950183 CY, Dr Ehrenstorfer GmbH, Germany) 183 (Mélange des 15 HAPs à une concentration de 20 pg/µL chacun) et de l’acétonitrile ont été injectés avec

20 chaque série d’échantillon. La solution commerciale 183 permet de vérifier la justesse instrumentale de la méthode en comparant la concentration recalculée au moyen de la courbe à celle de la solution (20 pg/µL pour chaque HAP), ainsi que la fidélité instrumentale, en calculant l’écart-type et l’écart-type relatif (aussi appelé coefficient de variation) associé à l’analyse répétée de cette solution de référence.

 Quantification

La détection de chaque HAP est faite à travers les longueurs d’ondes d’excitation et d’émission de ces derniers. La quantification des HAPs est faite sur ordinateur via le programme EMPOWER en utilisant une régression quadratique. La méthode présente trois canaux (A, B et C). La quantification est réalisée en calculant le facteur de réponse pour chaque HAP (aire du HAP/aire DiPD14 présent dans le canal C). Ainsi les Benzo[b]fluoranthène (BbF), Dibenzo[a,l]pyrène (DlP) , Dibenzo[a,h]anthracène (DhA) , Benzo[ghi]perylène (BgP) et Dibenzo[a,e]pyrène (DeP) ont été quantifiés dans le canal A, Benzo[j]fluoranthène (BjF) dans le canal B tandis que les (Benzo[c]fluorène (BcL), Benzo[a]anthracène (BaA), Chrysène (CHR) , 5-Methylchrysène (5MC), Benzo[k]fluoranthène (BkF) , Benzo[a]Pyrène (BaP), Indeno[1,2,3-cd]pyrène (IcP), DiP-D14, Dibenzo[a,i]pyrène (DiP) et Dibenzo[a,h]pyrène (DhP) dans le canal C. Les courbes de calibration de chacun des 15 HAPs sont présentées en annexe 1. Pour chaque HAP, le premier point de la courbe de calibration a été considéré comme étant la limite de quantification inférieure (LOQinf) et le dernier point de courbe comme étant la limite de quantification supérieure (LOQsup). Les LOQ sont résumées dans l’annexe 2 en considérant une teneur moyenne en humidité de 50%. L’incertitude de mesure est estimée à 20%.

 Détermination de la teneur amines biogènes

Dix amines biogènes (méthylamine (MA), tryptamine (TRYP), 2-phényléthylamine (2-phényl), putrescine (PUT), cadavérine (CAD), histamine (HIS), sérotonine (SER), tyramine (TYR), spermidine (SPD) et spermine (SPM)) ont été déterminées suivant la méthode de Kim et al. (2009) modifiée avec 1,7-diaminoheptane comme standard interne. Cette méthode comprend les étapes d’extraction, de dérivatisation, d’injection et de quantification.

 Echantillons utilisés pour la courbe de calibration

Deux grammes de matrice blanche (filet de Pangasius acheté en grande surface en Belgique pour les PF/PFS) mixés ont été pesés dans un tube à essai afin d’établir la courbe de calibration à partir de neuf points (C0, C1, C2, C3, C4, C5, C6, C7, C8). On y a ajouté

21 respectivement 200 µL le standard interne (100 ng/µl, TCA 5%), le pool (mélange des 10 amines biogènes) et de l’acide perchlorique (0,4 M) comme l’indique le tableau 3.

Tableau 3 : Concentrations du pool et volume HClO4 pour chacun des points

Volume d’acide perchlorique (HClO4, 0,4 M), 200 µL du standard interne (1,7-diaminoheptane) sont ajoutés. L’échantillon est ensuite vortexé puis soumis à une agitation rotative (15min) et centrifugé (3700 g, 5 min). La phase liquide est transférée dans un Falcon et une nouvelle extraction est réalisée à l’aide de 2,5 ml d’acide perchlorique (HClO4, 0,4 M). Après avoir réajusté le volume à 6 ml avec de l’acide perchlorique (HClO4, 0,4 M), un millilitre de l’extrait est ensuite prélevé dans un tube Falcon auquel 200 µL d’hydroxyde de sodium (NaOH 2N) et 300 µL de bicarbonate de sodium saturé (NaHCO3) sont ajoutés et le tout est vortexé.

 Dérivatisation

Afin de permettre aux amines de fluorescer pour être détectées, la dérivatisation est faite en ajoutant 2 ml du chlorure de dansyl (10mg/ml dans l’acétone) puis s’en suit une incubation (15 min à 70°C). Après refroidissement 100 µl de glycine (150 mg/ml dans l’eau) sont ajoutés puis une nouvelle incubation a lieu (15 min à 70°C). Une centrifugation a été réalisée (37 000 g, 5 min). Les extraits ont été filtrés en utilisant des filtres dans des vials d’injection.

