III. Les différents modes de régulation du développement de Plasmodium
3. Les modifications post-traductionnelles (MPTs) chez Plasmodium
Les modifications post-traductionnelles (MPTs) sont des modifications, réversibles ou non, de la structure des protéines. Des enzymes dédiées catalysent la formation d’une liaison covalente entre un groupement chimique donné et un acide aminé (Tableau 5). Cet ajout induit des changements dans la structure de la protéine substrat, impactant alors son activité, sa capacité d’interaction et sa localisation. De manière générale, les MPTs permettent la diversification du protéome des cellules et, à fortiori, de Plasmodium, lui fournissant un moyen d’affiner le « réglage » de la fonction de ses protéines afin, une fois de plus, de s’adapter aux changements environnementaux qu’il rencontre (Doerig et al. 2015; Yakubu, Weiss, and Silmon de Monerri 2018). Les différentes MPTs retrouvées chez Plasmodium sont présentées ci-dessous, à l’exception de la phosphorylation qui sera présentée en partie III.4.
a. Acétylation
L’acétylation des lysines est une MPT réversible (Doerig et al. 2015). Chez Plasmodium, l’ajout du groupement acétyl- sur le groupement amine d’une lysine de la protéine substrat est catalysé par 4 Lysine Acétyltransférases (KATs) qui ciblent des résidus spécifiques. Le groupement acétyl- peut être retiré par l’une des 5 Lysine Désacétylases (KDACs) exprimées par le parasite. En plus de l’acétylation des histones qui a été évoquée plus haut, les KATs acétylent également des facteurs de transcription (62 sites d’acétylation ont été répertoriés sur 16 ApiAP2). Cette MPT module ainsi la capacité d’interaction des protéines substrats avec l’ADN ou de l’ARN, participant alors à la régulation transcriptionnelle de l’expression des gènes. L’acétylation de protéines impliquées dans le métabolisme affecte leur capacité de liaison à des molécules (carbohydrates, hétérocycles, anions, etc.) (Cobbold et al. 2016). Des sites d’acétylation ont également été répertoriés sur des protéines exportées (RIFIN, PfEMP1, etc.) (Yakubu, Weiss, and Silmon de Monerri 2018).
b. Méthylation
La méthylation, qui est également une MPT réversible, est la 4ème MPT chez les eucaryotes (Kaur et al.
2016). Chez Plasmodium, 10 Histone Lysine Méthyltransférases (HKMTs), 3 Lysine Specific Déméthylases (LSD1) et une jumonji-C-histone déméthylase (jHDM) ont été identifiées. Les 10 HKMTs sont capables de transférer des groupements méthyl- sur des lysines d’histones, une lysine pouvant être mono-, di- ou triméthylée. Les Déméthylases catalysent la réaction inverse. Ainsi que cela a été évoqué plus haut, cette MPT favorise la formation de l’hétérochromatine et module donc l’expression des gènes au niveau épigénétique (Kaur et al. 2016).
Les histones ne sont pas les seules protéines à être méthylées. Une étude protéomique réalisée en 2016 a ainsi permis de mettre à jour le fait que diverses protéines impliquées dans le repliement des protéines (des Heat Shock Proteins, par exemple), ou exportées (PfEMP1, RIFIN, KAHRP), ou de l’IMC, mais aussi des kinases ou encore des protéines de rhoptries, sont méthylées. Les lysines ne sont par ailleurs pas les seuls résidus méthylés ; des méthylations ont déjà été reportées sur des arginines, des histidines ou encore des acides glutamiques. Enfin, environ 300 protéines sont méthylées aux stades anneau, trophozoïte et schizonte chez P. falciparum (Tableau 5) (Kaur et al. 2016). Plus récemment, la Protein Arginine Methytransferase 1 (PRMT1) a été caractérisée chez Toxoplasma gondii. Elle joue un rôle important dans la croissance et la division cellulaires ; parmi ses substrats, l’on compte majoritairement des protéines nucléaires ou cytoplasmiques capables de lier l’ARN, ainsi que des ApiAP2 et plusieurs kinases (Yakubu et
al. 2017). La caractérisation de Méthyltransférases autres que les HKMTs devrait ainsi permettre d’en apprendre plus sur le rôle de cette MPT au-delà de la modification des histones.
