Les petits ARN régulateurs constituent la majorité des ARN régulateurs bactériens. Ils peuvent être divisés en 3 catégories distinctes. La première catégorie correspond aux petits ARN régulateurs interagissants avec les protéines. Dans la majorité des cas, ces derniers interagissent avec un facteur de régulation en mimant la structure de leurs ARNm cibles [230]. La seconde classe regroupe les petits ARN régulateurs codés en cis. Ces ARNs sont directement transcrits à partir du même locus que leur ARNm cible, mais à partir du brin d’ADN complémentaire. Cette particularité permet à ces petits ARN d’être parfaitement complémentaire à leur cible et d’agir sans l’aide de la protéine Hfq [9,231]. La dernière classe de petit ARN correspond à ceux codés en trans. La majorité des petits ARN régulateurs bactériens connus sont dans cette classe. Ces ARNs sont transcrits à partir de loci différents de leurs cibles. Dans la majorité des cas, l’appariement entre l’ARNs régulateur et sa cible se fait par des interactions partiellement complémentaires.
choc thermique entrainant une diminution de la température, la région 5’ UTR va changer de conformation et ainsi modifier ces structures secondaires. Cela est le cas notamment de la structure en tige boucle masquant la séquence SD. Ce changement de conformation entraine la libération de la séquence SD permettant ainsi aux ribosomes d’initier la traduction de l’ARNm cspA.
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Les petits ARN régulateurs ciblant les protéines 4.3.1)
Chez les bactéries, de nombreuses protéines régulent à un niveau post-transcriptionnel une grande quantité d’ARNm. Dans certains cas, ces protéines régulent directement leurs propres expressions en interagissant avec leurs propres ARNm. Ce type de rétro-inhibition peut être observé dans différentes voies métaboliques ou sur des gènes impliqués dans la traduction [230,232]. Dans ces cas, le petit ARN adopte une structure mimant les sites de reconnaissance des cibles sur l’ARNm de ces protéines régulatrices. Dans d’autres circonstances, cette régulation se fait par l’intermédiaire de molécules d’ARN synthétisées à partir d’un locus différent. Ici aussi, ces ARN vont piéger les protéines régulatrices en mimant leurs cibles naturelles. Ces protéines sont généralement des régulateurs post-transcriptionnels comme CsrA ou transcriptionnels comme des facteurs sigma [233,234]. Les avantages de piéger ces protéines par des petits ARN sont nombreux. En effet, cela permet de réguler rapidement, de manière coordonnée et indirecte l’expression d’un grand nombre de gènes. De plus, ces effets sont facilement réversibles dû à la faible durée de vie de ces petits ARN.
Figure 18 :Structure secondaire des petits ARN CsrB et CsrC d’après [15]. A) Structure secondaire du petit ARN CsrB, les régions de fixation du facteur de transcription CsrA sont représentées en gras. B) Structure secondaire du petit ARN CsrC, les régions de fixation de CsrA sont représentées en gras.
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Un parfait exemple de ce mécanisme est la régulation de la protéine CsrA par les petits ARN CsrB et CsrC (Figure 18). Comme expliqué précédemment, CsrA est un régulateur post- transcriptionel global intervenant dans un grand nombre de voies métaboliques, notamment le métabolisme central du carbone. Il est donc essentiel pour la bactérie de réguler l’activité de CsrA sans pour autant inhiber totalement son activité. La bactérie a des besoins énergétiques variables au cours de ses différentes phases de croissance. Dans la majorité des cas, cette énergie est pourvue par la glycolyse avec la dégradation du glucose. En phase exponentielle, les bactéries vont utiliser cette énergie pour se multiplier. En phase stationnaire, les besoins énergétiques des bactéries diminuent. Elles adaptent donc l’expression de leurs gènes pour favoriser la glycogenèse au détriment de la glycolyse. Chez E. coli, cette régulation est en grande partie réalisée par la protéine CsrA [180]. En phase stationnaire de croissance, l’expression de petits ARN CsrB, CsrC permet la régulation de l’activité de CsrA [233]. Ces petits ARN possèdent des motifs répétés riches en purine, notamment en motif GGA, localisée à la fois dans des régions d’ARN simple brin et dans des structures en tige-boucle. La présence de ces motifs mime les sites reconnus par CsrA sur l’ARNm et permet à ces petits ARN de titrer la protéine CsrA [235]. CsrB possède 18 fois le motif GGA permettant la séquestration de 9 dimères CsrA (Figure 18 A) [183]. Ce même motif se retrouve 9 fois sur CsrC (Figure 18 B) [184]. Ces caractéristiques font qu’en présence de ces petits ARN, la concentration de CsrA libre dans la cellule est fortement diminuée. Il n’est donc plus capable de réguler aussi efficacement ces différentes cibles. Ceci entraine donc un basculement du métabolisme du glucose de la glycolyse vers la glycogenèse. La stabilité des petits ARN CsrB et CsrC est contrôlée négativement la protéine CsrD avec le concours de la RNase E [236].
