2 Matériels et méthodes
2.3 Caractérisation des eaux surnageantes, interstitielles, des lixiviats et des percolats
lixiviats et des percolats
2
2.3.1 Analyse du Carbone Total (CT), Inorganique Dissous (CID) et
Organique Dissous (COD)
Les analyses de CT dissout et de CID ont été effectuées au laboratoire PROTEE sur
un TOC-VCSH (Shimadzu) couplé à un passeur automatique d’échantillons (Asi-V) selon le
même principe que pour l’analyse du carbone sur un solide. Des solutions
d’hydrogénophtalate de potassium ont permis la réalisation de la courbe de calibration pour
l’analyse du TC en solution tandis que la courbe de calibration pour l’analyse du CID a été
effectuée avec des solutions de NaHCO
3/Na2CO
3(Fisher scientific, Analysis Reagent Grade).
Chaque échantillon a été analysé au minimum en triplicat avec des déviations standards
relatives (RSD) inférieures à 5%. Pour vérifier et corriger les éventuelles dérives sur la
mesure, tous les 10 échantillons, un blanc et un étalon sont analysés. De même, un échantillon
certifié MISSIPI-3 (National Research Council Canada) est analysé en début et fin
d’utilisation de l’appareillage. La concentration en COD est déterminée à partir de la
concentration en CT à laquelle est retranchée la concentration en CID.
2.3.2 Analyse des cations et anions majeurs par chromatographie ionique
Le bilan ionique a été réalisé au laboratoire PROTEE à l’aide d’une chromatographie
ionique (Dionex DX 120 avec échantillonneur automatique As-40). L’éluant utilisé pour le
dosage des anions est le carbonate de sodium (1,9 g dans 2L d’eau déionisée, Prolabo,
Normapur), pour le dosage des cations il s’agit d’acide méthane sulfonique (2,6 mL dans 2 L
d’eau déionisée, Acros, extrapure). La dérive des temps d’élution a été contrôlée par analyse
d'un échantillon certifié MISSIPI-3 (National Research Council Canada) avant et après
passage d’une quinzaine d’échantillons sur les résines. Des échantillons d’eau déionisée ont
aussi été analysés afin d’évaluer une contamination éventuelle des échantillons lors des
dilutions; ils ont toujours présenté, pour chaque élément, des valeurs inférieures aux seuils de
9;2
détection. Les échantillons liquides ont été conservés par congélation afin de limiter l’activité
bactérienne jusqu’à la réalisation des mesures. Les fortes concentrations en éléments dans les
lixiviats ou percolats ont amené à réaliser des dilutions d’un facteur 10 ou 100. Le dosage des
espèces peu concentrées (F
-, B
-, PO
43-, NH4+) a ainsi pu être faussé par les effets de matrice
ou par perte de l’information par dilution.
2.3.3 Analyses des ETM et des Majeurs par ICP-AES et ICP-MS
L’ensemble des échantillons liquides a fait l’objet d’analyses ICP au laboratoire
ECOMERS de l’université de Nice-Sophia Antipolis comme décrit ci-avant.
