HAL Id: tel-02824436
https://hal.inrae.fr/tel-02824436
Submitted on 6 Jun 2020
HAL is a multi-disciplinary open access archive for the deposit and dissemination of sci- entific research documents, whether they are pub- lished or not. The documents may come from teaching and research institutions in France or abroad, or from public or private research centers.
L’archive ouverte pluridisciplinaire HAL, est destinée au dépôt et à la diffusion de documents scientifiques de niveau recherche, publiés ou non, émanant des établissements d’enseignement et de recherche français ou étrangers, des laboratoires publics ou privés.
Influence des traitements à base d’huiles essentielles sur les capacités de reproduction de Callosobruchus
subinnotatus Pic. et de Callosobruchus maculatus F.
(Coleoptera : Bruchidae) : mécanisme d’action de l’huile essentielle de Cymbopogon giganteus Chiov
Seth Nyamador
To cite this version:
Seth Nyamador. Influence des traitements à base d’huiles essentielles sur les capacités de reproduction de Callosobruchus subinnotatus Pic. et de Callosobruchus maculatus F. (Coleoptera : Bruchidae) : mécanisme d’action de l’huile essentielle de Cymbopogon giganteus Chiov. Sciences du Vivant [q-bio].
Université de Lomé, 2009. Français. �tel-02824436�
THESE
Pour l’obtention du Grade de
DOCTEUR EN SCIENCES DE LA VIE
Spécialité : Biologie de Développement Option : Entomologie Appliquée
Présentée par
Seth Wolali NYAMADOR
INFLUENCE DES TRAITEMENTS A BASE D’HUILES ESSENTIELLES SUR LES CAPACITES DE REPRODUCTION
DE CALLOSOBRUCHUS SUBINNOTATUS PIC. ET DE CALLOSOBRUCHUS MACULATUS F. (COLEOPTERA : BRUCHIDAE) : MECANISME D’ACTION DE L’HUILE ESSENTIELLE DE CYMBOPOGON GIGANTEUS CHIOV.
Soutenu publiquement le 14 mai 2009 Devant la Commission d’Examen composée de :
UNIVERSITE DE LOME FACULTE DES SCIENCES
LOME - TOGO
Luc P. BELZUNCES, Professeur DR, INRA Avignon – France Président
Jean-Luc BRUNET, Docteur, Ingénieur des Etudes INRA Avignon – France Rapporteur Adolé I. GLITHO, Professeur Université de Lomé – Togo Directeur Guillaume K. KETOH, Maître de Conférences Université de Lomé – Togo Rapporteur
Seth W. Nyamador (2009) Dédicaces
DEDICACE
A mon Dieu, Le Tout Puissant,
L’Omniscient, L’Omnipotent Et l’Omniprésent
Qui a permis la réalisation de cette thèse.
Que la gloire te soit rendue mon Dieu.
Ps 37 ; 4-5 : « Fais de l’Eternel tes délices, et il te donnera ce que ton cœur désire.
Recommande ton sort à l’Eternel, mets ta confiance en lui, et il agira. »
Les travaux présentés dans cette thèse, ont été réalisés dans le Laboratoire d’Entomologie Appliquée de la Faculté des Sciences de l’Université de Lomé au Togo et dans le Laboratoire de Toxicologie Environnementale de l’Unité Mixte de Recherche 406 de l’INRA d’Avignon en France. Plusieurs personnes ont contribué de diverses manières à la réalisation de ce travail.
Je tiens ainsi à remercier :
- Monsieur le Président de l’Université de Lomé pour avoir accepté mon inscription en thèse de doctorat à l’Université de Lomé et pour m’avoir recruté en qualité d’Attaché Temporaire d’Enseignement et de Recherche, ce poste m’a donné plus d’opportunités pour mener à bien mes travaux de recherche ;
- Monsieur le Directeur National de la Recherche Scientifique et Technologique du Togo, Doyen honoraire de la Faculté des Sciences de l’Université de Lomé, le Professeur Messanvi GBEASSOR pour les facilités administratives qu’il m’a accordées ;
- Madame le Professeur Isabelle A. GLITHO, Actuel Doyen de la Faculté des Sciences et Directrice du Laboratoire d’Entomologie Appliquée de la Faculté des Sciences de l’Université de Lomé, Directrice de cette thèse, pour la confiance placée en moi en m’acceptant dans son laboratoire et dans son école doctorale, son soutien, sa disponibilité et surtout son souci de travail bien fait qui ont conduit aux résultats de cette thèse ;
- Monsieur le Professeur Luc P. BELZUNCES, Directeur de Recherche, Directeur du Laboratoire de Toxicologie Environnementale, Responsable de l’Unité Mixte de Recherche 406 de l’INRA d’Avignon (France) ; pour m’avoir accepté dans son laboratoire au sein de l’Unité Mixte de Recherche qu’il dirige. Mon séjour dans votre laboratoire m’a permis de donner de nouvelles dimensions à cette thèse. Mes sincères remerciements pour votre appui multiforme et pour l’honneur que vous me faîtes d’accepter présider le jury de cette thèse et de juger ce travail ;
- Que Monsieur le Professeur Guillaume K. KETOH, Maître de Conférences, à la Faculté des Sciences de l’Université de Lomé, trouve ici mes profondes gratitudes pour sa constante disponibilité, ses encouragements et surtout ses conseils avisés et ses aides multiformes.
Monsieur le Professeur, cette thèse n’aurait pas abouti sans vos constants efforts de nous voir arriver à la fin. Que vos qualités humaines et scientifiques soient pour nous un exemple à imiter. Mes sincères remerciements pour avoir accepté de juger ce travail ;
- Monsieur Jean-Luc BRUNET, Ingénieur des études au Laboratoire de Toxicologie
Seth W. Nyamador (2009) Avant-Propos
son assistance, ses sollicitudes et surtout pour m’avoir initié aux techniques de colorimétrie et de fluorimétrie. Mes sincères remerciements pour avoir accepté de juger ce travail ;
- Monsieur le Professeur Honoré K. KOUMAGLO, Directeur du Laboratoire des Extraits Végétaux et Arômes Naturels de la Faculté des Sciences de l’Université de Lomé pour avoir mis à notre disposition les huiles essentielles utilisées au cours de ce travail ;
- Monsieur Takouda K. KPATCHA, Maître Assistant à la Faculté des Sciences, Chef de Département de Zoologie et de Biologie Animale pour son soutien et ses encouragements ; - Monsieur Yaovi NUTO, Maître Assistant à la Faculté des Sciences de l’Université de Lomé pour ses multiples conseils et encouragements ;
- Monsieur Komina AMEVOIN, Maître Assistant à la Faculté des Sciences de l’Université de Lomé pour son soutien moral et ses encouragements ;
- Messieurs Joseph BOUWESSIDJAOU (Maître Assistant), Wiyao POUTOULI (Maître Assistant), Mawuli AFIADEMAGNON (Assistant) et Essè ANANI-KOTOKLO (Assistant) , Enseignants Chercheurs au Département de Zoologie et de Biologie Animale de la faculté des Sciences de l’Université de Lomé pour leurs soutiens et encouragements ;
- Messieurs Innocent AGBONON, Christophe EKLU-GADEGBEKU, Maîtres Assistants au Département de Physiologie Animale pour leur soutien moral et leurs encouragements et Kpérkouma WALA, Maître Assistant au Département de Botanique et de Biologie Végétale pour ses appuis inestimables dans la réalisation des cartes contenues dans cette thèse ;
- Messieurs Antoine B. SANBENA, Serge BODJONA, Georges APETOGBO, et Hilaire DOTSE, Techniciens Supérieurs de Laboratoire à la Faculté des Sciences de l’Université de Lomé pour leur assistance technique.
Mes sincères remerciements aux collègues Thésards du laboratoire D. A. MONDEDJI, G.
SEGNIAGBETO et T. TCHAMOOU pour leurs encouragements ; je n’oublie pas mes jeunes frères, étudiants du Laboratoire d’Entomologie Appliquée en particulier Messieurs M. K.
AHADJI-DABLA ; J-B EFFOWE et K. B. L. AGBOYI pour l’aide appréciable qu’ils m’ont apportée au cours de mes travaux et dans l’élaboration de ce document.
Je remercie par ailleurs tous les membres de l’Unité Mixte de Recherche 406, Abeille &
Environnement de l’INRA d’Avignon (France) : Chercheurs, Enseignants - Chercheurs, Etudiants - Doctorants, Techniciens et Secrétaires pour la bonne ambiance conviviale créée dans l’Unité et les différentes facilités qu’ils m’ont accordées au sein de leur unité.
