………...
UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI
………...
ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY CALAVI
………...
RAPPORT DE STAGE DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE
DEPARTEMENT : OPTION :
Génie de Biologie Humaine Analyses Biomédicales
Présenté et soutenu par : Gildas Hermann ALIKPA
Sous la direction de :
Tuteur de stage : Superviseur :
JURY
Président : Docteur Kokou Paulin YOVO 1e Membre : Docteur Julien SEGBO
2ème Membre : Docteur S. Pascal ATCHADE
8ème Promotion de Licence Professionnelle
ETUDE COMPARATIVE DES DENSITES PARASITAIRES A PARTIR DU SANG VEINEUX ET DU SANG CAPILLAIRE AU COURS DU PALUDISME
Docteur, S. Pascal ATCHADE Maitre-assistant/universités CAMES/UAC/EPAC Mr Joseph DEH- TCHOKPON
Bio-technologiste de laboratoire à la clinique coopérative de santé de calavi
VICE PREMATURE CHARGEE DE
L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
………..
UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI
………...
ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI
………
DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE
………..
8ème Promotion
DIRECTEUR Professeur Félicien AVLESSI
DIRECTEUR ADJOINT Docteur Clément BONOU*
CHEF DE DEPARTEMENT Docteur Casimir AKPOVI
CHEF DE DEPARTEMENT
Docteur Casmie AKPOVI
Je dédie ce travail à l’Eternel Dieu le père céleste.
Gloire et louange à toi Jésus pour toutes les merveilles accomplies dans ma vie.
Ton amour n’aura pas de fin
Nos remerciements vont à l’endroit de :
Notre Superviseur de stage Dr. Pascal S. ATCHADE, Chercheur- Spécialiste des Examens Biologiques et Recherches en Pathologies Tropicales à l’EPAC/UAC. Profondes gratitudes.
Mr Joseph DEH-TCHOKPON, Chef service du laboratoire. Merci pour la spontanéité avec laquelle vous avez accepté suivre ce travail. Merci pour l’encadrement et votre entière disponibilité.
Dr Casimir AKPOVI. Sincères remerciements pour avoir contribué à la réussite de notre stage de fin de formation. Profondes gratitudes.
Tout le personnel du Laboratoire de la Clinique coopérative de Calavi pour avoir accepté de supporter nos caprices.
Notre père, Monsieur Urbain ALIKPA pour tout le soutien matériel et financier que vous avez mis à ma disposition pour m’assurer de bonnes conditions d’étude ;
Notre mère, Madame Latifatou ALIKPA née LABODE, vous qui m’avez mis au monde et qui n’avez jamais cessé de me soutenir, voici le fruit de vos peines ;
Mes frères Mario, Rodolpho, et Boris ainsi que mes sœurs Sidoine, et Bernice pour leur amour et leurs soutiens, et que nous soyons unis d’avantage ;
Toutes les autorités de l’EPAC, nos Professeurs et les Techniciens du Département de Génie de Biologie Humaine qui se sont investis pour notre formation.
Toute la huitième promotion de Licence Professionnelle en Analyses Biomédicales de l’EPAC.
Au Président du jury
C’est un grand honneur pour moi de vous voir présider mon jury. Je vous suis très reconnaissant. J’ai la certitude de parfaire ce travail avec votre aide et celle du jury que vous avez le mérite de présider.
Recevez mes hommages les plus respectueux.
Aux membres du jury
En acceptant de juger ce travail, vous manifestez la volonté de faire avancer la science en général et la biologie humaine en particulier ; vos critiques et remarques serviront à améliorer ce travail dans le fond la forme et ouvriront la voie à d’autres recherches complémentaires dans le domaine.
Recevez ici l’expression de ma profonde gratitude.