c. S-glutathionylation
Dans le cadre de cette MPT réversible, le groupement thiol du glutathion est lié à celui d’une cystéine précise sur la protéine substrat ((Xiong et al. 2011), Tableau 5). Au cours de son cycle de développement intra-érythrocytaire, Plasmodium est soumis à un stress oxydatif intense ; il est donc probable qu’il utilise la S-glutathionylation pour gérer ce stress tout en modulant la fonction de ses protéines (Kehr et al. 2011). Des enzymes de la famille des Thioredoxins (comme la Glutaredoxine Grx1 ou la Thioredoxin Trx1 ou encore la Plasmoredoxin Plrx) ont été identifiées chez Plasmodium et leur capacité à catalyser des réactions de déglutathionylation a également été démontrée (Kehr et al. 2011). La S-glutathionylation peut moduler l’activité des protéines ciblées (la GAPDH de Plasmodium est inhibée lorsqu’elle est glutathionylée), indiquant qu’il s’agit bien d’une PTM. En revanche, le rôle exact de cette PTM et les raisons physiologiques de son utilisation par le parasite ne sont pas encore comprises (Kehr et al. 2011; Doerig et al. 2015).
d. Lipidation
La lipidation des protéines les rend capables de s’associer à la membrane ou modifie leur capacité à interagir avec d’autres partenaires protéiques (Resh 2006). Les 4 MPT lipidiques relevées à ce jour chez
Plasmodium sont présentées ci-dessous. Palmitoylation
La palmitoylation consiste à lier une molécule de palmitate avec une cystéine (soit son groupement amine si elle est située en N-ter d’une protéine, soit son groupement thiol – Tableau 5). Cette MPT réversible permet de moduler l’affinité des protéines ciblées pour les membranes lipidiques, jouant ainsi un rôle clé dans le trafic de ces protéines, leur stabilité, leur repliement, etc. (Frénal et al. 2013; Doerig et al. 2015). Chez
Plasmodium falciparum, 372 sites de palmitoylation ont été répertoriés sur 315 protéines au stade schizonte ;
il s’agit principalement de protéines impliquées dans l’invasion de la cellule hôte ou dans la résistance aux médicaments. Douze Protein S-acyl Transferases (PATs) ont été identifiées chez P. falciparum. Elles comportent toutes un motif DHHC dans leur région catalytique, d’où leur nom : PfDHCC1 à 12. Ces différentes enzymes sont localisées dans différents compartiments du parasite : le réticulum endoplasmique, l’appareil de Golgi, l’IMC ou encore les rhoptries (Hodson et al. 2015). Elles ne semblent pas essentielles au développement intra-érythrocytaire de Plasmodium (Frénal et al. 2013). Néanmoins, plus récemment, la DHHC3 a été caractérisée chez P. berghei aux stades de développement hors cycle intra- érythrocytaire, et s’est avérée être cruciale pour la motilité glissante (‘gliding’) des ookinètes et des sporozoïtes (Hopp et al. 2016).
Myristoylation
Cette MPT consiste en l’ajout d’une molécule de myristate sur le groupement amine d’une glycine située à l’extrémité N-ter d’une protéine (Tableau 5 – (Traverso, Giglione, and Meinnel 2013)). A priori, les Glycines situées juste après la Méthionine encodée par le codon START sont des substrats potentiels, du moment que la Méthionine est enlevée au cours de la traduction de la protéine (Doerig et al. 2015). Des Glycines internes à une protéine peuvent également être ciblées, mais une protéolyse du début de la protéine est préalablement nécessaire pour les rendre accessibles ; c’est notamment ce qu’il se produit dans une cellule
en cours d’apoptose, où les caspases peuvent lyser l’extrémité N-ter de certaines protéines, dévoilant alors un site de myristoylation potentiel (Resh 2006). La myristoylation n’est pas réversible et peut permettre l’ancrage définitif d’une protéine à une membrane. Ainsi, les protéines destinées à faire partie de l’IMC sont d’abord palmitoylées pour être adressées à ce dernier, puis la palmitoylation est retirée et est remplacée par une myristoylation qui permet aux protéines d’intégrer l’IMC (Yakubu, Weiss, and Silmon de Monerri 2018). En conséquence, inhiber la N-myristoylation au moyen d’inhibiteurs spécifiques d’une N- myristoyltransférase désorganise le processus d’assemblage de l’IMC (Wright et al. 2014).