Que tous ceux qui de près ou de loin ont contribué à la réalisation de cette thèse trouve ici l’expression de ma profonde gratitude.
Je voudrais exprimer toute ma reconnaissance à :
- Messieurs K. ALIPUI et A. AGBENDA pour leur appui financier et leur soutien moral ;
- Ma Maman chérie Janet DONYO pour ses prières et sa protection morale - Mes frères John ALOKPA et Alex NYAMADOR pour leurs soutiens multiformes - Mes frères et sœurs de la Chorale Siloé pour leurs précieuses prières.
Je ne saurais terminer ses quelques lignes sans exprimer mes sincères remerciements à ma très chère et bien aimée épouse, Sabine E. NYAMADOR pour sa patience, sa compréhension, son soutien indéfectible et ses constantes prières. Que les fruits de ce travail, t’apportent Chérie, le réconfort nécessaire.
Seth W. Nyamador (2009) Remerciements
.
REMERCIEMENTS
Cette thèse a été réalisée grâce à l’appui financier de la Commission Nationale de l’UNESCO à Lomé au Togo.
Mon séjour en France a été possible grâce à la bourse en alternance de six (6) mois qui m’a été accordée par le Service de Coopération et d’Action Culturelle (SCAC) de l’Ambassade de France au Togo. Mes remerciements vont particulièrement à Madame Connolly du SCAC pour les facilités administratives qu’elle m’a accordées tant à Lomé qu’en France, de même qu’au service d’EGIDE de Marseille pour sa disponibilité et son assistance durant mon séjour à Avignon.
SOMMAIRE
Seth W. Nyamador (2009) Sommaire
SOMMAIRE
Page
DEDICACE………ii
AVANT-PROPOS……….iii
REMERCIEMENTS……….vi
PUBLICATIONS……….xii
COMMUNICATIONS……….xii
LISTE DES ABREVIATIONS………...xiv
LISTE DES ACRONYMES……….xv
LISTE DES FIGURES………..xvi
LISTE DES TABLEAUX……….xviii
INTRODUCTION GENERALE………... . 1
CHAPITRE I : REVUE BIBLIOGRAPHIQUE………...6
I – BIOECOLOGIE DE C. SUBINNOTATUS………...7
1. Descriptrion de l’insecte………. .7
2. Polymorphisme et activité reproductrice de C. subinnotatus………9
3. Importance des différents morphotypes………...10
4. Influence des facteurs abiotiques sur l’oviposition et le développement de l’insecte...10
5. Organisation des appareils reproducteurs mâle et femelle chez les deux morphotypes de C. subinnotatus………... 11
5.1. Appareil reproducteur femelle ... 11
5.2. Appareil reproducteur mâle... 13
6. Adaptation et facteurs d’induction et de levée de la quiescence et de la diapause reproductrices chez les bruches……….15
II - IMPORTANCE ECONOMIQUE DU VOANDZOU………... 17
1. Production du voandzou……… 17
2. Importances nutritionnelle, agronomique et médicinale du voandzou………..19
2.1. Importance nutritionnelle du voandzou... 19
2.2. Importance agronomique du voandzou ... 21
2.3. Importance médicinale du voandzou... 21
3. Problèmes liés à la culture et au stockage du voandzou………..21
4. Dégâts des bruches sur le voandzou……….. 23
III. METHODES DE GESTION DES POPULATIONS DES RAVAGEURS 24 DE STOCKS DE LEGUMINEUSES………... 1. Les méthodes de lutte chimique et leurs conséquences………...24
2. Mise au point des méthodes alternatives avec les produits dérivés des plantes………25
IV. MECANISMES D’ACTION DES COMPOSES D’ORIGINE VEGETALE : 28 CAS DES HUILES ESSENTIELLES………... 1. Action sur les estérases………... 28
2. Action sur les synapses inhibitrices………... 29
3. Action sur les récepteurs octopaminergiques………...29
4. Action sur l’activité électrique neuronale……….30
I/ MATERIEL ET TECHNIQUES UTILISES………32
1. Les insectes……….. 32
2. Les plantes hôtes………. 34
2.1. Les graines de voandzou (Vigna subterranea Verd.)... 34
2.2. Les graines de niébé (Vigna unguiculata Walp.) ... 35
3. Les plantes aromatiques et à huiles essentielles………... 35
3.1. Cymbopogon giganteus Chiov. (Poaceae) ... 35
3.2. Cymbopogon nardus L. Rendle (Poaceae)... 35
3.3. Chromolaena odorata L. (Asteraceae)... 36
3.4. Bidens borianiana L. (Asteraceae)... 36
4. Produits chimiques utilisés pour les différents dosages enzymatiques………..36
5. Les techniques utilisées………...39
5.1. Extraction des huiles essentielles ... 39
5.2. Analyse de la composition chimique des huiles essentielles ... 39
II/ METHODES……….. 41
1. Identification des espèces d’insectes dans les stocks de voandzou………..41
2. Etude de quelques paramètres biologiques de C. subinnotatus………..41
2.1. Etude de l’activité reproductrice et de la survie des adultes de C. subinnotatus... 41
2.2. Durée de développement des différents stades immatures de C. subinnotatus... 42
2.3. Détermination du potentiel reproducteur de C. subinnotatus... 42
2.3.1. Influence de la variation du nombre des femelles... 42
2.3.2. Influence de la quantité de graines sur l’activité reproductrice de C. subinnotatus ... 43
3. Activité insecticide des huiles essentielles extraites des plantes aromatiques…………44
3.1. Evaluation de l’activité insecticide de quatre huiles essentielles chez C. subinnotatus et C. maculatus... 44
3.2. Etude des activités ovicide et larvicide des huiles essentielles chez C. subinnotatus et C. maculatus... 44
3.3. Effet des huiles essentielles sur les stades immatures... 46
4. Modes d’action de l’huile essentielle de C. giganteus chez les deux espèces de bruches : C. subinnotatus et C. maculatus………..46
4.1. Préparation des individus ... 46
4.2. Obtention des extraits enzymatiques à partir des bruches... 47
4.2.1. Obtention des extraits pour les tests in vivo... 48
4.2.2. Obtention des extraits pour les tests in vitro... 48
4.3. Détermination des Protéines... 48
4.4. Procédés d’analyse des enzymes... 51
4.4.1. Acétylcholinestérase (AChE)... 51
4.4.2. Caractérisation de l’AChE par électrophorèse ... 51
4.4.3. Glutathion S-transférase (GST)... 52
4.4.4. Glutathion réductase (GR) ... 52
4.4.5. Superoxide dismutase (SOD) ... 52
4.4.6. Catalase (CAT)... 52
4.5. Cinétique in vitro de l’AChE ... 53
5. Analyse statistique………. 53
Seth W. Nyamador (2009) Sommaire
CHAPITRE III : IDENTIFICATION DES INSECTES RAVAGEURS ET PARASITOÏDES INFEODES AUX STOCKS DE VOANDZOU ET DETERMINATION DU POTENTIEL REPRODUCTEUR DE C. SUBINNOTATUS
ET DE C. MACULATUS………54
INTRODUCTION……….. 55
I/ IDENTIFICATION DES INSECTES RAVAGEURS ET DE PARASITOÏDES DANS LES STOCKS DE VOANDZOU………...55
II/ DETERMINATION DU POTENTIEL REPRODUCTEUR DES BRUCHES.…...57
1. Paramètres biologiques des adultes de C. subinnotatus………...57
1.1. Durée de vie des adultes mâles et femelles de C. subinnotatus... 57
1.2. Activités de ponte chez la femelle de C. subinnotatus... 57