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : GENERALITES SUR LE PALUDISME 1-1 Définition
1-2 Historique
1-3 Epidémiologie et Mode de transmission 1-4 Cycle biologique du paludisme
1-5 Symptomatologie 1-6 Diagnostic biologique
DEUXIEME PARTIE : CADRE-MATERIEL ET METHODE DE TRAVAIL
2-1 Cadre de travail 2-2 Matériel d’étude 2-3 Méthodes d’étude
TROISIEME PARTIE : RESULTATS ET COMMENTAIRE GENERAL CONCLUSION
SUGGESTIONS ANNEXES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES TABLE DES MATIERES
Le paludisme est une maladie grave potentiellement mortelle en absence d’une prise en charge rapide et appropriée. Son diagnostic est par conséquent, une urgence médicale. Plusieurs techniques permettent biologiquement de diagnostiquer cette affection. Ainsi donc, une étude comparative entre les densités parasitaires du sang capillaire et du sang veineux a été effectuée au laboratoire de la Clinique Coopérative de Santé de Calavi. Ont été sélectionnés pour l’étude 273 malades à qui l’examen GE-DP a été demandé. Pour cela, nous avons réalisé sur chaque malade deux prélèvements : le prélèvement veineux et le prélèvement capillaire. Sur chaque prélèvement, le frottis sanguin et la goutte épaisse sont réalisés pour chaque malade. Au total, il nous est de constater que 53,11% (145/273) de sujets de sexe féminin contre 46,89% (128/273) de sexe masculin représentaient notre population. La prévalence du paludisme confirmée par les densités parasitaires sur le sang veineux était de 32,60%
(89/273) alors que celle sur le sang capillaire était de 37,36% (102/273) soit une différence de 4,76% entre ces deux prélèvements. La parasitémie la plus élevée a été observée avec la GE capillaire (302701 parasites/µL). La présente étude a permis de montrer que le diagnostic biologique de certitude du paludisme se fait par la goutte épaisse sur le sang capillaire.
Mots-clés : Parasitémie, sang capillaire, sang veineux, GE-DP, prévalence, population.
Malaria is a potentially deadly serious illness in the absence of taking into rapid and appropriate load. Its diagnosis is therefore a medical emergency.
Several techniques are used to biologically diagnose this condition. Therefore, a comparative study between parasite densities capillary blood and venous blood was performed in the laboratory of the Cooperative Health Clinic Calavi. Were selected for the study 273 patients to whom GE-DP examination was requested.
For this, we performed on each patient two samples: the venipuncture and capillary sampling. On each sampling, blood smears and thick films are made for each patient. In total, we are to see that 53.11% (145/273) of female subjects against 46.89% (128/273) represented our male population. Malaria prevalence confirmed by parasite densities on venous blood was 32.60% (89/273), while that on the capillary blood was 37.36% (102/273) a difference of 4.76% between the two samples. The highest parasitaemia was observed with the capillary GE (302 701 parasites / microl). This study has shown that biological definitive diagnosis of malaria is through the thick blood on the capillary blood.
Key words: Parasitemia, capillary blood, venous blood, GE-DP, prevalence, population.
Tableau I : Répartition des patients en fonction de l’âge et résultats obtenus pour les densités sur le Prélèvement Veineux ………28 Tableau II : Répartition des patients en fonction de l’âge et résultats obtenus pour les densités sur le Prélèvement Capillaire ………..28 Tableau III : Répartition des patients en fonction du sexe et résultats obtenus pour les densités sur le Prélèvement Veineux ………...………….29 Tableau IV : Répartition des patients en fonction du sexe et résultats obtenus pour les densités sur le Prélèvement Capillaire ………...29 Tableau V : Répartition des 273 patients selon la présence ou non de
Plasmodium et le type de prélèvement ………..………….30 Tableau VI : Résultats des densités parasitaires sur le
Prélèvement Veineux ………30 Tableau VII : Résultats des densités parasitaires sur le
Prélèvement Capillaire ………..31 Tableau VIII : Variation de la densité parasitaire par technique
utilisée………. ..31
EDTA : Ethylène Diamine Tétracétique
EPAC : Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi FS-DP : Frottis Sanguin- Densité Parasitaire GE-DP : Goutte Epaisse- Densité Parasitaire GR : Globule Rouge