22

 Injection

Une UPLC (Ultra High Performance Liquid Chromatography) couplée à un détecteur de Fluorescence (HPLC/ FLD) et un détecteur à barrettes de diode (PDA), tous de marque Waters (Milford, MA, USA), ont été utilisés. Le système est aussi muni d’un injecteur automatique (Acquity Sample Manager FTN), d’une pompe (Acquity QSM H Class) et d’une colonne de type BEH C18 (2.1 x 100 mm, 1.7 µm), précédée d’une pré colonne UPLC BEH C18 VanGuard (2.1 x 5 mm, 1.7 µm), tous de marque Waters (Milford, MA, USA). Deux matériaux de référence constitués de muscle de thon lyophilisé (Tuna muscle (T1530A 1 et -2) de Progetto Trieste) avec des concentrations connues (CRM1) en histamine de 155 mg/Kg et la seconde concentration de référence (CRM2) en histamine de 88,6 mg/Kg sont analysés avec chaque série de mesures pour vérifier les performances de la méthode.

 Détection et quantification

La détection et la quantification des amines biogènes (ABs) est faite aussi bien à l’aide du détecteur par fluorescence que du détecteur PDA. Ainsi, pour chaque série d’analyse les concentrations des Abs (Amine Biogène) les plus proches de celle du matériau de référence ont été retenues. Les courbes de calibration de chacune de ses amines sont présentées en annexe 3.

La quantification a été réalisée sur ordinateur via le logiciel EMPOWER (version 3.0) en utilisant une équation de régression quadratique. La quantification est réalisée en calculant la réponse pour chaque AB (aire d’AB/aire du standard interne) versus la concentration.

La concentration (C) de chaque AB (Amine Biogène) est calculée à partir du facteur de réponse de chaque AB comme l’indique la formule ci-après :

𝐶 (𝑚𝑔/𝐾𝑔) =𝑅é𝑝𝑜𝑛𝑠𝑒 − 𝑂𝑟𝑑𝑜𝑛𝑛é𝑒 à 𝑙^′𝑜𝑟𝑖𝑔𝑖𝑛𝑒 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑐𝑜𝑢𝑟𝑏𝑒

𝑃𝑒𝑛𝑡𝑒 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑐𝑜𝑢𝑟𝑏𝑒 ×𝑃𝑜𝑖𝑑𝑠 (𝑔) 2

Pour chaque AB, le premier point (hors zéro) de la courbe de calibration a été considéré comme étant la limite de quantification inférieure (LOQinf) et le dernier point de courbe comme étant la limite de quantification supérieure (LOQsup) (annexe 4).

Aussi, le temps de rétention relatif de chaque AB a été calculé en faisant le rapport du temps de rétention de l’amine biogène par rapport à celui du standard interne. Celui qui a été calculé pour chaque échantillon a été comparé à celui obtenu en moyenne pour la courbe de

23

calibration, avec une tolérance de ± 2,5% ∆ (%) =

𝑇𝑒𝑚𝑝𝑠 𝑑𝑒 𝑟é𝑡𝑒𝑛𝑡𝑖𝑜𝑛 𝑟𝑒𝑙𝑎𝑡𝑖𝑓 𝑑𝑒 𝑙^′é𝑐ℎ𝑎𝑛𝑡𝑖𝑙𝑙𝑜𝑛

𝑇𝑒𝑚𝑝𝑠 𝑑𝑒 𝑟é𝑡𝑒𝑛𝑡𝑖𝑜𝑛 𝑟𝑒𝑙𝑎𝑡𝑖𝑓 𝑚𝑜𝑦𝑒𝑛 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑐𝑜𝑢𝑟𝑏𝑒× 100

Avec ∆ (%) ± 2.5% (Décision de la commission 2002/657/CE) 2.2.3. Paramètres nutritionnels

 Teneur en protéines

L’azote total a été déterminé par la méthode de Kjeldahl (NF V 04.407:2002). Cette méthode a permis de déterminer le taux de protéines brutes à partir de la teneur en azote, après minéralisation, distillation et titration. Les ions ammonium contenus dans le distillat ont été dosés par l’acide chlorhydrique (HCl) (0,1 N). La détermination des protéines par la méthode Kjeldahl s’est effectuée en trois étapes. La première étape a consisté à minéraliser ( DK8 Heating Digester Velp Scientifica) à 420°C pendant 1h un (1)g de l’échantillon broyé par chauffage avec 12,5 ml d’acide sulfurique (95%) concentré, en présence d'un catalyseur (Pastille de Kjeldahl).. La deuxième étape a consisté l’alcalinisation des produits de la réaction par distillation de l’ammoniac libéré, recueilli dans 25ml d’une solution d’acide borique (4%) à l’aide d’un distillateur BÜCHI Distillation Unit (K-350). Enfin, la titration de l’ammoniac libéré dans la solution d’acide borique (4%) par une solution d’acide chlorhydrique (0,1N). La teneur en azote a été déterminée comme suit :