Prénylation
Cette MPT irréversible consiste à lier une molécule de farnésyl ou de géranylgéranyl au groupement thiol d’une cystéine ((Doerig et al. 2015) – Tableau 5). Plasmodium possède une farnésyltransférase (FT) pour catalyser le premier type de prénylation, et une Géranylgéranyltransférase (GGT1) et une Rab Géranylgéranyltransférase qui cible les Rab GTPases. Le prénylatome de Plasmodium a été caractérisé récemment et permet de mieux comprendre l’impact de cette MPT chez le parasite ((Gisselberg et al. 2017)
– Tableau 5). Ainsi l’adressage de la FYVE-containing coiled-coil protein (FCP) à la vacuole digestive du parasite ne peut se faire si la protéine n’est pas prénylée, ce qui démontre l’importance de cette MPT dans le trafic des protéines au sein du parasite (Gisselberg et al. 2017).
Ancre GPI (Glycosylphosphatidylinositol)
Cette macromolécule est synthétisée à partir d’acides gras et de précurseurs de carbohydrates (Doerig et al. 2015). Elle est composée d’une portion phosphoéthanolamine, d’un cœur de glycanes et d’une queue phospholipidique (Tableau 5 – (Paulick and Bertozzi 2008)). L’ajout d’une ancre GPI sur une protéine est réversible et permet donc de moduler sa localisation de manière assez dynamique (Doerig et al. 2015). Trente protéines liées à une ancre GPI ont été détectées au cours du cycle intra-érythrocytaire de P.
falciparum (Gilson et al. 2006). Parmi elles, se trouvent les protéines MSP1 et 2 (Merozoite Surface Protein), indiquant donc que cette MPT joue un rôle dans l’adressage des protéines exportées à la membrane plasmique du parasite (Doerig et al. 2015; Cova et al. 2015).
e. Glycosylation
Plasmodium possède un système enzymatique lui permettant de produire différents glycanes et des ancres
GPI (Cova et al. 2015). Au cours de son cycle de développement intra-érythrocytaire, il produit de l’ATP et différents glycanes à partir du glucose qu’il fermente en lactate. La consommation en glucose d’un érythrocyte infecté par un trophozoïte est ainsi 100 fois supérieure à celle d’un érythrocyte non infecté
(von Itzstein et al. 2008; Cova et al. 2015). La capacité de Plasmodium à effectuer des MPTs basées sur la N- ou l’O-glycosylation est toujours controversée. Les seules protéines de Plasmodium O-glycosylées sont exprimées à des stades autres que les stades sanguins ; la Circumsporozoïte protein (CSP), qui se trouve à la surface des sporozoïtes, est ainsi O-glycosylée (Lopaticki et al. 2017). Voici tout de même ci-dessous les dernières données collectées à propos des MPTs basées sur la glycosylation des protéines chez
Plasmodium. O-Fucosylation
Une étude a rapporté récemment la caractérisation d’une O-fucosyltransférase (PfPOFUT2). PfPOFUT2 est localisée dans le réticulum endoplasmique du parasite et catalyse l’ajout d’un fucose sur le groupement
alcool d’une Sérine ou d’une Thréonine. Le KO du gène encodant cette protéine atténue la capacité des ookinètes à coloniser l’intestin du moustique et impacte la motilité des sporozoïtes (motilité glissante/’gliding’, traversée des hépatocytes, invasion, production de stades parasitaires exo- érythrocytaires) (Lopaticki et al. 2017). Cette étude démontre qu’une MPT jusque-là jugée secondaire se révèle au contraire importante pour certains stades de développement impliqués dans la transmission du parasite.