GRP : Globule Rouge Parasité
NFS : Numération Formule Sanguine OMS : Organisation Mondiale de la santé
PNLP : Programme National de Lutte contre le Paludisme P. : Plasmodium
Figure 1 : Anophèle femelle prenant son repas sanguin ………...…. .6 Figure 2 : Cycle Biologique de Plasmodium spp ………...9 Figure 7 : Répartition par sexe des sujets examinés ………..27 Figure 8 : Variation de la Densité parasitaire selon le type de prélèvement ... .32
Annexe 1 : Espèces plasmodiales à différents stades
Figure 3 : Aspect microscopique du Plasmodium falciparum à différents stades, en frottis et en goutte épaisse colorés au Giemsa ………..38 Figure 4 : Aspect microscopique du Plasmodium malariae à différents stades, en frottis et en goutte épaisse colorés au Giemsa ………..39 Figure 5 : Aspect microscopique du Plasmodium ovale à différents stades, en frottis et en goutte épaisse colorés au Giemsa ………40 Figure 6 : Aspect microscopique du Plasmodium vivax à différents stades, en frottis et en goutte épaisse colorés au Giemsa ……….41
PERIODE- ACADEMIQUE : (2012-2015)
Prénoms et Noms Matières
Feu Cyrille ADISSODA Anglais
Angèle Théodora AHOYO Microbiologie Générale et Microbiologie Médicale Casimir D. AKPOVI Physiologie Humaine, Biologie Cellulaire, Biochimie
métabolique
Eugénie ANAGO Biochimie Structurale, Biochimie Métabolique, Biologie Moléculaire
Sylvère ANAGONOU Education Physique et Sportive Guy Alain ALITONOU Chimie Générale et Chimie Organique
Pascal ATCHADE Parasitologie Générale et Parasitologie Médicale Honoré BANKOLE Microbiologie Générale, Bactériologie Appliquée Noël DESSOUASSI Biophysiques des solutions
Cyriaque DOSSOU Technique d’Expression et Méthodes de Communication
Hubert HOUNSOSSOU Anatomie, Biométrie, Biostatistique
Frédéric LOKO Biochimie Générale et Biochimie Clinique
Evelyne LOZES Immunologie Générale et Equipements Biomédicaux Hospice SECLONDE Esprit de Leadership, Immuno-Hématologie et
Transfusion Sanguine
Julien A. G. SEGBO Biochimie Métabolique et Biologie Moléculaire et Biochimie Clinique
Adolphe TOPANOU Hématologie et Hémostase
Gabriel YANDJOU Techniques d’Expression et Méthodes de Communication I et II
Kokou Paulin YOVO Pharmacologie et Toxicologie
Christian AKOWANOU Physique
Clément AGBANGLA Génétique Moléculaire et Génie Génétique
Jean AGOUA Informatique
Gilles AGOSSOU Législation et Droit de Travail Martin AKOGBETO Entomologie Médicale
Claude César BINAZON Soins Infirmiers et Phlébotomie
Aristide KOFFI Anglais
Raphael DARBOUX Histologie Appliquée Lordson DOSSEVI Techniques Instrumentales Léonard FOURN Santé Publique
Vincent MASSOULOKONON Histologie Générale Maximin SENOU Histologie Appliquée
Victorien T. DOUGNON
Microbiologie générale, Microbiologie médicale Bactériologie appliquée (Travaux Pratiques)
Méthodologie de recherche Hyppolite HOUNNOU Mathématiques
L’Afrique est aujourd’hui frappée par un nombre important de maladies.
Surtout dans les pays en voies de développement tel que le Bénin, de grands problèmes de santé publique sont enregistrés [15 ; 17]. Comme problème de santé, nous pouvons parler du paludisme.
Au Bénin, l’incidence cumulée du paludisme simple et grave est de 17 pour 100 habitants % en 2013. Cette maladie représente 39,7% des causes de recours aux soins dans les formations sanitaires et se situe au premier rang des principales affections dont souffrent les communautés en 2014[15]. Il représente la première cause d’hospitalisation 29,2% et de décès 26,0% au cours de la même année [6 ; 10 ; 17]. Cette maladie est provoquée par des parasites du genre Plasmodium [1 ; 18 ; 23 ; 24]. Selon l’OMS, elle fait environ 1 million de victimes par an dans le monde, parmi les 40% de la population mondiale exposées à la maladie [4 ; 8 ; 22].
Au Bénin, le paludisme est transmis avec une certaine recrudescence pendant la saison pluvieuse [2 ; 6 ; 20]. Afin de réduire la morbidité et la mortalité, l’OMS a élaboré une stratégie qui est basée sur le diagnostic et le traitement précoce de la maladie. C’est d’ailleurs ce qu’à adopté le Programme National de Lutte contre le Paludisme (PNLP) dans notre pays. Le diagnostic biologique correct du paludisme et la mise en évidence de l’agent causal demeurent une préoccupation majeure [9 ; 12 ; 16 ; 19].