1.3. Taux de fertilité des œufs chez C. subinnotatus... 60
1.4. Taux de survie larvaire... 60
1.5. La durée moyenne de développement des différents stades préimaginaux ... 60
1.6. Taux d’émergence des adultes ... 61
1.7. Développement de C. subinnotatus et état des appareils reproducteurs mâles et femelles ... 61
2. Influence de la variation du nombre des femelles et de la disponibilité du substrat de ponte sur l’oviposition de C. subinnotatus et de C. maculatus………64
2.1. Influence de la variation du nombre des femelles sur l’oviposition de C. subinnotatus et de C. maculatus... 64
2.2. Influence de la quantité du substrat de ponte sur l’oviposition des femelles de bruches ... 66
III/ DISCUSSION………... 66
IV/ CONCLUSION……….70
CHAPITRE IV : EVALUATION DE LA SENSIBILITE DES DEUX ESPECES DE BRUCHES AUX HUILES ESSENTIELLES………...72
INTRODUCTION……….. 73
I/ ANALYSE DE LA COMPOSITION CHIMIQUE DES HUILES ESSENTIELLES..74
1. Composition chimique de l’huile essentielle de Cymbopogon giganteus………74
2. Composition chimique de l’huile essentielle de Cymbopogon nardus……….74
3. Composition chimique de l’huile essentielle de Chromolaena odorata………...77
4. Composition chimique de l’huile essentielle de Bidens borianiana………78
5. Conclusion………... 78
II/ EVALUATION DE L’ACTIVITE INSECTICIDE DES QUATRE HUILES ESSENTIELLES EXTRAITES SUR LA SURVIE ET L’OVIPOSITION DE C. MACULATUS ET DE C. SUBINNOTATUS………78
1. Effet des huiles essentielles sur la survie des adultes de C. maculatus et de C. subinnotatus……….79
1.1. Effet de l’huile essentielle de C. giganteus... 79
1.2. Effet de l’huile essentielle de C. nardus... 80
1.3. Effet de l’huile essentielle de C. odorata... 81
1.4. Effet de l’huile essentielle de B. borianiana... 82
1.6. Effet résiduel des quatre huiles essentielles sur les adultes des deux espèces de bruches
... 83
2. Effet des huiles essentielles sur la capacité de ponte des femelles de C. maculatus et de C. subinnotatus……….88
3. Discussion……… 90
4. Conclusion………... 94
III/ ETUDE DES ACTIVITES OVICIDE ET LARVICIDE DES DEUX HUILES ESSENTIELLES LES PLUS EFFICACES SUR LES STADES IMMATURES DE C. MACULATUS ET DE C. SUBINNOTATUS……….94
1. Activité ovicide des huiles essentielles………... 94
1.1. Effet des deux huiles essentielles sur les œufs frais de C. maculatus... 94
1.2. Effet des deux huiles essentielles sur les œufs frais de C. subinnotatus... 96
2. Activité larvicide des huiles essentielles……… 96
2.1. Effet des huiles essentielles sur les larves néonates... 96
2.1.1. Effet sur les larves néonates de C. maculatus... 96
2.1.2. Effet sur les larves néonates de C. subinnotatus... 98
2.2. Effet des huiles essentielles sur les larves plus âgées de C. maculatus... 98
2.3. Effet des huiles essentielles sur les larves plus âgées de C. subinnotatus... 100
3.Discussion………....102
4. Conclusion………..105
CHAPITRE V : MODES D’ACTION DE L’HUILE ESSENTIELLE DE CYMBOPOGON GIGANTEUS Chiov. CHEZ LES DEUX ESPECES DE BRUCHES……….106
INTRODUCTION……….107
1. Mise en évidence des enzymes de détoxification et du stress oxydant chez C. maculatus et C. subinnotatus in vitro……….107
2. Identification des différentes formes de l’AChE chez C. maculatus et C. subinnotatus………...109
3. Effet in vitro de C. giganteus sur l’activité de l’AChE de C. maculatus et de C. subinnotatus………...113
4. Effet in vivo de C. giganteus sur les activités des enzymes de détoxification et du stress oxydant chez C. maculatus et C. subinnotatus………113
4.1. Effet de l’huile essentielle de C. giganteus sur l’activité de l’AChE... 113
4.2. Effet de l’huile essentielle de C. giganteus sur l’activité de la GST... 117
4.3. Effet de l’huile essentielle de C. giganteus sur l’activité de la SOD ... 120
4.4. Effet de l’huile essentielle de C. giganteus sur l’activité de la GR... 123
4.5. Effet de l’huile essentielle de C. giganteus sur l’activité de la CAT ... 126
5. Discussions ... 129
6. Conclusion : Mode d’action de l’huile essentielle de C. giganteus………132
CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES………...134
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES………140
ANNEXES………..177
Seth W. Nyamador (2009) Publications et Communications
PUBLICATIONS
Nyamador S. W. et Glitho I. A. 2001. Capacités reproductrices de la souche togolaise de Callosobruchus maculatus F. (Coleoptera : Bruchidae). J. Rech. Sci. Univ. Lomé (Togo), 5 (2) : 361 – 366.
Nyamador W. S., Ketoh G. K., Amévoin K., NutoY., Kouamaglo H. K and Glitho I. A.
2008. Variation in Callosobruchus Species Susceptibility to Essential Oil (Accepté pour publication au Journal of Stored Product Research).
COMMUNICATIONS
Nyamador, S. W., Ketoh G. K., Nuto Y., Koumaglo K. H. et Glitho I. A. (2006). Activité biologique de quatre huiles essentielles sur deux espèces sympatriques de Coleoptera Bruchidae : Callosobruchus maculatus F. et Callosobruchus subinnotatus Pic. In 12ème journées Scientifiques Internationales de Lomé. Thème : La Science comme fondement du développement humain durable. « Lomé du 23 au 27 octobre 2006 ».
Nyamador S. W., Ketoh G. K., Nuto Y., Amévoin K., Koumaglo H. K., Glitho I. A. (2007).
Evaluation of Insecticidal Activity of Essential oils on the Development of Callosobruchus maculatus F. and Callosobruchus subinnotatus Pic. (Coleoptera : Bruchidae). In The 17th Conference of the African Association of Insect Scientists. Subject: Towards food security, health and protection of the environment in Africa: The role of Insect Sciences “Dakar, 11- 15th June 2007”.
Nyamador S. W., Brunet J-L.,Ketoh G. K., Badiou A., Koumaglo H. K., Glitho I. A. et Belzunces L.(2008). Etude du Mode d’action de l’huile essentielle de Cymbopogon giganteus Chiov. chez Callosobruchus maculatus F. et Callosobruchus subinnotatus Pic. (Coleoptera:
Bruchidae). In 11èmes Journées Annuelles de la SOACHIM. Thème : Contribution des Sciences de la Chimie à la mise en œuvre des Objectifs du Millénaire pour le Développement en Afrique de l’Ouest « Lomé du 11 au 16 Août 2008 ».
Larvicide des Huiles Essentielles de Cymbopogon giganteus Chiov. et de Cymbopogon nardus L. Rendle sur les stades immatures de Callosobruchus maculatus F. et de C.
subinnotatus Pic. (Coleoptera : Bruchidea). In 13èmes Journées Scientifiques Internationales de Lomé. Thème : La Contribution de la Recherche à la Réalisation des Objectifs du Millénaire pour le Développement « Lomé du 20 au 24 Octobre 2008 ».
