Culture

Du fait de sa stérilité, la plantation de MxG peut être réalisée à partir de rhizomes ou de plantules. Les rhizomes sont obtenus par la technique de division du rhizome qui consiste à

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les séparer en petits morceaux (Figala et al., 2015; Heaton et al., 2010; Lewandowski et al.,

2000). Pour ce faire, les rhizomes dormants d’une plantation de 2 ou 3 ans sont coupés en utilisant un cultivateur rotatif ou une herse rotative et les nouveaux morceaux obtenus sont récoltés et plantés (Carton et al., 2008; Lewandowski et al., 2000; Nijskens, 2001). Selon les conditions du sol, une multiplication des plantes d'un facteur 30 à 40 peut être réalisée de cette façon sur une période de 2 à 3 ans (Carton et al., 2008; Nijskens, 2001). Concernant les plantules, celles-ci peuvent être obtenues en rempotant des petits segments de rhizomes obtenus par division du rhizome (Heaton et al., 2010) ou en utilisant la technique de micropropagation (Figala et al., 2015; Heaton et al., 2010). Cette dernière consiste à utiliser plusieurs tissus de MxG afin d’initier des cultures in vitro qui, ensuite, peuvent être multipliés et régénérés en plante entière (Holme and Petersen, 1996; Kim et al., 2010). La méthode de micropropagation permet d'obtenir des taux de multiplication supérieurs à celle de la division du rhizome (jusqu'à un facteur 2000) (DEFRA, 2001) mais les plants sont beaucoup plus sensibles lors du premier hiver avec un plus faible taux de survie (Lewandowski et al., 2000). En effet, l’avantage de la division du rhizome est qu’il prend place pendant que la plante est en dormance et est moins sensible aux changements climatiques (Pyter et al., 2010). Aussi, cette méthode est plus favorable en termes de croissance, de rendement en matière sèche (Pyter et al., 2010) et de coûts (DEFRA, 2001; Heaton et al., 2010; Lewandowski et al., 2000). Cependant, ces deux méthodes restent bien plus difficiles à mettre à place et plus onéreuses que celles réalisées à partir de semences, du fait notamment du peu d’équipements spécialisés existants (Lewandowski et al., 2000; Pyter

et al., 2010). Les coûts élevés pendant la première année d’implantation sont toutefois compensés par les caractéristiques pérennes de MxG car il n’y aura pas plus de dépenses nécessaires pour les 10 années à venir (Chung and Kim, 2012).

La plantation idéale correspond à la période de mars à avril lorsque le risque de fortes gelées est passé. Pour les plantules in vitro, la période idéale sera vers la mi-mai lorsque la température atteint 15°C en journée (Gauthier and Somer, 2013). La figure 30 présente le cycle de croissance annuel typique de MxG.

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Figure 30. Cycle annuel typique de croissance de MxG (Heaton et al., 2010).

Lorsque des rhizomes sont plantés, les pousses émergent au début du printemps lorsque les températures du sol varient entre 6 et 10°C (Clifton-Brown and Jones, 1997; Heaton et al.,

2010). La biomasse s’accumule rapidement pendant l’été avec un pic autour de septembre (Beale and Long, 1997). Selon le développement de la culture, les plants sont récoltés annuellement après 2 ou 3 ans d’implantation car la production de la biomasse, la première année, n’est pas assez importante (Gauthier and Somer, 2013). La récolte est généralement réalisée après la période de sénescence (récolte en sec) lorsque les plants sont secs et les éléments nutritifs remobilisés vers le rhizome (Beale and Long, 1997; Heaton et al., 2010). Au cours de la sénescence, 30 à 50 % de la matière sèche récoltable peut être perdue lors de la chute des feuilles (Heaton et al., 2010) mais elles permettent de limiter la pousse des adventices, d’isoler le sol d’un point de vu thermique et hydrique (Gauthier and Somer, 2013) et d’apporter de la matière organique au sol (Beale and Long, 1997). De plus, pour ce type de récolte, c’est principalement la tige qui est valorisée. La translocation des nutriments vers le rhizome permet d’assurer un approvisionnement en éléments nutritifs pour la prochaine saison ce qui réduit les besoins en fertilisant (Beale and Long, 1997; Himken et al.,

1997; Lewandowski and Kicherer, 1997). Il a été estimé que 21 à 46 % de l’azote, 36 à 50 % du phosphore, 14 à 30 % du potassium et 27 % du magnésium sont transloqués des pousses au rhizome (Himken et al., 1997). De plus, cela minimise la présence de composés inorganiques dans les parties aériennes récoltables qui pourraient causer des problèmes de corrosion, d’écumage, d’encrassement et d’émissions lors de la combustion (Beale and Long, 1997). En revanche, des polluants peuvent être émis dans l’atmosphère, si en présence d’un

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sol contaminé, ceux-ci ont été absorbés par les plants. Dans ce cas, des filtres peuvent être mis en place pendant la combustion. La récolte peut aussi être réalisée à la fin de l’été (récolte en vert) lorsque les rendements de biomasse sont les plus élevés (Heaton et al., 2010). Cependant, les plants sont humides et doivent être séchés ou utilisés en valorisation autre que la combustion et la présence des éléments nutritifs dans la tige et les feuilles nécessite, pour la saison de croissance suivante, un apport de fertilisant (Gauthier and Somer, 2013; Heaton et al., 2010).