Au cours de notre stage au laboratoire d’analyses biomédicales de la Clinique Coopérative de Santé de Calavi, nous avons observé de nombreux résultats négatifs sur le sang Total. Nous sommes proposés de faire la recherche sur le sang capillaire et le sang veineux afin d’identifier le meilleur prélèvement.
INTRODUCTION
Ceci a alors motivé le choix du thème : Etude comparative des densités parasitaires à partir du sang veineux et du sang capillaire au cours du paludisme.
Nos objectifs fixés :
Objectif Général
Identifier le type de prélèvement le mieux recommandé pour un bon diagnostic du paludisme.
Objectifs spécifiques
- Réaliser deux sortes de gouttes épaisses et de frottis sanguins chez chaque patient suspect de paludisme.
- Comparer les taux de parasitémies obtenus sur sang veineux et sur sang capillaire chez un même patient.
1-1 Définition
Le paludisme est une parasitose due à un hématozoaire du genre Plasmodium [23].Il est transmis par la piqûre d’un moustique du genre Anopheles [6 ; 9 ; 17].Maladie fébrile, hémolysante et endémique, elle est responsable de 300 à 500 millions de cas de maladies dans le monde et demeure la première cause de consultation dans nos formations sanitaires [6 ; 15].
Les enfants de moins de cinq(05) ans et les femmes enceintes demeurent les plus vulnérables [8].
1-2 Historique
Le paludisme est l’une des maladies connues depuis la haute antiquité. En 1880, Charles Louis Alphonse Laveran, un médecin de l’armée française, a découvert le parasite responsable du paludisme en examinant des échantillons de sang au microscope en Algérie. Le 18 Décembre 1897, le British Medical Journal signalait que le docteur Ronald Ross avait découvert des kystes paludéens dans les parois de l’estomac d’anophèle ayant piqué un malade atteint du paludisme [4 ; 8]. Marchiafva, Celli et Golgi distinguent trois (03) espèces chez l’Homme : Plasmodium falciparum, Plasmodium vivax, Plasmodium malariae. Une quatrième espèce plasmodiale : Plasmodium ovale est isolée en1922 par Stephens.
PREMIERE PARTIE :
GENERALITES SUR LE PALUDISME
L’avènement << Faire Reculer le Paludisme(FRP)>> en Afrique lancé par l’OMS en 1998 a contribué à revoir la vision de la lutte contre le paludisme. En effet, à l’issu du sommet d’Abuja sur la problématique du paludisme en 2000, les chefs d’Etats et de gouvernements de l’Organisation de l’Unité Africaine(OUA) ont décidé de donner une nouvelle orientation à la lutte contre le paludisme afin de soutenir l’initiative <<FRP>>. Le principal objectif issu de ce sommet d’Abuja est de réduire de 50% d’ici 2010 la morbidité et la mortalité imputable au paludisme [8].
1-3 Epidémiologie et mode de transmission 1-3-1 Epidémiologie
Le paludisme est l’une des maladies transmissibles les plus répandues dans le monde. Sa propagation suppose l’existence de la source et des vecteurs de l’affection. La reproduction des vecteurs de la maladie s’effectue de façon continue permettant ainsi une transmission presque permanente.
Le paludisme humain est provoqué par quatre espèces de Plasmodium au début. Mais, une cinquième espèce s’en rajoute vers la fin. Au nombre de ces espèces, nous avons :
Plasmodium falciparum : premier agent causal du paludisme à être découvert responsable de la fièvre tierce maligne, la seule espèce qui tue, très fréquente (98% des cas de paludisme en Afrique). Il est également l'espèce la plus répandue dans les régions chaudes et humides et surtout la plus redoutable [2 ; 24].
Plasmodium malariae : agent de la fièvre quarte, il a une distribution clairsemée et coexiste souvent avec P. falciparum sous les tropiques [2 ; 24].
Plasmodium ovale : responsable de la fièvre tierce bénigne, il est très proche de P. vivax avec lequel il a été longtemps confondu [24].
Plasmodium vivax : Il a une distribution plus étendue que P. falciparum. Il n'est pas si anodin qu'on le dit : des formes graves, voire mortelles [2 ; 24].
Plasmodium knowlesi : responsable du paludisme du singe, il a été retrouvé comme infection humaine à fièvre quarte dans quelques pays d'Asie du sud-est. Attribuée au début à P. malaria, il est dû au fait à cette espèce. L'évolution est potentiellement grave et l'infection doit être traitée comme P. falciparum [24]. Il est aussi responsable de la fièvre quarte chez l'homme avec des manifestations relativement graves du fait de son cycle de développement court [2 ; 26].