% d’azote =

avec V0 = Volume de la solution d'HCl 0,1 N utilisé pour l'essai à blanc, en millilitre V1 = Volume de la solution d'HCl 0,1 N utilisé pour l'échantillon, en millilitre m = Masse de la prise d'essai en g

T= Titre de l’acide en normalité 1,4 = poids molaire de l’azote ×10^-1

La teneur en protéine a été déterminée en multipliant la teneur en Azote par le facteur de conversion de 6,25.

 Teneur en lipides

La matière grasse totale a été déterminée en utilisant la méthode décrite par Folch et al.

(1957). Environ 4,05g d’échantillon broyé ont été traités par 45 ml du mélange de Folch (V1-V0) × T × 1,4

m

24 (chloroforme (2v CHCl3/1v CH3OH) dans un pot en verre contenant environ 1g d'hyflosupercel (poudre abrasive de diatomée facilitant l'extraction de la matière grasse). Le méthanol (CH3

OH) a été utilisé pour rompre les liaisons lipides-protéines, alors que le chloroforme (CHCl3) solubilise la matière grasse. Ensuite, le mélange a été homogénéisé à l’aide de l’Ultra Turrax (IKA T18 basic) 3 fois à 18 000 tours/min en laissant reposer 1 à 2 minutes entre chaque broyage. On y a ajouté ensuite 37 ml de solution de NaCl à 0,73% qu’on a agité fortement et laissé reposer une nuit à température ambiante. Après équilibration complète des phases, on a soutiré la phase inférieure qui contient la matière grasse dans un ballon de 250ml préalablement taré muni d'un entonnoir contenant un filtre séparateur de phase (délipidé 24h dans du chloroforme). Après évaporation du solvant à 50°C grâce à un évaporateur rotatif de type Salvis, la matière grasse a été solubilisée à nouveau avec 10ml de mélange de Folch, puis le ballon a été séché à l’étuve (Heraeus T5042) à 103°C ± 2 pendant une heure. La pesée du résidu de matière grasse permet de calculer la teneur en matière grasse totale.

2.3. Caractérisation sensorielle des poissons fumés et des poissons fumé/séchés

 Echantillons expérimentaux

Cinq (05) espèces de poisson sur les 6 préalablement analysés ont été soumises à une évaluation sensorielle : soit trois (03) espèces de poissons fumés (Scomber scombrus ; Merluccius polli ; Tilapia guineensis) et deux (02) espèces de poisson fumé/séché (Cypselurus cyanopterus et Ethmalosa fimbriata.). La 6^ème (Sphyraena barracuda) espèce de poisson fumé/séché est une espèce saisonnière qui n’était pas disponible pendant la période au cours de laquelle l’évaluation sensorielle a été réalisée. Ces différents poissons fumé et fumé/séché ont été produits sur un site à Xwlacodji dans la ville de Cotonou. Les poissons ont été fumés ou fumés/séchés suivant la méthode traditionnelle décrite dans le rapport d’enquête QualiSani (2016).

 Test sensoriel

La caractérisation des paramètres sensoriels a été faite à l’aide de la méthode CATA (Check All That Apply) décrite par Adams et al. (2007). Cette évaluation sensorielle a été faite en quatre principales étapes.

 Choix et validation des attributs sensoriels

Les attributs sensoriels ont été choisis à partir des critères d’appréciation de la qualité du poisson fumé et du poisson fumé/séché tels qu’évoqués par les acteurs (producteurs,

25 consommateurs et commerçants) de la filière du poisson fumé et du poisson fumé/séché au cours de l’enquête quantitative QualiSani (2016) réalisées dans cinq Communes du Sud-Bénin. Un focus groupe a été ensuite réalisé avec un panel restreint de consommateurs pour la validation de ces attributs. Il a consisté à réunir des consommateurs qui ont un usage fréquent dans l’achat et la consommation du poisson fumé et du poisson fumé/séché. Cet exercice a permis de ne retenir que les attributs purement sensoriels et non ambigus de manière à ce que les juges discriminent au mieux les produits qui leur seront présentés pendant le test sensoriel.