O-Acétylglucosaminylation (O-GlcNAc)
Une étude protéomique récente indique que 13 protéines O-GlcNAcétylées ont été identifiées chez des trophozoïtes âgés de P. falciparum (Tableau 5). Ces 13 protéines sont, entre autres, des kinases, des protéines impliquées dans le repliement des protéines (HSP70) ou des protéines nécessaires à la motilité du parasite (actine, myosine). Bien que l’impact de cette MPT sur la structure/fonction des protéines ciblées ne soit pas encore comprise, l’identification de ses substrats indique qu’elle pourrait jouer un rôle essentiel dans la capacité du parasite à envahir de nouvelles cellules hôtes (Kupferschmid et al. 2017).
f. Ubiquitination
Cette MPT consiste en la formation d’une liaison covalente entre une protéine d’ubiquitine et une lysine de la protéine cible par une ubiquitin-ligase (Tableau 5). Sur les 4200 substrats prédits in silico, 72 ont été validés expérimentalement au cours du cycle intra-érythrocytaire de P. falciparum ((Ponts et al. 2011) –
Tableau 5). L’ubiquitination cible une grande variété de substrats : des protéines de glideosome, des histones et des facteurs de transcription ApiAP2, des protéines impliquées dans le métabolisme, etc., impliquant cette MPT dans la régulation de nombreux processus indispensables au développement du parasite (Yakubu, Weiss, and Silmon de Monerri 2018). Le nombre le plus important de protéines ubiquitinylées a été détecté au stade schizonte, indiquant que cette MPT est probablement impliquée dans la régulation générale de l’activité cellulaire, notamment lorsque le schizonte se prépare à se différencier en mérozoïtes (Ponts et al. 2011).
g. SUMOylation
SUMO (Small Ubiquitin-like MOdifier) est une protéine de 100 acides aminés chez P. falciparum. Chez ce dernier, elle est localisée dans le noyau et le cytoplasme du parasite, ainsi que dans les sillons de Maurer qui sont des modifications de la surface des érythrocytes engendrées par le parasite (Issar et al. 2008; Mundwiler-Pachlatko and Beck 2013). SUMO est d’abord activée par protéolyse (par des protéases E2 enzyme SUMO comme la SENP, SUMO-specific Protease), puis liée à des lysines de protéines substrats pour moduler leur stabilité ou leur capacité à interagir avec des partenaires protéiques, voire réguler leur transport intracellulaire (Ponder et al. 2011; Maruthi et al. 2017). Elle peut ensuite être retirée de la protéine cible par les mêmes protéases (Ponder et al. 2011). Chez P. falciparum, 23 protéines SUMOylées présentant des fonctions diverses (liaison à la chromatine, l’ADN ou l’ARN, dynamine, heat shock proteins, etc.) ont été identifiées (Tableau 5 - (Issar et al. 2008)). Des protéines SUMOylées peuvent être également ubiquitinylées (Ponts et al. 2011). Enfin, la SUMOylatin semble jouer un rôle important dans les relations hôte-pathogène. Ainsi, la surexpression de SUMO1 dans les hépatocytes est délétère pour le développement des sporozoïtes, sans que le mécanisme de ce dispositif antiparasite ne soit connu. De plus, toujours sans que l’on sache comment, les sporozoïtes inhibent la SUMOylation de la protéine SMAD4 des hépatocytes pour la déstabiliser et l’empêcher d’atteindre le noyau de l’hépatocyte, réduisant
de moitié son activité de transcription, et impactant en conséquence l’expression des gènes de l’hépatocyte hôte (Maruthi et al. 2017).
h. Nitrosation
Il n’y a à ce jour qu’une seule étude rapportant des cas de nitrosation (S-nitrosylation) chez P. falciparum. Ce dernier est soumis à diverses espèces d’oxydes nitriques tout le long de son développement, car elles font partie de l’action anti-parasitaire mise en place par ses hôtes, notamment dans l’intestin du moustique dont elles inhibent l’invasion par les ookinètes. Il est donc possible que Plasmodium ait mis en place un système de S-nitrosation pour répondre à ce stress (Tableau 5). Les auteurs de l’étude évoquée ici ont montré que la Thioredoxin 1 (Trdx1) détient un pouvoir dénitrosant fort. Ils ont ensuite émis l’hypothèse que Trdx1 est d’abord nitrosylée en cas de stress nitrosant, puis catalyse des réactions de transnytrosylation entre protéines, afin de moduler leur activité enzymatique et de permettre au parasite de survivre à cette période stressante (L. Wang et al. 2014).