Selon la classification de l’OMS(1964), on distingue quatre(04) types de foyers endémiques.
Paludisme hypoendémique : l’indice splénique chez les enfants agés de 2 à 9 ans atteints 10%.
Paludisme mésoendémique : l’indice splénique chez les enfants âgés de 2 à 9 ans est de 11 à 50%.
Paludisme hyperendémique : l’indice splénique chez les enfants du même âge est constamment supérieur à 50% et se maintient au même niveau chez les adultes.
Paludisme holoendémique : l’indice splénique chez les enfants âgés de 2 à 9ans est constamment supérieur à 75% [17].
1-3-2 Mode de transmission Ils sont de trois ordres :
1-3-2-1 Transmission par la piqûre d’anophèle femelle infestée La transmission du paludisme se fait par le vecteur biologique (anophèle femelle infesté) qui inocule par piqûre (Figure 1) et ce, pendant son repas sanguin les Plasmodiums (sporozoïtes) à une personne saine [2 ; 18]. Ce type de transmission est le plus habituel [18].
Figure 1 : Anophèle femelle prenant son repas sanguin [2]
1-3-2-2 Transmission par transfusion sanguine
La transfusion sanguine peut sauver des vies, mais peut également transmettre des infections virales, bactériennes et parasitaires potentiellement mortelles. Il a été estimé qu'environ 40% (13 millions d'unités) de sang donné dans les pays en développement ne font pas l'objet d'un dépistage de principales infections transmissibles par le sang [21]. Ainsi, le paludisme peut résulter de la
transfusion du sang d'un donneur infesté à un receveur sain [2 ; 18].
Le paludisme transfusionnel peut provoquer chez le receveur un paludisme sévère d’autant plus que les plasmodies résistent à une température de 4°C [9].
1-3-2-3 Transmission congénitale
La transmission congénitale est la transmission de la mère à l’enfant par le placenta ou par voie transplacentaire, d'une mère impaludée vers son enfant [18]. Le paludisme congénital est secondaire à la transmission transplacentaire du Plasmodium. Il est défini par la présence de formes asexuées du parasite dans le sang périphérique du nouveau-né dans les sept premiers jours de vie. On en distingue deux formes :
i) le paludisme congénital infestation (PCI), défini par la présence du Plasmodium dans le sang du cordon ou sur sang périphérique chez un nouveau-né asymptomatique âgé de moins de sept jours [1].
ii) le paludisme congénital maladie (PCM) où le nouveau-né est symptomatique. Sa prévalence qui varie selon les régions est imparfaitement connue en zone d'endémie palustre [1, 2].
1-4 Cycle biologique du paludisme
Au cours de son repas sanguin, l’anophèle femelle inocule de la salive contenant des sporozoïtes (10µ sur 1µ). Une demi-heure après l’inoculation, les sporozoïtes pénètrent dans les cellules hépatiques et deviennent des hépatozoïtes. En sept jours pour Plasmodium falciparum, dix(10) jours pour Plasmodium vivax, l’hépatozoïte se divise activement déformant la cellule hépatique qui devient le corps bleu avec plusieurs mérozoïtes à l’intérieur
(40.000 pour Plasmodium falciparum) (ou Schizonte hépatique).
Le schizonte hépatique éclate et libère les mérozoïtes qui iront parasiter les globules rouges. C’est l’amorce du cycle érythrocytaire [9].
Une fois à l’intérieur du globule rouge, le mérozoïte prend le nom de trophozoïte. De forme amiboïde et mobile dans le globule rouge, il grandit ; le noyau s’étire puis se fragmente après segmentation du cytoplasme du trophozoïte. Au bout de 48heures à 7heures, le globule rouge est rempli de mérozoïtes accolés les uns aux autres. Il se forme un corps en rosace ou schizonte intra-érythrocytaire mur. L’hématie hôte éclate et libère un grand nombre de mérozoïtes qui vont parasiter à leur tour des hématies saines ; La destruction d’hématies palustres est synchrone de l’accès fébrile [9].
Plus ou moins longtemps après l’infestation des hématies, c’est-à-dire après plusieurs accès palustres fébriles, apparaissent dans les GR des gamétocytes males et des gamétocytes femelles. Une fois ingérés par l’anophèle au cours de son repas sanguin, les gamétocytes males et femelles se transforment respectivement en microgamètes et en macrogamètes.