Les tableaux 4 et 5 ci-dessous présentent respectivement les attributs sensoriels retenus pour l’analyse sensorielle du poisson fumé et ceux retenus pour l’analyse sensorielle du poisson fumé/séché.

Tableau 4 : Attributs de qualité / descripteurs du poisson fumé

Attributs de qualité / Descripteurs Définition

Couleur Couleur dorée Couleur caractéristique du poisson bien fumé avec moindre dépôt de fumée

Couleur brillante Aspect de poisson fumé présentant une surface luisante

Couleur trop noire Poisson fumé avec dépôt excessif de tâches ou points noirs

Goût Goût de crevette fumée

Goût caractéristique de produit fumé Goût salé Présence de sel

Goût amer Goût de la nivaquine

Odeur Arôme de fumée Odeur résultant d’un produit cuit au feu de bois Odeur de rance Odeur de l’huile altérée

Odeur ammoniacale Odeur proche de celui du Afitin ou du Lanhouin Texture Texture humide Texture de produit contenant encore de l’eau,

produit un peu humide

Texture ferme Texture compacte (non friable)

Texture tendre Texture de poisson pouvant être mastiqué avec aisance

Texture sèche Texture de produit sec, contenant peu d’eau Texture friable Texture de poisson fumé/séché pouvant s’effriter Degré de Absence de trace de Indicateur d’une bonne cuisson du poisson fumé

26 cuisson sang

Présence de trace de sang

Indicateur d’une cuisson insuffisante de poisson fumé

Tableau 5 : Attributs de qualité / descripteurs du poisson fumé/séché

Attributs de qualité / Descripteurs Définition

Couleur Couleur dorée Couleur caractéristique du poisson fumé/séché avec moindre dépôt de fumée

Couleur brillante Aspect de poisson fumé/séché présentant une surface luisante

Couleur trop noire Poisson fumé/séché avec dépôt excessif de tâches ou points noirs

Goût Goût de crevette fumée

Goût caractéristique de produit fumé Goût salé Présence de sel

Goût amer Goût de la nivaquine

Odeur Arôme de fumée Odeur résultant d’un produit cuit au feu de bois Odeur de rance Odeur de l’huile altérée

Odeur ammoniacale Odeur proche de celui du Affitin ou du Lanhouin Texture Texture sèche Texture de poisson fumé bien séché

Texture ferme Texture compacte (non friable)

Texture friable Texture de poisson fumé/séché pouvant s’effriter Texture dure Poisson difficile à dépiécer

Texture élastique Chair difficile à mastiquer

 Les personnes cibles, jugement éthique et consentement

Le test sensoriel a été réalisé auprès d’un panel de 306 consommateurs de poisson (155 pour le poisson fumé et 151 pour le poisson fumé/séché) choisis aléatoirement et qui consomment le produit au moins une fois par mois. Le test sensoriel a été réalisé dans les marchés, les domiciles et les restaurants. Le nombre de participants au test ainsi retenus sont bien au-delà du nombre admis (60 à 80 participants) par Adams et al. (2007) pour la réalisation d’un test sensoriel avec la méthode CATA. Cet effectif de consommateurs est donc très suffisant pour discriminer au mieux les espèces de poisson du point de vue de leurs attributs sensoriels.

27 Chaque participant a été informé des objectifs du test et a été rassuré que les réponses données resteront anonymes et seront exploitées pour aider la recherche et non pour un but lucratif.

 Elaboration des questionnaires

Cette étape a conduit à l’élaboration d’un questionnaire semi-structuré (annexe 5) facile à remplir avec la randomisation des termes CATA par échantillon et par juge pour éviter tout effet d’ordre. Il a été également ajouté au questionnaire, un test de préférence qui a consisté à demander au consommateur d’attribuer une note de préférence sur une échelle de 1 à 9 à chaque échantillon évalué. Les informations socio-culturelles relatives aux consommateurs ont été également enregistrées afin d’étudier leurs corrélations avec les caractéristiques sensorielles des produits évalués.

 Séance d’évaluation sensorielle

Chaque participant a reçu un questionnaire contenant les descripteurs à évaluer. Les échantillons codés ont été successivement servis à chaque juge dans un plat selon l’ordre préétabli mentionné sur chaque questionnaire. Pour chaque échantillon, le juge a eu à cocher les attributs qu’il considère caractéristiques du produit dégusté et laisse décocher les attributs qui ne s’appliquent pas à l’échantillon.