Les petits ARN régulateurs en cis : 4.3.2)
Les petits ARN régulateurs en cis ou ARN anti-sens (ARNas) ont été les premiers petits ARN régulateurs identifiés chez les bactéries. Ces ARNas sont transcrits à partir du brin d’ADN complémentaire au brin codant les gènes dont ils régulent l’expression. Cette situation assure une complémentarité parfaite et généralement assez étendue de séquence avec l’ARNm. La plupart de ces ARNas proviennent de bactériophages, de plasmides ou de transposons et servent à maintenir un nombre optimal de copies de cet élément génétique [231]. La fonction de ces ARNas au niveau de ces éléments génétiques est plutôt bien comprise, ce qui n’est pas le cas pour les ARNas exprimés à partir du chromosome bactérien
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[204]. Une partie de ces ARNas chromosomiques ont une fonction antitoxine permettant de limiter l’expression de protéine toxique à forte concentration cellulaire [237]. Ils sont également impliqués dans la réponse à certains stress ou dans la virulence. Les mécanismes permettant cette régulation agissent sur la transcription, la traduction ou la stabilité des ARNm cibles [9]. À l’inverse des petits ARN régulateurs en trans, la régulation des ARNm par les ARNas n’est pas obligatoirement dépendante de la protéine Hfq [231,238]. En effet, la structure de l’ARNm cible et celui de l’ARNas est essentielle pour permettre une liaison rapide entre ces derniers et une régulation efficace [238].
4.3.2.1) L'ARNas AmgR : régulateur de la virulence chez S. enterica :
Lors des premières étapes de l’infection d’un hôte par S. enterica, la bactérie doit synthétiser un certain nombre de facteurs de virulence pour initier la colonisation de l’hôte. Au cours de l’infection, la survie de ces bactéries dépendde leurs capacités à camoufler leur présence au système immunitaire. Pour ce faire, elles doivent limiter la synthèse des facteurs de virulences [11]. La découverte d’un ARNas chromosomique d’une taille de 1.2kb nommé AmgR permet de mieux comprendre ce mécanisme (Figure 19).
Figure 19 :Régulation de l’ARNm mgtC par le petit ARN AmgR d’après [11]. Le facteur de transcription PhoP, une fois phosphorylé, active la transcription de l’ARNm
mgtCBR ainsi que du petit ARN AmgR présent sur le brin complémentaire. Lorsque la
concentration du petit ARN AmgR devient suffisante, il s’apparie avec l’ANRm mgtCBR au niveau de ses régions complémentaires et entraine ainsi la dégradation de l’ARNm cible. L’expression des deux ARN n’est pas égale, l’ARNm mgtCBR est plus fortement exprimé que le petit ARN AmgR. Ce mécanisme permet d’obtenir une production des
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AmgR est complémentaire d’une grande partie de l’opéron mgtCBR. Plus exactement, cette complémentarité englobe une partie de la région 5’ UTR ainsi que l’intégralité du gène
mgtC. L’appariement de l’ARNas AmgR avec cet ARNm est indépendant de la protéine Hfq.
Cette interaction entraine une dégradation des ARN par l’intermédiaire de la RNase E. MgtC est une protéine indispensable à la virulence, à la survie intramacrophagique et lors de carences en Mg2+ [239]. Bien que synthétisé à partir de différents promoteurs, ces deux ARN sont contrôlés par le même facteur de transcription PhoP. Lors d’une carence en Mg2+
, PhoP active l’expression des deux ARN à la fois. Mais la transcription des deux ARN n’est pas équivalente, l’ARNm codant l’opéron mgtCBR est plus fortement exprimé que l’ARNas AmgR. Cette différence permet l’accumulation des protéines de l’opéron, notamment celle de MgtC, jusqu’à ce que la concentration d’AmgR devienne suffisante pour induire la régulation de l’expression de l’opéron. Ce mode d’action met en évidence l’utilisation d’un petit ARN régulateur comme d’une horloge biologique permettant l’expression d’un gène en réponse à un besoin [11].
4.3.2.2) L’ARNas GadY : acteur de la maturation de l’ARNm gadXW :
Un des principaux systèmes de réponse d’E. coli face à une acidification de l’environnement extérieur est d’induire l’expression des deux glutamate décarboxylases GadA et GadB. Cette induction se fait par l’intermédiaire de différents facteurs protéines comme GadE, GadX et GadW. Les protéines GadX et GadW sont codées à partir d’un même ARNm
gadXW. Ce dernier est instable en absence de stress acide et est rapidement dégradé par la
cellule. Lors de l’expression du facteur σS, la bactérie va transcrire un ARNas de 105 nucléotides nommés GadY [240]. Le gène codant GadY se trouve dans la région intergénique (IG) de l’opéron gadXW et est complémentaire à la région 3’-UTR de gadX. La liaison de Le facteur de transcription PhoP, une fois phosphorylé, active la transcription de l’ARNm
mgtCBR ainsi que du petit ARN AmgR présent sur le brin complémentaire. Lorsque la
concentration du petit ARN AmgR devient suffisante, il s’apparie avec l’ANRm mgtCBR au niveau de ses régions complémentaires et entraine ainsi la dégradation de l’ARNm cible. L’expression des deux ARN n’est pas égale, l’ARNm mgtCBR est plus fortement exprimé que le petit ARN AmgR. Ce mécanisme permet d’obtenir une production des protéines MgtC, MgtB et MgtR suffisante avant que la concentration du petit ARN AmgR entraine la dégradation de l’ARNm.
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GadY à l’ARNm stabilise ce dernier. Cette stabilisation est induite par une maturation de l’ARNm par la RNase III qui va couper le transcrit en deux dans la région d’appariement GadY/gadXW et générer 2 ARNm distincts et plus stables permettant la synthèse des régulateurs protéiques GadX et GadW (Figure 20) [241]. À l’inverse des autres régulations par un ARNas, cette dernière est dépendant de la protéine Hfq.