Seth W. Nyamador (2009) Liste des abréviations et des acronymes
LISTE DES ABREVIATIONS
ACh : Acétylcholine
AChE : Acétylcholinestérase
AcSCHI : Acétylthiocholine Iodure
ADN : Acide désoxyribonucléique
AP-1 : Activator Protein-1
APS : Persulfate d’ammonium
BHT : Hydroxytoluène de butyle
BSA : Sérum Albumine Bovine
CAT : Catalase
CDNB : 1- chloro-2,4-dinitrobenzène
ClO- : Hypochlorite
C-jun, C-fos : Oncogènes cellulaires CoQ10 : Ubiquinone
CoQ10H2 : Ubiquinol-10
CPG/SM : Chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrophotométrie de masse
Cu-ZnSOD : Superoxide dismutase au cuivre et au zinc
Cyt P450 : Cytochrome P450
DDT : Dichlorodiphenyltrichloroethane
DL50 : Dose Létale 50, dose induisant la mortalité de 50% des individus
DL100 : Dose Létale 100, dose induisant la mortalité de 100%
des individus
DMDS : Disulfure de diméthyle
DTNB : 6, 6’ Dinitro 3, 3’ dithiodibenzoic acid EDTA : Acide éthylène diaminetétraacétate disodique FMO : Flavine Monooxygénase
GABA : Acide γ-amino butyrique GPx : Glutathion peroxydase GR : Glutathion réductase GSH : Glutathion réduit GSSG : Glutathion oxydé
HE : Huile essentielle H2O2 : Peroxyde d’hydrogène
HST : tampon de forte force ionique contenant du Triton X-100 JHAs : Analogues de l’hormone juvénile
KATP : Canaux potassiques ATP dépendant LS : tampon de basse force ionique
LST : tampon de basse force ionique contenant du Triton X-100 NADP+ : Nicotinamide adénine dinucléotide phosphate oxydé NADPH : Nicotinamide adénine dinucléotide phosphate réduit NBT : nitro bleu de tétrazolium
O2° : Ion superoxyde OH- : Radical hydroxyle
ROS : Espèces Réactives de l’oxygène SOD : Superoxyde dismutase
TEMED : N, N, N’, N’ – tétraméthyléthylènediamine thDMDS : Thiosulfinate de diméthyle
TNR : Type Non Reproducteur
TR : Type Reproducteur
UA : Unité d’Absorbance (unité internationale)
LISTE DES ACRONYMES
CBDD : Centre Régional pour le Développement Durable
FAO : Food and Agriculture Organization
FAOSTAT : FAO Statistical Database
IFDC : International Fertility Development Center IITA : International Institute of Tropical Agriculture ONASA : Office National de Sécurité Alimentaire PEDUNE : Protection Economiquement Durable du Niébé
Seth W. Nyamador (2009) Liste des figures et des tableaux
LISTE DES FIGURES
Page
Figure 1 : Cycle de développement de C. subinnotatus………..8
Figure 2 : Appareils reproducteurs des adultes femelles (a) et mâles (b) des deux formes de C. subinnotatus issus des émergences………...12
Figure 3 : Représentation schématique de l’appareil reproducteur femelle de C. maculatus...14
Figure 4 : Représentation schématique de l’appareil reproducteur mâle de C. maculatus…...14
Figure 5 : Le voandzou Vigna subterranea Verd...18
Figure 6 : Evolution de la production et des rendements du voandzou au Togo de 1982 à 2003………..18
Figure 7 : Zones de production du voandzou au Togo……….20
Figure 8 : Adultes de la forme non voilière de Callosobruchus maculatus……….33
Figure 9 : Adultes de la forme sexuellement active de C. subinnotatus………...33
Figure 10 : Graines de voandzou portant des œufs de C. subinnotatus………....34
Figure 11 : Graines de Niébé (Vigna unguiculata Walp.)………...34
Figure 12 : Cymbopogon giganteus Chiov. (Poaceae)………..37
Figure 13 : Cymbopogon nardus L. Rendle (Poaceae)……….37
Figure 14 : Chromolaena odorata L. (Asteraceae)………..38
Figure 15 : Bidens borianiana (Asteraceae)………...38
Figure 16 : Dispositif d’extraction des huiles essentielles par hydrodistillation………..40
Figure 17 : Protocole d’étude de l’influence de la variation du nombre de femelles ou de la quantité du substrat de ponte préférentiel de C. maculatus et de C. subinnotatus sur leur oviposition………..43
Figure 18 : Potocole d’évaluation de la sensibilté des différents stades de développement des deux espèces de bruche aux huiles essentielles………45
Figure 19 : Protocole de préparation des individus pour les extractions………..47
Figure 20 : Procédé d’extraction des enzymes………...49
Figure 21 : Durée de vie des adultes mâles et femelles de C. subinnotatus………...58
Figure 22 : Courbe de survie de C. subinnotatus en présence du substrat de ponte………...58
Figure 23 : Oviposition journalière des femelles sexuellement actives de C. subinnotatus...59
Figure 24 : Répartition des adultes émergeants de C. subinnotatus en fonction de l’état de leur appareil reproducteur au cours de la première génération………...59
Figure 25 : Evolution du nombre moyen d’oeufs par femelle de C. maculatus et de C. subinnotatus en fonction du nombre de femelles………...65
Figure 26 : Evolution de la fécondité des femelles de C. maculatus et de C. subinnotatus en fonction de la quantité de graines disponibles………...65
Figure 27 : Evolution du taux de mortalité cumulée par jour des adultes de C. maculatus exposés pendant 24 h à l’huile essentielle de Cymbopogon giganteus…………...84
Figure 28 : Evolution du taux de mortalité cumulée par jour des adultes de C. maculatus exposés pendant 24 h à l’huile essentielle de Cymbopogon nardus………...84
Figure 29: Evolution du taux de mortalité cumulée par jour des adultes de C. maculatus exposés pendant 24 h à l’huile essentielle de Chromolaena odorata……….85
Figure 30 : Evolution du taux de mortalité cumulée par jour des adultes de C. maculatus exposés pendant 24 h à l’huile essentielle de Bidens borianiana………...85
Figure 31 : Evolution du taux de mortalité cumulée par jour des adultes de C. subinnotatus exposés pendant 24 h à l’huile essentielle de Cymbopogon giganteus………...86
Figure 32 : Evolution du taux de mortalité cumulée par jour des adultes de C. subinnotatus exposés pendant 24 h à l’huile essentielle de Cymbopogon nardus…………...86
Figure 33 : Evolution du taux de mortalité cumulée par jour des adultes de C. subinnotatus exposés pendant 24 h à l’huile essentielle de Bidens borianiana………...87
Figure 34 : Evolution du taux de réduction de l’oviposition chez les femelles de C. maculatus au cours du traitement à l’HE de C. giganteus………...87
Figure 36 : Evolution du taux de réduction de l’oviposition chez les femelles de
C. subinnotatus au cours du traitement………...89 Figure 37 : Nombre moyen d’œufs pondus par jour par les femelles de C. maculatus
sur les graines de niébé après le traitement aux différentes huiles essentielles à la dose de 20 µL/l……….91 Figure 38 : Nombre moyen d’œufs pondus par jour par les femelles de C. subinnotatus
sur les graines de voandzou après le traitement aux différentes huiles essentielles à la dose de 20 µL/l……….91 Figure 39 : Activité ovicide de C. giganteus et de C. nardus sur les œufs frais de
C. maculatus après 24 heures d’exposition……….95 Figure 40 : Activité ovicide de C. giganteus et de C. nardus sur les œufs frais de
C. subinnotatus après 24 heures d’exposition……….95 Figure 41 : Effet des huiles essentielles de C. giganteus et de C. nardus sur les larves
néonates de C. maculatus après 48 heures d’exposition……….97 Figure 42 : Effet des huiles essentielles de C. giganteus et de C. nardus sur les larves
néonates de C. subinnotatus après 48 heures d’exposition……….97 Figure 43 : Effet de l’huile essentielle de C. nardus sur le développement des stades
immatures de C. maculatus à l’intérieur de la graine après 48 heures d’exposition……….99 Figure 44: Effet de l’huile essentielle de C. giganteus sur le développement des stades
immatures de C. maculatus à l’intérieur de la graine après 48 heures d’exposition……….99 Figure 45 : Effet de l’huile essentielle de C. nardus sur le développement des stades
immatures de C. subinnotatus à l’intérieur de la graine après 48 heures d’exposition………...101 Figure 46 : Effet de l’huile essentielle de C. giganteus sur le développement des stades
immatures de C. subinnotatus à l’intérieur de la graine après 48 heures d’exposition………...101 Figure 47 : Analyse électrophorétique de l’AChE chez C. maculatus et C. subinnotatus…110 Figure 48 : Influence de l’huile essentielle de C. giganteus in vitro sur l’AChE de
C. maculatus……….111 Figure 49 : Influence de l’huile essentielle de C. giganteus in vitro sur l’AChE de
C. subinnotatus……….112 Figure 50 : Effet de l’huile essentielle de C. giganteus in vivo sur l’activité de l’AChE de
C. maculatus et de C. subinnotatus………..115 Figure 51 : Effet de l’huile essentielle de C. giganteus in vivo sur l’activité spécifique
de l’AChE de C. maculatus et de C. subinnotatus………...116 Figure 52 : Effet de l’huile essentielle de C. giganteus in vivo sur l’activité de la GST de
C. maculatus et de C. subinnotatus………..118 Figure 53 : Effet de l’huile essentielle de C. giganteus in vivo sur l’activité spécifique de
la GST de C. maculatus et C. subinnotatus………..119 Figure 54 : Effet de l’huile essentielle de C. giganteus in vivo sur l’activité de la SOD de
C. maculatus et de C. subinnotatus………..121 Figure 55 : Effet de l’huile essentielle de C. giganteus in vivo sur l’activité spécifique de
la SOD de C. maculatus et de C. subinnotatus………122 Figure 56 : Effet de l’huile essentielle de C. giganteus in vivo sur l’activité de la GR de
C. maculatus et de C. subinnotatus……….124 Figure 57 : Effet de l’huile essentielle de C. giganteus in vivo sur l’activité spécifique de
Seth W. Nyamador (2009) Liste des figures et des tableaux
Figure 58 : Effet de l’huile essentielle de C. giganteus in vivo sur l’activité de la CAT de
C. maculatus et de C. subinnotatus………..127
Figure 59 : Effet de l’huile essentielle de C. giganteus in vivo sur l’activité spécifique de la CAT de C. maculatus et de C. subinnotatus……….128
Figure 60 : Mode d’action de l’huile essentielle de C. giganteus : Effet sur les enzymes antioxydantes……….133
LISTE DES TABLEAUX
Page Tableau 1 : Protocole de dosage des protéines (la gamme étalon)………...50Tableau 2 : Protocole de dosage des protéines dans les différents extraits à tampons LST et HST……….51
Tableau 3 : Effectif des adultes des différentes familles et/ou espèces d’insectes issus des stocks de voandzou dans les principaux marchés au sud du Togo et pourcentages correspondants……….56
Tableau 4 : Quelques paramètres biologiques des adultes de C. subinnotatus : fécondité, taux de fertilité, taux d’émergence et taux de survie larvaire (n= 50)………60
Tableau 5 : Durée moyenne pour obtenir les différents stades immatures de C. subinnotatus à partir de la ponte……….60
Tableau 6 : Durée moyenne de développement des différents types d’adultes de C. subinnotatus et le sex-ratio de cette espèce dans deux différents lots d’émergeants……….61
Tableau 7 : Composition chimique de l’huile essentielle de Cymbopogon giganteus……….75
Tableau 8 : Composition chimique de l’huile essentielle de Cymbopogon nardus…………..75
Tableau 9 : Composition chimique de l’huile essentielle de Chromolaena odorata…………76
Tableau 10 : Composition chimique de l’huile essentielle de Bidens borianiana…………...77
Tableau 11 : Activité adulticide de l’HE de C. giganteus………79
Tableau 12 : Activité adulticide de l’HE de C. nardus……….80
Tableau 13 : Activité adulticide de l’HE de C. odorata………...81
Tableau 14 : Activité adulticide de l’HE de B. borianiana………..82
Tableau 15 : Comparaison des différentes doses létales des quatre huiles essentielles………83
Tableau 16 : Activités tissulaires et spécifiques de certaines enzymes chez C. maculatus et C. subinnotatus………..108
INTRODUCTION GENERALE
Introduction Générale Seth W. Nyamador (2009)
Callosobruchus subinnotatus Pic. (Coleoptera : Bruchidae) est le déprédateur majeur des stocks de voandzou (Vigna subterranea Verd.) au Togo (Ketoh, 1994). Les populations de cette espèce de bruche persistent dans les stocks de voandzou quand les graines sont disponibles. Ce développement continu entraîne des dommages qui se traduisent en termes de perte de poids (Amuti & Larbi, 1981), de viabilité (Mbata, 1994) et de la valeur marchande des graines (Appleby & Credland, 2001). Les pertes en poids des graines après 5 mois de stockage, varient de 3,7% au Ghana (Amuti et Larbi, 1981) à 40% au Nigeria (Mbata, 1991).