2.3.4 Caractérisation de la matière organique dissoute (MOD)
De nombreuses études se sont basées sur les techniques spectroscopiques pour
examiner les propriétés de la matière organique naturelle dans des eaux naturelles [145-148]
et certaines d’entre elles ont démontré l'intérêt de la spectrofluorescence 3D pour discriminer
les substances humiques des sols, des eaux naturelles ou encore des sédiments
[149-153,146,154,155]. Cette technique est adaptée aux faibles concentrations rencontrées dans les
eaux naturelles. Le principe repose sur le fait que de nombreux composés organiques et
inorganiques, appelés fluorophores, émettent des photons de fluorescence lorsqu'ils sont
excités par des photons du domaine visible ou proche de l'ultraviolet. Cette technique permet
de caractériser la matière organique suivant la nomenclature de Coble [149], de suivre les
processus de vieillissement et de maturation de la MON. La Fig.15 schématise le diagramme
de Jablonski qui décrit brièvement le phénomène de fluorescence. Les mesures ont été
réalisées au laboratoire PROTEE avec un spectrophotomètre de fluorescence Hitachi F-4500
avec une vitesse de balayage de 2400nm/minute, 5 nm de bande passante, sur des échantillons
liquides placés dans une cuve en quartz miroitée de 1 cm d’épaisseur. L'acquisition des
données a été réalisée à l’aide du logiciel FL-solution. Les mesures ont été faites sur une
gamme de longueurs d'ondes d'excitation variant de 200 à 500 nm) et une gamme de
longueurs d'onde d'émission variant de 200 à 600 nm. Le spectre 3D obtenu (Matrice
d’Excitation et d’Emission de Fluorescence, MEEF) permet la détermination de matières
organiques de type fulvique, humique ou protéique [149,152,154]. Après vérification par
spectrométrie UV de l'absence d'absorbance excessive, une première mesure est effectuée à 5
ppm de concentration en COD, puis une seconde après dilution d’un facteur 2. Les dilutions
de facteur 2 sont répétées jusqu'à ce que l'intensité de fluorescence (IF) des échantillons soit
dans le domaine de linéarité de Beer-Lambert. La fluorescence étant une sommation de
différents fluorophores, l’interprétation et la comparaison des spectres 3D nécessite alors
9<2
l’intervention d’outils statistiques tel que PARAFAC [153,156] qui permet la séparation des
différentes contributions spectrales. Plusieurs d'études ont montré que les processus
d’humification au sein de matériaux organiques peuvent être décrits par des changements de
la fluorescence des Substances Humiques (SH) contenues dans les eaux [146]. Les études
menées par Marta Fuentes et al., [154] indiquent que l’utilisation complémentaire d’indices de
fluorescence proposés par Milori [157] étaient capables de différencier les extraits de
matériaux non-humifiés, partiellement humifiés et très humifiés. Plusieurs indices ont été
développés pour fournir un moyen d’évaluation quantitative du degré d’humification de
divers matériaux organiques et donc de leur évolution dans le temps. Ces indices ont montré
des corrélations significatives avec les structures des substances organiques observées par des
techniques comme la Spectromètrie à résonance paramagnétique électronique
1[157].
• Indice de Zsolnay: le spectre d’émission compris entre 350 et 650 nm, avec une longueur
d’onde d’excitation de 440 nm, est divisé en quatre régions et on calcule le ratio A4/A1
entre le dernier quart (A4 :570–641 nm) et le premier quart (A1 :356–432 nm) [158].
C’est une mesure du degré d’humification, étant donné que les SH qui se condensent
progressivement auront des spectres d'émission évoluant vers des longueurs d'ondes plus
longues [146].
• Indice de Milori: Milori et al. [41] proposent l’utilisation de l’aire totale (A440) d’un
spectre d’émission collecté entre 460 et 650 nm pour une longueur d’onde d’excitation de
440 ou de 465 nm.
• Indice de Kalbitz: des spectres d'excitation synchrone 3D sont réalisés sur une gamme de
300-520 nm avec une différence constante de longueur d’onde de 55 nm (Kalbitz et al.,
1999). Le profil des spectres de fluorescence synchrones se décale vers des longueurs
d'ondes plus longues avec le degré d’humification du système, en raison de l'augmentation
de noyaux aromatiques fortement substitués et/ou de systèmes non saturés fortement
conjugués [154]. Parmi les possibilités proposées par les auteurs, le ratio entre les
intensités de fluorescence à 350 et 480 nm (longueurs d'ondes correspondant à des
fluorophores relativement simples, fortement conjugués et condensés en noyaux
aromatiques) permet d’estimer le degré d’humification.
L’absorbance UV-visible présente également un bon potentiel pour caractériser le
degré d’humification de la MO [146,43]. Plusieurs indices numériques dérivés de cette
9>2
technique ont montré leur utilité pour évaluer le degré d’humification de substances humiques
extraites de matériaux organiques de diverses origines :
• Ratio entre l'absorbance à 465 et 665 nm (E4/E6)
• Absorbance à 600 nm et à 280 nm (rapportée à la teneur en COD) (ε600 et ε280)
• Ratio entre les absorbances dues au transfert électronique π1π* du benzène à 253nm
et à 203nm
Ces indices sont qualitativement reliés aux fonctions structurelles des substances humiques
[159,148]. Par exemple, l’indice E4/E6 renseigne sur la taille, le poids moléculaire, le degré
de condensation aromatique et de polymérisation. Des valeurs hautes indiquent des composés
de petites tailles, de faibles poids moléculaires, présentant des cycles aromatiques et une
faible polymérisation.
Figure 15 Diagramme de Jablonski