Durant toute sa durée de vie, qui est estimée à 20-25 ans (Hromádko et al., 2010) sur des terres agricoles, MxG va se développer par bourgeonnement du rhizome et apporter chaque année de nouvelles pousses qui vont émerger durant le mois d’avril (Figala et al., 2015; Gauthier and Somer, 2013). Le nombre de tiges est très variable selon les plants, entre 30 et 80, mais certaines peuvent régresser ou disparaitre à cause de la concurrence pour la lumière (Vandendriessche, 2007). La culture peut finir par atteindre 4 m de haut (Hromádko

et al., 2010) et le système racinaire peut aller jusqu’à 2,5 m de profondeur (Neukirchen et al., 1999). La panicule florale de la plante va pouvoir aussi se développer mais il n’émet pas de gamétocytes (Linde-Laursen, 1993; Quinn et al., 2010). La période de floraison est souvent associée avec le début de la sénescence et l'absorption des nutriments (Chung and Kim, 2012).

En ce qui concerne l’entretien de la culture de MxG, un contrôle des adventices va être nécessaire durant sa première année de plantation car elle ne va pas s’avérer très compétitive (Lewandowski et al., 1995, 2000). Pour limiter l’utilisation d’herbicides, le paillage qui consiste à recouvrir le sol avec des matériaux d’origine végétale ou minérale, peut être utilisé. La chute des feuilles de MxG permettra par la suite de limiter la pousse des adventices. Au bout de 2 ou 3 ans lorsque la culture sera bien établie, ce contrôle ne sera plus nécessaire (Lewandowski et al., 2000). Bien qu’aucun insecte ravageur ou aucune maladie n’aient été reportés comme affectant significativement la production de MxG (Chung and Kim, 2012; Lewandowski et al., 2000) les risques potentiels restent élevés, notamment à cause de son manque de diversité génétique car MxG est issu d’un seul clone (Chung and Kim, 2012). Parmi les très peu d’insectes pouvant s’attaquer à MxG (Prasifka et al., 2009), il existe la larve de papillon de nuit Mesapamea secalis L. qui se nourrit de ses tissus au printemps (Christian et al., 1997). Concernant ses pathogènes, ils sont beaucoup

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plus nombreux et sont représentés par le champignon Fusarium (Thinggaard, 1997), le virus de la jaunisse nanisante de l'orge (Christian et al., 1994), le mildiou de Miscanthus causé par

Leptosphaeria sp. (O’Neill and Farr, 1996), le virus de la mosaïque de la canne à sucre (Agindotan et al., 2009) ou encore les champignons Pithomyces chartarum (Ahonsi et al.,

2010) et Ephelis japonica (Tsukiboshi et al., 2008). Cependant, en raison de sa forte résistance (Chung and Kim, 2012; Lewandowski et al., 2000), la culture de MxG nécessite très peu de pesticides. Comme cela a été énoncé précédemment, les besoins en fertilisants ne sont pas nécessaires après 2 ou 3 ans d’implantation mais ceux-ci peuvent être ajoutés de manière préventive lors de la première année de croissance. Un des autres avantages de MxG est qu’elle peut pousser sur une grande variété de sols, comme des sols pauvres ou contaminés, sans la nécessité d’un apport en nutriments minéraux (Lewandowski et al.,

2003). Une bonne structure des agrégats du sol, caractérisée par le volume des pores et la distribution des tailles, serait plus importante que le type de sol ou le pH pour la croissance de MxG (Heaton et al., 2010). Les sols les plus favorables doivent avoir une texture intermédiaire qui permet une bonne circulation de l’air, une grande capacité de rétention en eau et une haute teneur en matière organique (Heaton et al., 2010). Afin de minimiser les interférences avec les cultures à vocation alimentaire, les espèces de Miscanthus sont de plus en plus cultivées sur des terres marginales, souvent mises de côté en raison des mauvaises conditions du sol et des faibles rendements économiques (Dufossé et al., 2014). Toutefois, pour des raisons économiques, des cultures peuvent s’implanter sur des sols de bonne qualité appropriés pour la production alimentaire (Dufossé et al., 2014).

Toutes les caractéristiques qui font de MxG une matière première idéale pour la production d’énergie (forte production de biomasse, culture peu contraignante, pérennité,…), ont été suggérées comme étant des caractéristiques d’espèce invasive (Raghu et al., 2006). L’inquiétude d’une invasion repose sur le fait que les deux parents de MxG, Miscanthus sinensis et Miscanthus sacchariflorus présentent des risques particulièrement élevés d’invasion (Bonin et al., 2014; Quinn et al., 2010, 2011). Cependant, contrairement à ces deux espèces, MxG est stérile, produisant des graines non viables et se reproduisant par bouturage du rhizome. Matlaga et Davis (2013) soulignent aussi le fait que les machines agricoles peuvent provoquer une fragmentation des rhizomes, envahissant alors les bords des champs et pouvant être dispersés lors d’inondations. Cependant, MxG a été étudiée

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depuis plus de 10 ans en Europe pour des recherches sur les bioénergies et aucun cas d’invasion n’a été signalé dans les écosystèmes naturels ou cultivés (Pyter et al., 2010).