Ces pertes considérables sont liées au caractère multivoltin de cette espèce de bruche. Des études menées sur sa bioécologie ont révélé qu’en un an, C. subinnotatus est capable de produire une dizaine de générations sur le voandzou (Ketoh et al., 2001; Appleby et Credland, 2001). Malheureusement, les dommages observés en conditions de stockage ne sont pas seulement dus à C. subinnotatus car cette espèce est le plus souvent observée dans les stocks de voandzou avec une autre espèce sympatrique Callosobruchus maculatus F. (Ajayi & Lale, 2000) dont le développement simultané accélère la dégradation des graines.
C. maculatus se développe préférentiellement sur le niébé (Vigna unguiculata Walp.).
Sur cette denrée alimentaire, C. maculatus produit seize générations en un an lorsque les graines sont disponibles (Ketoh et Glitho, 2006) et occasionnent des pertes estimées entre 800 – 900 g/kg dans les différentes zones en Afrique de l’Ouest (Ouédraogo et al., 1996 ; Glitho et Nuto, 1987).
Le multivoltisme observé chez ces deux espèces sympatriques est une adaptation biologique systématique lorsque les conditions de développement sont favorables. Chez d’autres espèces de bruches vivant en sympatrie avec C. maculatus sur le niébé, certains auteurs ont signalé des aptitudes biologiques qui sont observées lorsque les conditions de développement deviennent défavorables. Ces adaptations biologiques sont la quiescence reproductrice chez C. maculatus (Ouedraogo et al., 1990) et la diapause reproductrice caractérisée chez Bruchidius atrolineatus Pic. (Glitho et al., 1991), Callosobruchus rhodesianus Pic. (Amevoin et al., 2005) et C. maculatus (Zannou et al., 2003). La quiescence reproductrice est observée chez des individus quand les conditions de développement deviennent défavorables alors que la diapause reproductrice est un phénomène obligatoire chez B. atrolineatus et C. rhodesianus. En effet, en conditions de développement, B.
atrolineatus développe la diapause reproductrice à partir de la deuxième génération (Glitho, 1990) alors que C. rhodesianus la développe dès la première génération (Amevoin et al., 2005). La présence d’individus quiescents ou diapausants au sein des populations de bruches se manifeste par des morphotypes qui se distinguent des individus non quiescents ou non
morphologiques sont associées à des aptitudes biologiques et physiologiques qui se traduisent par une différence de l’activité reproductrice et d’alimentation. Ceci permet de distinguer deux physiotypes constitués d’individus sexuellement actifs et d’individus sexuellement inactifs.
Au cours du développement de C. subinnotatus, apparaissent également deux formes d’individus distincts sur les plans morphologique, phyiologique et comportemental (Appleby
& Credland, 2001 ; Ketoh et al., 2001 ; Mbata et al., 1999) comme cela a été observé chez l’espèce sympatrique, C. maculatus (Utida, 1954, 1965, 1972 ; Caswell, 1960) et chez deux autres espèces de Coléoptère Bruchidae Callosobruchus chinensis (Linnaeus) (Silim-Nahdy et al., 1999) et Zabrotes subfasciatus (Boheman) (Kaur et al., 1999 ; Pajni, 1986). Chez C.
subinnotatus, les deux morphes d’individus se distinguent dans les deux sexes par les caractères morphologiques des adultes et par leur activité reproductrice. L’émergence de forme non reproductrice est systématiquement observée au cours de chaque génération contrairement à C. maculatus chez lequel l’apparition de ces formes est une réponse à la dégradation des conditions de développement. Chez B. atrilineatus, l’apparition des individus diapausants est programmée dès la 2ème génération en conditions de stockage (Glitho, 1990).
Malgré l’apparition des formes sexuellement inactives, l’importance des dommages causés par les bruches aux stocks de légumineuses reste élevée et ceci amène les paysans à recourir à plusieurs méthodes de conservation de leurs stocks. Les moyens de contrôle des populations de bruches en conditions de stockage sont nombreux et variés. Parmi ces moyens, la lutte chimique qui, malgré ses effets écotoxicologiques sur l’environnement et sur la santé humaine, reste à court et à moyen terme, le plus efficace pour assurer une protection efficiente des stocks. Dans le cas des bruches, la fumigation est la mieux indiquée pour traiter à la fois les formes externes (adultes et œufs) et les formes qui se développent à l’intérieur de la graine (larves et nymphes) dans les stocks de légumineuses. Malheureusement, les fumigants sont impliqués dans la destruction de la couche d’ozone (WMO, 1995) ou sont génotoxiques (Garry et al., 1989). De plus, ces dernières années, certains auteurs signalent le développement de résistance des bruches contre les fumigants (Bell et Wilson, 1995;
Chaudhry, 1995).
La recherche de méthodes alternatives utilisant des agents de lutte à faible répercussion écologique s’est beaucoup développée ces dernières années (Agboyi et al., 2009 ; Agboyi 2009 et 2006 ; Bekon, 2001 et 2000a, b ; Matoko ; 1994 ; Dabiré, 1993 ;
Introduction Générale Seth W. Nyamador (2009)
la non persistence des produits alternatifs et de leurs dérivés dans l’environnement et la faible toxicité de leurs résidus dans les denrées traitées. Il s’agit surtout des produits dérivés de plantes et des biopesticides d’origine microbienne. Toutefois, l’intérêt porté à ces produits dont certains présentent une activité insecticide évidente à long terme dans le contrôle des populations des insectes nuisibles dépend de leurs mécanismes d’action. En effet, les insectes nuisibles ont développé de la résistance contre différentes classes d’insecticides en modifiant la structure de leurs sites d’action par substitution ou par mutation génétique (Hemingway et al., 2004 ; Tabashnik, 1994 ; Metcalf, 1983). Ainsi on note aujourd’hui que plus de 700 espèces d’insectes ont développé une résistance contre la majorité des insecticides de synthèse (Georghiou et Lagunes-Tejeda, 1991) et un nombre moindre contre les toxines de Bacillus thurigensis (Rajamohan et al., 1998). Ceci conduit à la perte de toute une classe d’insecticides et rend difficile l’élaboration de nouveaux produits. Le défi alors pour le développement de nouveaux produits à activité insecticide dépend de leur compétitivité. Ainsi, seuls ceux qui présenteront un nouveau mode d’action ou un mode d’action multiple mais également un risque écotoxicologique limité et une faible rémanence dans les produits traités pourront conduire à la mise au point de nouveaux insecticides.