Tableau 5 : Structure chimique et fréquence des modifications post-traductionnelles retrouvées chez Plasmodium
Modification post-traductionnelle (MPT) Structure chimique du groupement ajouté Abondance de la MPT chez P. falciparum Phosphorylation
(Liaison d’un groupement phosphate au groupement alcool d’une Sérine, Thréonine ou Tyrosine) – voir partie
III.4
4409 sites phosphorylés sur 1225 protéines/2359 détectées au stade
schizonte (P. falciparum)
(M. O. Collins et al. 2014)
Acétylation
(Liaison d’un groupement acétyl- à une lysine de la protéine substrat)
2876 sites acétylés sur 1146 protéines au stade trophozoïte (P. falciparum), dont 197 sur 72
protéines exportées
(Cobbold et al. 2016)
Méthylation
(liaison d’un groupement méthyl- ci- contre à une lysine de la protéine
substrat)
570 protéines méthylées tout le long du cycle intra-érythrocytaire
(anneau : 292, trophozoïte : 335, schizonte : 358) – P. falciparum
(Kaur et al. 2016)
S-Glutathionylation
(liaison entre le groupement thiol d’une molécule de glutathion et le groupement thiol d’une cystéine de
la protéine substrat)
493 protéines cibles identifiées dans des stades sanguins de P.
falciparum (Kehr et al. 2011)
Palmitoylation
(liaison d’une molécule de palmitate avec une cystéine en N-ter ou son
groupement thiol – N ou S- palmitoylation)
N-palmitate
S-palmitate
372 sites de palmitoylation sur 315 protéines au stade schizonte
(P. falciparum)
N- et O-Glycosylation
(liaison d’une molécule de sucre au groupement alcool d’une Sérine/Thréonine ou l’amide d’une
Asparagine)
Exemple de l’O-GlNAcylation O-N-Acétylglucosamine
13 protéines O-GlcNAcétylées au stade trophozoïte âgé (P. falciparum) (Kupferschmid et al. 2017) Ancre GPI (Glycosylphosphatidylinositol)
(Le glycolipide ci-contre est ajouté à l’extrémité C-terminale de la protéine
substrat)
30 protéines comporteraient une ancre GPI sur tout le cycle intra-
érythrocytaire de P. falciparum
(Gilson et al. 2006)
Prénylation
(Liaison d’une des deux molécules ci- contre au groupement thiol de cystéines situées à l’extrémité C-ter
de la protéine substrat)
Farnésyl
Géranylgéranyl
20 candidats identifiés aux stades trophozoïte/schizonte de P.
falciparum (Gisselberg et al. 2017)
Myristoylation
(Liaison d’une molécule de Myristate à la Glycine dévoilée en N-ter de la
protéine d’intérêt)
30 substrats validés au stade schizonte chez P. falciparum
(Wright et al. 2014)
Ubiquitination
(Liaison d’une à plusieurs ubiquitines sur des lysines de la
protéine substrat)
H. sapiens – PDB = 1UBQ
4200 substrats prédits in silico et 73 validés expérimentalement (anneau : 24, trophozoïte : 36 et schizonte : 63) chez P. falciparum
(Ponts et al. 2011)
SUMOylation
(Liaison d’une Small Ubiquitin- related MOdifier à une lysine de la
protéine substrat)
H. sapiens – PDB = 1A5R
23 protéines SUMOylées détectées dans les stades sanguins chez P.
falciparum (Issar et al. 2008)
S-Nitrosation
(Ajout d’un groupement nitroso- sur le groupement thiol d’une cystéine)
37 sites de S-Nitrosation et 319 substrats potentiels identifiés chez
P. falciparum (L. Wang et al. 2014)
En somme, bien que ne disposant que d’un arsenal de facteurs de transcription réduit, Plasmodium a mis en place des systèmes de régulation transcriptionnelle à traductionnelle qui lui permettent d’exprimer les gènes dont il a besoin au moment où il en a besoin. Les MPTs s’ajoutent à ces différents phénomènes pour affiner leur régulation et moduler la fonction des protéines traduites, facilitant l’adaptation du parasite aux changements, voire aux attaques, qu’il subit tout le long de son cycle de vie.