2.4. Analyse statistique

Les données recueillies ont été saisies et traitées dans le logiciel Excel pour le calcul des statistiques descriptives (moyenne ± écart-type). Une analyse de variance (ANOVA) à un facteur de Kruskal-Wallis (test non paramétrique) a été réalisée sur les paramètres physico-chimiques en utilisant le logiciel Statistica 7 (Version 7,1, StatSoft France, 2006). Le test non paramétrique de Mann-Whitney a été utilisé pour comparer la moyenne de deux groupes de poisson (PF et PFS) en utilisant le logiciel ‘R’(Version 3.3.1). Le seuil de significativité retenu pour toutes les analyses est 5%.

L’analyse statistique des données CATA a été inspirée de celle développée par Meyners et al.

(2013) et réalisée au moyen du logiciel XLSTAT (V 5.2; Addinsoft, Paris, France). L’analyse de variance (ANOVA), la corrélation de Pearson, l’analyse en composante principal (ACP), le test Q de Cochran et l’analyse des données du test de préférence des consommateurs ont été réalisées au moyen du logiciel XLSTAT (V 5.2; Addinsoft, Paris, France).

28

RESULTATS ET DISCUSSION

29

3. RESULTATS ET DISCUSSION

3.1. Caractéristiques physico-chimiques et nutritionnels du poisson fumé et du poisson fumé/séché produits au Sud-Bénin

3.1.1. Caractéristiques physiques et nutritionnels du poisson fumé et du poisson fumé/séché produits au Sud-Bénin

3.1.1.1. Teneurs en eau, pH, Matière grasse et protéines

Les tableaux 6 et 7 présentent respectivement les teneurs en eau (TE), en protéine, en matière grasse totale (MGT), pH des PF/PFS (n=36) selon les espèces et la teneur en eau et le pH selon les sites de collecte. Les TE des PFS varient de 18,8±7,6% à 32,4±12,5% tandis que celle des PF varient de 53,5±15,5% à 67,2±5%. L’analyse de variance (ANOVA) a révélé une différence significative (P<0,05) entre les TE des espèces de PF et celles de PFS sauf Tilapia guineensis un poisson fumé dont la TE n’est pas statistiquement différente (P>0,05) des TE des PFS. En ce qui concerne la teneur en protéine des différentes espèces de PF/PFS, elle varie de 70,5±11,3% à 90,8±5%. La faible TE enregistrée dans les espèces de PFS serait liée au séchage qu’ont subi ces espèces après fumage, ce qui a contribué à la réduction de leur TE et par ricochet à la concentration de leur matière sèche. L’absence de séchage expliquerait les valeurs élevées de TE des PF et justifierait la différence significative (p<0,05) observée entre les TE des PFS et celles des PF Merluccius polli et Scomber scombrus. Par contre, l’absence de différence significative (p>0,05) entre les TE de Tilapia guineensis et celles des PFS pourrait s’expliquer par la non standardisation du procédé de fumage responsable de la variation de la température et la durée de fumage variant d’une productrice à une autre (Rapport d’enquête, QualiSani, 2016). De plus, le refumage que subissent les PF invendus avant leur remise sur le marché comme l’ont souligné les enquêtes technologiques réalisées sur la production, la consommation et la commercialisation des PF et PFS au Bénin (Rapport enquête QualiSani, 2016) pourrait aussi justifier l’absence de différence significative de la teneur en eau de cette espèce de PF et les teneurs en eau des PFS. La moyenne des TE enregistrées dans les échantillons de Tilapia guineensis est très proche de celle obtenue sur du tilapia de Nil (Oreochromis niloticus) fumé (50°C, 10H) au Nigéria qui était de 45% (Idah et Nwankwo, 2013). Par contre, nos résultats ne sont pas en accord avec ceux de Van den Berghe et Oliyide, (1988) qui ont trouvé une TE de 35,5% dans le Tilapia spp. fumé au Bénin de façon traditionnelle. En ce qui concerne le Scomber scombrus la valeur moyenne de TE obtenue est largement au-dessus de celles (33% à 52%) trouvées par Aremu et al. (2014) dans les poissons fumés de cette même espèce au Nigéria et cette différence s’expliquerait par le

30 procédé utilisé, le fumoir type Altona utilisé, les différents combustibles utilisés (Sciure, coque de melon, son de riz). Les résultats de l’ANOVA ont révélé des différences significatives (P<0,05) entre les teneurs en protéine de Scomber scombrus et celles des Tilapia

30 procédé utilisé, le fumoir type Altona utilisé, les différents combustibles utilisés (Sciure, coque de melon, son de riz). Les résultats de l’ANOVA ont révélé des différences significatives (P<0,05) entre les teneurs en protéine de Scomber scombrus et celles des Tilapia