Parmi les produits alternatifs étudiés, les huiles essentielles extraites de plantes aromatiques sont considérées comme des fumigants naturels. Elles présentent une forte toxicité chez les insectes qui sont des invertébrés (Negahban et al., 2007; Ketoh et al., 2006;
Papachristos & Stamopoulos 2004; Park et al., 2003; Kéita et al., 2001) alors qu’elles sont surtout connues comme présentant une faible toxicité vis-à-vis des vertébrés par US Food and Drug Administration (Generally Regarded As Safe, GRAS). Cette différence de toxicité chez les Vertébrés et les Invertébrés est liée à la structure de leurs récepteurs octopaminergiques qui constituent les voies d’entrée des HE dans l’organisme (Enan, 2001). Elles sont biodégradables et non persistantes dans l’environnement et agissent rapidement (Don Pedro, 1996). Certaines huiles essentielles ont une action neurotoxique (Huignard et al., 2008 ; Ketoh et al., 2008 ; Enan, 2005 ; Enan et al., 1998) et/ou inhibitrice du système enzymatique (Ketoh et al., 2008 ; Lee, 2001) alors que d’autres sont métabolisées par des enzymes de détoxification (Southwell et al., 1995). Cette variabilité dans l’action des huiles essentielles rend nécessaire la recherche de leur mécanisme d’action. Beaucoup de travaux ont été réalisés sur l’efficacité des HE dans le contrôle des insectes nuisibles et particulièrement de C.
maculatus. Cependant, ces travaux n’ont pas abordé les mécanismes d’action des HE chez les bruches.
comparaison avec l’espèce sympatrique, C. maculatus et évaluer la sensibilité aux HE des formes sexuellement actives qui sont responsables de l’essentiel des dégâts occasionnés en conditions de stockage. Ainsi, nous avons étudié :
1- l’influence de la quantité du substrat de ponte et du nombre des femelles sur le potentiel reproducteur de C. subinnotatus et de C. maculatus ;
2- l’efficacité des HE de quatre plantes aromatiques (Cymbopogon giganteus Chiov. ; Cymbopogon nardus L. Rendle ; Chromolaena odorata L. et Bidens borianiana L) dans un essai de contrôle des populations des deux espèces sympatriques, C. subinnotatus et C.
maculatus;
3- le mécanisme d’action des HE pour expliquer leur toxicité sur les deux espèces de bruches.
Revue Bibliographique Seth W. Nyamador (2009)
CHAPITRE I
REVUE BIBLIOGRAPHIQUE
I – BIOECOLOGIE DE C. SUBINNOTATUS
C. subinnotatus est un coléoptère Bruchidae phytophage nuisible à l’état larvaire aux graines de voandzou. L’espèce a été distinguée des espèces du genre Callosobruchus par Southgate (1958). Decelle, 1987 précise que C. subinnotatus est d’origine Ouest africaine.
L’aire de distribution de C. subinnotatus est moins étendue que celle de la plante hôte Vigna subterranea (Prevett, 1971). En effet, Decelle (1987) limite cette aire à la région d’origine de l’espèce et signale que C. subinnotatus se rencontre au Sénégal, au Mali, en Côte d’Ivoire, au Burkina Faso, au Ghana, au Togo, au Niger, au Nigeria, au Tchad et au Cameroun. Selon cet auteur, cette espèce a été ensuite introduite au Cap Vert et au Porto Rico.
L’écologie de C subinnotatus est peu étudiée. C’est une espèce qui se développe dans les stocks de voandzou (Prevett, 1970) néanmoins, sa présence a été signalée au champ sur le voandzou par Prevett en 1966. Decelle (1987) indique que le voandzou représente la plante hôte préférentielle de C. subinnotatus mais des expériences réalisées par Prevett (1970) en conditions d’élevage montrent que C. subinnotatus peut se développer sur l’arachide (Arachis hypogaea L.) en 40,5 ± 4,8 jours à 30°C, 70% HR. L’espèce est également signalée par Glitho et Monge (1992) sur le niébé (Vigna unguiculata Walp.) sur lequel il accomplit son développement en 33 jours (28 ± 2°C, 80% HR). Au Togo, l’espèce est souvent rencontrée sur le voandzou (Ketoh, 1994 ; Weidner et Rack, 1984).
1. Descriptrion de l’insecte
L’adulte (Fig. 1I) est généralement de forme globuleuse et présente un prothorax conique sans relief caractéristique du genre Callosobruchus (Hoffman et al., 1962). Le fémur postérieur est pourvu d’une dent anguleuse, pré apicale sur les bords externe et interne de la face ventrale ; la plupart des espèces ont une tache de dense pubescence blanche ou grise sur le lobe antéscutellaire du pronotum (Decelle, 1987). Leur corps est uniformément rouge sombre, parfois avec de vagues taches sur les élytres ; il a une taille forte de 4,0 à 4,5 mm. Le dimorphisme sexuel est net chez C. subinnotatus.
Revue Bibliographique Seth W. Nyamador (2009)
Oeuf
♀ ♂
LI I
LII N
LIII LIV
Fig. 1 : Cycle de développement de C. subinnotatus
LI : Larve néonate (type chrysomélien) ; LII : Larve du 2ème stade (type rynchophorien) ; LIII : Larve du 3ème stade (type rynchophorien) ; LIV : Larve du 4ème stade (type rynchophorien) ; N : Nymphe ; I : Imago (mâle et femelle)
extrémité recourbée en arrière. Le pygidium est brun et blanc, mêlé de soies dorées (Weidner et Rack, 1984). Chez la femelle, le pronotum présente de petites taches de pubescence blanche et les pattes sont brun foncé à noir (Weidner et Rack, 1984).
Le développement post-embryonnaire passe par 4 stades larvaires et un stade nymphal (Fig. 1). L’adulte passe 1 à 2 jours dans la graine avant d’émerger (Ketoh, 1994).
2. Polymorphisme et activité reproductrice de C. subinnotatus
Ketoh (1994), Ketoh et al. (2001) et Appleby et Credland (2001) ont noté qu’au cours d’une génération, C. subinnotatus présentait un polymorphisme imaginal comme décrit chez C. maculatus (Utida, 1954 ; Caswell, 1960), une forme reproductrice et une forme non reproductrice qui sont distinctes dans les deux sexes sur les plans morphologique, physiologique et comportemental :
- les individus du morphe sexuellement actif ou reproducteur ont une forme oblongue ou allongée avec une pigmentation nette qui se traduit chez le mâle par une coloration brun clair des élytres et des segments abdominaux et chez la femelle par une coloration noire avec un anneau blanc sur chaque élytre. Chez les deux sexes, le pygidium est découvert c’est – à – dire que les élytres ne recouvrent pas entièrement l’abdomen (Ketoh, 1994). Chez ce morphe, l’extrémité postérieure chez la femelle est ronde (Appleby et Credland, 2001).
- les individus du morphe sexuellement inactif ou non reproducteur ont une forme globuleuse ou ramassée avec une pigmentation moins nette. Chez le mâle, les élytres sont colorées en brun avec de vagues taches, de même que les segments abdominaux. Chez la femelle, les élytres sont de couleur brun sombre avec de vagues taches sur chaque élytre.
Chez ce morphe, les individus des deux sexes présentent un pygidium recouvert par les élytres (Ketoh, 1994 ; Appleby et Credland, 2001). L’abdomen de la femelle non reproductrice est mince et plus pointu vers l’extrémité postérieure. Cette forme est peu féconde.
Les différences observées au niveau des élytres et du pygidium des femelles des deux morphes paraissent liées selon Appleby et Credland (2001) à la différence de la répartition de la pubescence.
Contrairement à ce qui est observé chez les autres bruches, l’aptitude au vol est remarquée chez 91% des mâles reproducteurs alors que les mâles non reproducteurs ne volent que dans les 64% des cas (Appleby & Credland, 2001). De même, 58% des femelles de la
Revue Bibliographique Seth W. Nyamador (2009)
ce qui suggère que les femelles non reproductrices ont plus d’aptitude au vol que les femelles reproductrices comme l’ont signalé Utida (1954) et Caswell (1960) chez C. maculatus.
