Mise en évidence de nouveaux rôles du PI(4,5)P2 dans le processus mitotique De nombreuses évidences démontrent que le PI(4,5)P2 joue des rôles importants

dans le processus mitotique des cellules animales, en permettant notamment l’ancrage de l’anneau d’actomyosine à la membrane plasmique ou en modulant la dynamique et la contractilité de l’anneau d’actomyosine (cf. 53). Hormis son implication dans l’ingression du sillon de clivage et récemment dans le processus d’abscission, quels sont les autres rôles fonctionnels du PI(4,5)P2 pendant la mitose ?

L’anisotropie de distribution du PI(4,5)P2 participe à la création d’un différentiel de plasticité corticale.

La régulation précise des propriétés mécaniques du cortex est essentielle dans les cellules en division pour contrôler les modifications morphologiques complexes qui accompagnent le processus mitotique. Alors que le rôle du PI(4,5)P2 dans la régulation de la contractilité corticale a largement été étudié, via entre autres le recrutement de régulateurs de l’Actine, nos données élargissent le rôle du PI(4,5)P2 aux propriétés mécaniques du cortex aux pôles des cellules mitotiques en anaphase, via la régulation de la dMoésine (cf. article 2 page 63). Plus exactement, en participant à la régulation spatiale de la dMoésine, c'est-à-dire à sa délocalisation des pôles vers l’équateur, la distribution anisotropique du PI(4,5)P2 participe à la création d’un différentiel de plasticité corticale, qui contribue à l’élongation cellulaire caractéristique de l’anaphase B. D’autre part, en plus de cette participation dans la relaxation du cortex polaire via l’appauvrissement de la dMoésine, le PI(4,5)P2 est également indispensable à la stabilité corticale des pôles en permettant un recrutement local et transitoire de la dMoésine au cortex des blebs polaires (cf. article 2 page 63) (figure 36). Ainsi, si l’accumulation de PI(4,5)P2 à l’équateur contribue à la contractilité du cortex équatorial, nos données mettent en évidence que sa présence résiduelle aux pôles est indispensable pour permettre simultanément la relaxation et la stabilisation du cortex polaire. Nos données confirment également la capacité du PI(4,5)P2 à localiser et activer (plus ou moins directement) différents constituants de la machinerie du sillon de clivage, puisque sa localisation ectopique sur des endomembranes a pour conséquence une délocalisation partielle des protéines du sillon (cf. article 3 page 82) ne permettant pas une ingression complète de l’anneau d’actomyosine (figure 36). Ensemble, nos études confirment que la régulation fine du PI(4,5)P2 en mitose est requise au bon déroulement de la division cellulaire, en élargissant les rôles fonctionnels du PI(4,5)P2 aux propriétés mécaniques du cortex polaire. En participant à la création d’un différentiel de plasticité cortical entre les pôles et l’équateur, l’anisotropie de distribution du PI(4,5)P2 participe au clivage de la cellule mère et aux transformations de forme cellulaire que subissent les cellules mitotiques.

Figure 36 : mécanismes de régulation du PI(4,5)P2 en mitose, et rôles du PI(4,5)P2 sur l’ingression du sillon de clivage et la stabilité corticale.

En comparaison à une cellule sauvage (a, a’), l’inhibition de dOcrl se traduit par un enrichissement du PI(4,5)P2 sur des endomembranes au détriment de la membrane plasmique (b), incompatible avec la formation d’un anneau d’actomyosine apte à cliver la cellule mère en deux cellules filles (b’). L’inhibition de Skittles ou de Pten conduit à une réduction du taux de PI(4,5)P2 à la membrane plasmique (c), drastique au pôles en anaphase à l’origine d’une instabilité corticale caractérisée par la formation de blebs polaires de taille démesurée (c’).

a

b

c

c

’

b

’

a

’

Le PI(4,5)P2 contribue t-il à l’orientation et au centrage du fuseau mitotique ?

Outre sa contribution à la morphogénèse cellulaire en mitose, nos résultats suggèrent que le PI(4,5)P2 participe également à la stabilisation du fuseau mitotique. En effet, la réduction du taux de PI(4,5)P2 suite à l’inhibition de Skittles ou de Pten (cf. article 2 page 63), qui sont les deux enzymes qui contribuent de façon significative à la production de ce phosphoinositide durant la division cellulaire, conduit à la formation d’un fuseau mitotique excentré, dont l’axe n’est pas stable mais subit une rotation sur lui-même lors de la métaphase (résultat non montré). La similitude de ces observations avec les cellules déplétées en dMoésine, et le fait que le PI(4,5)P2 constitue un régulateur clef de sa distribution et de sa localisation corticale, nous conduit à émettre l’hypothèse que le PI(4,5)P2 pourrait participer au centrage du fuseau et à la stabilité de son axe via la régulation de la dMoésine. Nous sommes cependant conscients que le PI(4,5)P2 régule, directement ou indirectement, de très nombreuses protéines du cortex, protéines qui pourraient également être impliquées dans ce processus en plus de la dMoésine. Etant donné l’importance de l’orientation du fuseau dans la morphogénèse tissulaire, il serait intéressant d’approfondir les mécanismes par lesquels le PI(4,5)P2 semble participer à la localisation du fuseau mitotique. Par ailleurs, le PI(3,4,5)P3, un autre phosphoinositide de la membrane plasmique, semble impliqué dans l’orientation du fuseau mitotique via la régulation de la Dynéine et de la Dynactine [208], [209]. Nos données suggèrent que le PI(3,4,5)P3 pourrait contrôler l’orientation du fuseau par un mécanisme supplémentaire, en favorisant l’activation de la dMoésine par une production accrue de PI(4,5)P2. En effet, notre étude met en évidence que le PI(3,4,5)P3 est déphosphorylé par Pten en PI(4,5)P2 à chaque phase mitotique, et que ce mécanisme de production de PI(4,5)P2 participe à l’activation de la dMoésine (cf. article 2 page 63). Aussi, plutôt que de se focaliser sur les mécanismes par lesquels le PI(4,5)P2 stabilise et/ou localise le fuseau mitotique, il serait probablement plus judicieux d’adopter une approche plus intégrative et d’élargir l’étude au PI(3,4,5)P3 de la membrane plasmique. Plusieurs études ont examiné la distribution du PI(3,4,5)P3 durant la mitose, et montrent que celui-ci n’est pas détecté à la membrane plasmique des cellules NIH3T3 [159] ou CHO [160] ni dans les spermatocytes de drosophile en division [161]. Or notre étude met en évidence que la faible présence du PI(3,4,5)P3 à la membrane plasmique est justement due à sa rapide déphosphorylation en PI(4,5)P2 par Pten, mettant en avant le rôle du PI(3,4,5)P3 dans la production localisée du PI(4,5)P2 pendant la mitose (cf. article 2 page 63).