Édition du génome, thérapie cellulaire et génique

Un désavantage des traitements pharmacologiques est qu’ils demandent l’administration continue des molécules thérapeutiques. L’avancement des connaissances et des technologies en génétique humaine permet maintenant de modifier le génome de cellules malades afin de rétablir leurs fonctions, et ce de façon permanente.

Édition du génome

Il est possible de cibler spécifiquement une séquence d’ADN mutée causant une maladie et de la corriger directement à l’aide de complexes protéiques exogènes [33]. Le mécanisme implique la génération de coupures dans une région précise de l’ADN génomique, ce qui enclenche la réparation des cassures, l’introduction ou l’élimination de quelques nucléotides, ce qui permet dans un cas sur trois de rétablir le cadre de lecture et la poursuite de la transcription normale du gène. Les Zinc-Finger Nucleases (ZFN), les Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR) et les Transcription Activator-Like Effector-Nucleases (TALENs) [34] sont parmi ces systèmes de nucléases. Ces dernières dérivent des Transcription Activator-Like Effectors (TALEs), lesquels ont été découverts chez une bactérie pathogène exclusive au groupe de plantes du genre Xanthomonas. L’étude de cette classe de protéines a permis de caractériser un nouveau site de liaison à l’ADN, soit le domaine de répétition TALE. Le phénotype sauvage TALE reconnait une séquence cible dans l’ADN génomique de la cellule hôte et active la transcription de gènes promouvant l’infection [34, 35].

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Par ingénierie moléculaire, il a été possible de créer les TALENs en modifiant les TALEs pour cibler les régions mutées du gène de la dystrophine et en les combinant à l’endonucléase FokI. Les TALENs reconnaissent non seulement une séquence spécifique de nucléotides mais induisent aussi une coupure double brin dans l’ADN (figure 7) [36]. Après la coupure, des mécanismes de réparation de l’ADN s’activent. La réparation peut se faire par recombinaison homologue ou jonction d’extrémités non homologues (NHEJ) [37]. Les TALENs peuvent cibler théoriquement n’importe quelle séquence d’ADN qui est précédée par une thymidine [33, 38]. C’est le potentiel de cette technologie qui a été utilisé pour corriger le gène de la dystrophine dans notre étude.

Figure 7. Génération d’une coupure dans l’ADN par une paire de TALENs. Les TALENs se

lient spécifiquement à une séquence de nucléotides et l’endonucléase FokI génère une coupure double brin dans l’ADN. Adapté de Rajat M. Gupta et al, 2015 [36].

Thérapie cellulaire

Le concept de thérapie cellulaire consiste à greffer des cellules saines à un patient. La greffe peut être de type allogénique dans le cas où les cellules proviennent d’un donneur sain (figure 8), ou de type autologue lorsque les cellules sont propres au patient. Lors d’une greffe autologue on doit préalablement corriger génétiquement les cellules à transplanter ex vivo. Plusieurs essais cliniques ont été réalisés avec des greffes de myoblastes sains, avec des résultats variables. Aux cours des premiers essais cliniques de 1990 à 1995, plusieurs résultats négatifs ont été obtenus à cause de la mort des cellules greffées, du faible taux de migration des cellules à travers le muscle de l’hôte et du rejet immunitaire [18]. Par la suite, notre laboratoire a réalisé en 2005 un essai clinique de Phase I au cours duquel une greffe de myoblastes provenant d’un donneur sain haplocompatible a été faite chez neuf patients DMD immunosupprimés avec le Tacrolimus [39, 40]. Cet essai clinique a permis de détecter dans les muscles greffés la présence du gène normal de la dystrophine, l’expression de son ARNm et la présence de la protéine dystrophine normale.

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Dans le but d’améliorer les résultats suite à une greffe myoblastes sains, il est possible d’augmenter l’aire de la zone greffé en promouvant la migration des myoblastes grâce à une co- injection de facteurs de croissance comme ‘‘insulin-like growth factor-1 (IGF)’’ ou encore ‘‘basic fibroblast growth factor (bFGF)’’ [41]. Une autre alternative pour prévenir le rejet de greffe est l’emploi d’agents immunosuppresseurs comme le tacrolimus [42]. L’augmentation de la quantité de cellules greffées et une forte densité d’injections sur l’ensemble du muscle augmentent aussi le succès des greffes [43].

Figure 8. Schématisation des étapes d’une greffe de myoblastes allogéniques. (i) Prélèvement

d’une biopsie de tissu musculaire d’un donneur sain afin d’obtenir des fibres musculaires. (ii-iii) Libération des cellules satellites du muscle donneur pour la mise en culture. (iv) Prolifération et isolation des myoblastes. (v) Les myoblastes obtenus sont injectés dans les muscles d'un patient DMD. Adaptée de Tremblay et al. 2001[44].

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Thérapie génique

En 1990, le concept théorique de transférer chez un pateint une copie fonctionnelle d’un gène est devenu réalité. Le gène fonctionnel de l’adénosine déaminase (ADA) a été introduit dans des lymphocytes d’un patient ayant une mutation de cette enzyme. Cet essai clinique a démontré des résultats encourageants, et par le fait même engendré un intérêt pour la thérapie génique. Dans le

contexte d’un patient DMD, il faut introduire une copie fonctionnelle du gène de la dystrophine dans les fibres musculaires squelettiques et cardiaques. Cependant, il est difficle de livrer dans les noyaux des cellules un gène d’une taille de 2,4 Mb. De plus, le gène doit être délivré dans tous les muscles squelettiques et dans chaque fibre musculaire, lesquelles sont entourées de tissus conjonctifs.

Actuellement, les principaux vecteurs utilisés dans la livraison de gènes sont les vecteurs plasmidiques et les vecteurs viraux. Les vecteurs plasmidiques sont introduits généralement par électroporation. Par contre, l’expression du transgène est d’une durée limitée. Les vecteurs viraux sont un outil de prédilection car certains de ces vecteurs sont capables d’infecter des cellules en division on non. Malgré les succès de certains traitements de la DMD par thérapie génique dans des modèles animaux, les problèmes comme le rejet immunitaire, la courte durée d’expression du transgène et la toxicité doivent être résolus [45].

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