3. Importance des différents morphotypes
Les formes sexuellement actives sont des formes adaptées aux conditions de stockage favorables. Lorsque les graines sont disponibles, les individus de cette forme se reproduisent continuellement et sont responsables des dégâts occasionnés aux stocks de voandzou. Dans ces conditions, l’espèce produit une dizaine de générations par an (Ketoh et al., 2001). Quand les conditions deviennent défavorables avec un état de dégradation avancé des graines, les individus sexuellement inactifs apparaissent dans les stocks. Ils possèdent une aptitude au vol qui leur permet de quitter les stocks. Ils constituent la forme de survie de l’espèce car chez d’autres espèces de bruches, ils sont capables de survivre dans la nature pendant plusieurs mois sans se nourrir (Germain, 1988 ; Huignard et al., 1987). Ainsi, ce sont les individus de cette forme qui sont observés dans les cultures pendant la phase de floraison et de fructification (Zannou, 2000). Toutefois, la forme sexuellement active reste la plus nuisible aux stocks car les individus sexuellement actifs ajustent leur potentiel de reproduction en fonction des facteurs abiotiques qui prévalent dans les stocks (Huignard, 1984).
4. Influence des facteurs abiotiques sur l’oviposition et le développement de l’insecte L’oviposition des femelles et le développement des larves de C. subinnotatus sont influencés par la température et l’humidité relative avec un effet plus marqué de la température (Lale et Vidal, 2003). Le nombre moyen d’œufs déposés par femelle de C.
subinnotatus en 24 h est en effet plus favorisé à 30°C et à 35°C avec respectivement 13,4 œufs et 9,7 œufs contre 5,2 œufs à 25°C et 1,7 œufs à 40°C. Cependant, l’humidité relative, n’a pas d’influence significative sur le nombre moyen d’œufs. Ce nombre est de 6,0 œufs à 30% ; 6,9 œufs à 60% et 9,6 œufs à 90% HR. Mbata (1990) a également observé chez C.
subinnotatus que l’oviposition est peu stimulée à 25 °C et en obscurité totale, optimale à 30 °C et en condition 12 : 12h LD mais elle est inhibée à 35 °C et en lumière totale. Il souligne par ailleurs qu’une forte humidité relative favorise l’oviposition chez les femelles de cette espèce de bruche. Selon Southgate (1979), la perception des stimuli émanant des substrats de ponte des bruches est accrue en forte humidité relative. Au laboratoire, en conditions contrôlées, Mbata (1990) a obtenu une fécondité moyenne de 135,8 ± 4,5 dans les conditions 30°C, 80% HR, 12 :12h LD. Dans les conditions similaires (27 ± 1 °C, 60 ± 10 %
107 ± 5 oeufs.
Selon Lale et Vidal (2003), la durée totale de développement (de l’œuf jusqu’au stade adulte) est 1,6 et 1,8 fois plus longue à 25°C (46,6 jours) qu’à 30°C (28,5 jours) et 35°C (26,3 jours) ; mais le développement est inhibé à 40°C. En fonction de l’humidité relative, la durée de développement est plus longue à 30% HR (35,5 jours) qu’à 60% (33,1 jours) et 90% (32,7 jours). Prevett (1970) a obtenu une durée de développement de 25,4 ± 1,9 jours à 30 °C, 70%
HR contre 27,2 ± 0,3 jours d’après Mbata (1990). Au Togo, Ketoh et al. (2001) ont noté une durée totale de développement de 25 à 44 jours dans les conditions de 28 ± 2 °C et 75 ± 10%
HR et ont indiqué que cela était lié à l’émergence tardive des individus ayant un appareil reproducteur réduit après l’apparition des individus sexuellement actifs. Selon Mbata (1990), la durée de vie des adultes diminue quand la température augmente mais augmente avec l’humidité relative. Ainsi, les conditions de température de 30 à 35°C et d’humidité relative de 60 à 90% constituent donc les conditions favorables au développement des bruches en zone tropicale.
5. Organisation des appareils reproducteurs mâle et femelle chez les deux morphotypes de C. subinnotatus
5.1. Appareil reproducteur femelle
Chez les femelles de C. subinnotatus, les ovaires sont formés de six ovarioles quel que soit le morphe. Les différences fondamentales entre les deux morphes se trouvent au niveau de la taille et la structure des ovarioles (Fig. 2). Les femelles reproductrices possèdent une paire d’ovaires bien développés dont les ovarioles contiennent des ovocytes différents par leur taille et leur maturité qui sont bien visibles le long du vitellarium. Par contre, chez les femelles non reproductrices, l’appareil reproducteur est réduit ; les ovarioles sans ovocytes sont petites et limitées au germarium.
Revue Bibliographique Seth W. Nyamador (2009)
Reproducteur Non Reproducteur
Reproducteur Non Reproducteur
Fig. 2 : Appareils reproducteurs des adultes femelles (a) et mâles (b) des deux formes de C. subinnotatus issus des émergences
g : germarium, v : vitellarium, ag : glande accessoire, t : testicule (D’après Appleby & Credland 2001)
maculatus (Zannou, 2000 ; Ouedraogo, 1991) et B. atrolineatus (Lenga, 1991). Chez la femelle de C. maculatus, l’appareil génital est aussi constitué d’une paire d’ovaires quel que soit le morphe. Chaque ovaire comprend six ovarioles de dimension variable suivant l’état physiologique de la femelle. Ils sont développés chez les femelles de la forme non voilière, et peu développés chez les femelles de la forme voilière (Zannou, 2000 ; Ouedraogo, 1991) (Fig.
3). Chez ces dernières, les ovarioles sont réduits à leur germarium à l’émergence et ne mesurent que 0,2 mm de long (Caswell, 1960). Tous les ovarioles de chaque ovaire débouchent dans un calice prolongé par un oviducte latéral dans lequel on peut observer ou non des follicules ovariens. Les deux oviductes latéraux fusionnent en un oviducte commun impair qui débouche dans la bourse copulatrice. Celle-ci reçoit les secrétions de la spermathèque, lieu d’accumulation des spermatozoïdes et d’autres produits issus de l’accouplement. L’appareil génital femelle communique avec l’extérieur par un orifice génital à contour sclérifié.
5.2. Appareil reproducteur mâle
Chez les mâles de C. subinnotatus, les différences entre les deux morphes se situent au niveau de la taille des testicules et la morphologie des glandes accessoires (Fig. 2) (Appleby
& Credland, 2001). Les mâles reproducteurs sont caractérisés par des testicules larges, bien développés et des sécrétions denses et abondantes bien visibles dans les glandes accessoires médianes. Mais chez les mâles non reproducteurs, l’appareil est très réduit avec des testicules non développés et des glandes accessoires dépourvues de sécrétions.
Ce type d’organistation de l’appareil génital mâle est aussi observé chez C. maculatus (Ouedraogo, 1991) et B. atrolineatus (Glitho, 1990). En effet, chez le mâle de l’espèce sympatrique, C. maculatus, l’appareil génital est aussi formé par deux paires de follicules testiculaires (Fig. 4) et quatre paires de glandes annexes dont deux paires de médianes et deux paires latérales. Ces glandes débouchent dans un canal éjaculateur (Ouedraogo, 1991 ; Salem et Degheele, 1988 ; Caswell, 1960). Chaque paire de follicules testiculaires est connectée aux glandes accessoires par un canal déférent très court. Chez le mâle du morphe non voilier, ces glandes sont bien développées et sont remplies de sécrétions blanc laiteux. Chez les mâles de la forme voilière, les glandes annexes sont réduites et transparentes.
Revue Bibliographique Seth W. Nyamador (2009)
Ov.c
Bc Oc Rm Ca Oc
Bc Og Vg F.ov Vit Ft
Ft
Ol Csp
Rm Sp Ca
Ger Ger
Vg Csp Sp Gsp
A B
Fig. 3 : Représentation schématique de l’appareil reproducteur femelle de C. maculatus
0,86 mm
(Source : Ouédraogo, 1991 modifié)
Gme
Fot Gmi
Cdef
Fot Gme
Gmi
Céj Gli Gle
Cdef Vs
Céj Gli Gle
End Béj
C D
0,72 mm
Fig. 4 : Représentation schématique de l’appareil reproducteur mâle de C. maculatus (Source : Ouédraogo, 1991 modifié)
Légende : A : Femelle non voilière ; B : Femelle voilière ; C : Mâle non voilier ; D : Mâle voilier. Bc : Bourse copulatrice ; Béj : Bulbe éjaculateur ; Ca : Calice ; Cdef : Canal déférent ; Céj : Canal éjaculateur ; Csp : Canal de la spermathèque ; En : Endophalus ; Fot : Follicules testiculaires ; Fov : Follicules ovariens ; Ft : Filament terminal ; Ger : Germarium ; Gle : Glandes latérales externes ; Gli : Glandes latérales internes ; Gme : Glandes médianes externes ; Gmi : Glandes médianes internes ; Gsp : Glandes de la spermathèque ; Oc : Oviducte commun ; Og : Oviducte génital sclérifié ; Ol : Oviduct latéral ; Ov.c : Ovocytes mûrs chorionnés ; Rm : Rectum ; Sp : Spermateque ; Vg : Vagin ; Vs : Vésicule Séminale ; Vt : Vitellarium.
testicules portant chacun à sa base une vésicule séminale (Glitho, 1990). Cette vésicule débouche dans un spermiducte latéral recevant les sécrétions de trois glandes annexes. Les deux spermiductes latéraux fusionnent en un canal déférent médian qui se prolonge par le canal éjaculateur et les organes copulateurs. Selon Glitho (1990) les différences observées au niveau de l’appareil reproducteur chez les mâles diapausants et les mâles non diapausants résident dans la taille des différents éléments de l’appareil et dans la présence ou non de sécrétions dans la lumière des glandes annexes. Chez les mâles diapausants de B. atrolineatus, les testicules sont petits et ovoïdes et les glandes annexes, filiformes, sont réduits et dépourvus de sécrétions ; le tout enveloppé dans du corps gras. Chez les mâles non diapausants, l’appareil reproducteur est bien développé dès l’émergence avec des testicules renflés, presque sphériques et les glandes annexes bien visibles sont remplies de sécrétions blanchâtres.
6. Adaptation et facteurs d’induction et de levée de la quiescence et de la diapause reproductrices chez les bruches
L’environnement dans lequel vivent les insectes est soumis à des variations biotiques et abiotiques régulières auxquels ils doivent s’adapter. Ces variations sont perçues par les insectes qui régulent leur physiologie et ajustent leurs fonctions reproductrices en conséquence (Glitho, 1990 ; Huignard, 1984).
Lorsque les conditions ambiantes deviennent défavorables à leur développement, il apparaît dans les populations de certains insectes des individus quiescents ou diapausants. La diapause et la quiescence constituent donc des mécanismes adaptatifs assurant une synchronisation entre les fonctions physiologiques, les ressources trophiques et les contraintes de l’environnement (Tauber et al., 1986 ; Tauber et Tauber, 1974).
Chez les bruches, une quiescence reproductrice a été signalée chez C. maculatus par Utida (1972). Celle-ci se manifeste par une baisse de la fécondité liée à une réduction de la taille des organes reproducteurs à l’émergence (Glitho et al., 1988 ; Nuto, 1984) et se caractérise par un arrêt momentané de la reproduction suivi d’une reprise rapide (Sou, 1998). Tout récemment, il a été observé chez certaines femelles de cette espèce de bruche une diapause reproductrice (Zannou et al., 2003 ; Zannou, 2000) semblable à celle observée chez B. atrolineatus (Glitho et al., 1991 ; Lenga, 1991 ; Glitho, 1990). Son induction est sous contrôle génétique et environnemental dans des populations monospécifiques (Credland, 1990). Cependant, la
Seth W. Nyamador (2009) Revue Bibliographique
femelles de C. maculatus peuvent être des facteurs susceptibles de favoriser l’activité reproductrice.
La diapause reproductrice imaginale observée chez trois espèces sympatriques de bruches déprédatrices des stocks de niébé : C. maculatus (Zannou et al., 2003), B. atrolineatus (Glitho et al., 1991 et 1996 ; Lenga et al., 1990) et C. rhodesianus (Amévoin et al., 2005 ; Glitho et Tchassanti, 1995), consiste également en une réduction de la taille des organes reproducteurs mais accompagnée d’une inactivation des fonctions reproductrices (Zannou et al., 2003 ; Glitho et Huignard, 1990 ; Germain, 1988). Chez B. atrolineatus, la diapause reproductrice imaginale s’installe au début de la saison sèche et lui permet de synchroniser son cycle reproducteur avec celui de la plante hôte (Glitho et al., 1991 ; Lenga, 1991 ; Monge et al., 1989 ; Germain et al., 1987). Monge et al. (1989), Lenga et al. (1990) et Lenga (1991) ont montré que l’abaissement de la température induisait la diapause chez un nombre important d’adultes de B. atrolineatus. Ce même phénomène est observé chez certaines espèces de zone tempérée telles que Ostrinia nubilalis (Beck, 1989).
Chez certaines espèces des zones tropicales et tempérées, des variations photopériodiques peuvent induire la diapause (Danks, 1987). Cependant, chez B. atrolineatus, il a été observé que des variations à la fois photopériodiques et thermopériodiques peuvent aussi lever la diapause (Glitho et al., 1991 et 1996 ; Lenga et al., 1990 ; Glitho, 1990). Par ailleurs, Germain et al. (1985) et Glitho et al. (1988) ont montré que l’inflorescence de la plante hôte et la présence des jeunes gousses étaient aussi susceptibles de lever la diapause chez cette espèce de bruche. Selon Lenga et al. (1993), en présence de gousses de niébé (V. unguiculata) et du haricot (Phaseolus vulgaris) un nombre important de femelles de B. atrolineatus lèvent leur diapause.
Chez C. rhodesianus, on note une incapacité de reproduction liée également à une réduction des organes reproducteurs des adultes (Amevoin, 1994). Cette incapacité de reproduction des femelles de cette espèce de bruche est assimilée à une diapause reproductrice (Amevoin et al., 2005 ; Glitho et Monge, 1992) qui est plus précoce que celle de B.
atrolineatus. Les conditions d’induction de cette diapause paraissent différentes de celles qui l’induisent chez B. atrolineatus.
Chez C. subinnotatus, l’existence dans sa descendance, des adultes sexuellement inactifs ayant un appareil reproducteur réduit (Appleby et Credland, 2001) fait penser à une diapause reproductrice (Glitho, Comm. pers.) dont les conditions d’induction et de levée ne sont pas encore étudiées à notre connaissance.
Le voandzou (Vigna subterranea Verd.) est une légumineuse alimentaire cultivée dans les régions tropicales. C’est une plante annuelle herbacée à port rampant et dressé ; elle mesure 20 à 30 cm de haut (Caburet et Lethève, 2000). Son cycle de développement dure 4 à 6 mois (Pugliese, 1984). Ses tiges sont suivant la variété roses, pourpres ou vertes (Kodio, 1987). Le système racinaire est constitué d’une racine principale entourée de nombreuses racines secondaires émettant librement des nodules. Les feuilles sont composées imparipennées dressées et trifoliolées (Berhaut, 1976) (Fig. 5) ; les trois folioles sont elliptiques et émarginées à l’apex (Hepper, 1958). La foliole mesure 4 à 7 cm de long et 1,5 à 3 cm de large (Berhaut, 1976). Elle est arrondie ou émarginée à l’apex. La foliole terminale est soutenue par deux stipules alors que les folioles latérales ne possèdent chacune qu’une seule stipule. Le pétiole a 2 à 30 cm de long (Pugliese, 1984) et présente à sa base deux stipules courtes et pubescentes. L’inflorescence de V. subterranea est en grappe de 1 à 3 fleurs (Pugliese, 1984). Les fleurs apparaissent au ras du sol sur des pédoncules courts de 0,5 à 2 cm de long (Berhaut, 1976). La fleur comprend un étendard jaune de 4 à 7 mm de long, glabre à la face externe avec quelques poils marginaux en position subsépale, un calice généralement glabre avec des lobes de 1 mm de long et des étamines qui sont toutes fertiles (Pugliese, 1984). Le fruit a un développement hypogé (Brunel & al., 1984 ; Hepper, 1958).
C’est une gousse presque sphérique ou ovoïde de 12 à 15 mm de long et de 10 à 12 mm de large avec une coque indéhiscente (Berhaut, 1976). Les gousses (Fig. 5) n’ont pas de bec apical distinct et contiennent 1 ou rarement 2 graines (Pugliese, 1984). La graine est de couleur variable, noir, rouge, crème ivoire ou tacheté.
Les premières fleurs apparaissent 1 mois après le semis et les premiers fruits sont observés 40 jours plus tard. Après la récolte, le voandzou est stocké sous forme de graines.
1. Production du voandzou
L’Afrique est la première zone de production des légumineuses alimentaires principalement le niébé et le voandzou. Les données fiables sur la production du voandzou sont difficiles à obtenir car c’est une culture de subsistence et les graines ne sont vendues que sur les marchés locaux (Brink et al., 2006). Selon Mbata (1990), le voandzou occupe la troisième place en terme de production parmi les légumineuses alimentaires. La production mondiale annuelle est estimée à 330.000 tonnes en 1982. L’Afrique de l’ouest fournit 45 à 50% de cette