La fécondation a lieu entre ces gamètes et aboutit à la formation d’un œuf mobile ou ookinète qui pénètre dans la paroi gastrique du moustique pour se transformer en oocyste mur rempli de sporozoïtes libérés vont se loger dans les glandes salivaires de l’anophèle qui devient infectieux. La durée de ce cycle dépend de la température et de l’espèce plasmodiale (Figure 2) [9].
Figure 2 : Cycle Biologique de Plasmodium spp [2]
1-5 Symptomatologie du paludisme
1-5-1 Paludisme à Plasmodium falciparum
Le paludisme à Plasmodium falciparum peut tuer. Les manifestations cliniques sont liées directement ou indirectement à la schizogonie érythrocytaire alors que la schizogonie hépatique est asymptomatique (Figure 3, annexe 1) [9 ; 18].
Accès simple
On note ici la fièvre (39°-40°) due à l’éclatement des rosaces qui libèrent dans la circulation sanguine du pigment malarique. Ce pigment se comporte comme une substance pyrétrogène dont l’effet est comparable à celui d’une endotoxine.
Les frissons et sueurs sont habituels [9].
Accès pernicieux ou neuropaludisme
L’hyperthermie, l’asthénie intense, les signes neurologiques caractérisés par l’importance de la souffrance cérébrale, constituent le grand drame du paludisme à Plasmodium falciparum. Cette encéphalopathie résulte d’une intense multiplication des hématozoaires dans les capillaires cérébraux. On note : céphalée intense, fièvre élevée, convulsion puis coma avec trouble du tonus. On note une hépatosplénomégalie due à l’activité intense de ces organes.
L’anoxie cérébrale résulte des infarctus, des thromboses au niveau des capillaires cérébraux, et parfois avec atteinte rénale. Au cours de l’accès pernicieux, la parasitémie est intense [9].
Paludisme viscéral évolutif à Plasmodium falciparum
Le paludisme viscéral évolutif à Plasmodium falciparum survient lorsqu’un sujet insuffisamment ou non prémuni ne se soumet à aucune chimioprophylaxie et se trouve exposé à des infestations répétées. Le tableau associe une anémie importante avec son cortège habituel (asthénie, pâleur, dyspnée, œdème, splénomégalie, une hypergammaglobulinémie). Le pronostic est souvent sévère [9 ; 18].
La fièvre bilieuse hémoglobinurique
Cette complication très grave qui traduit une hémolyse brutale s’observe au cours du paludisme à Plasmodium falciparum. Elle survient chez un paludéen
qui pratique une chimioprophylaxie fantaisiste, c’est-à- dire l’absorption inopinée de quinine. Elle commence par un frisson suivi de fièvre élevée, de vomissement abondant, de douleur lombaire et de céphalée. Un ictère hémolytique apparait et les urines sont rares, noirâtres et contiennent de l’hémoglobine et de l’albumine (l’urémie atteint un taux supérieur à 3g et plus) [9 ; 18].
Des méthodes d’épuration extra-rénale doivent être appliquées sans délai.
1-5-2 Paludisme à Plasmodium malariae
Le paludisme à Plasmodium malariae est surtout remarquable par la périodicité de ses accès intermittents et sa longévité. La fièvre quarte est caractéristique de reviviscence schizogonique. Les accès fébriles surviennent le premier et le quatrième jour (toutes les 72heures). Sous l’effet du traitement ou même spontanément les accès guérissent, mais les rechutes sont fréquentes : même si le malade quitte la zone d’endémie, elles peuvent apparaitre après 20ans et même d’avantage. Les rechutes tardives ou accès de récurrence sont favorisés par une agression, telle une splénectomie.
On note parfois de néphrites glomérulaires sévères qui évoluent souvent vers une insuffisance rénale (Figure 4, annexe 1) [9 ; 18].
1-5-3 Paludisme à Plasmodium ovale
Proche du paludisme à Plasmodium vivax, le paludisme à Plasmodium ovale, en partage la bénignité. La période de latence varie de 15 jours à plusieurs mois.
Les accès de reviviscence schizogonique évoluent sur un rythme tiers.
Sans traitement, les accès se répètent à court terme mais les rechutes tardives sont rares (5 ans au maximum). Le Plasmodium ovale peut entrainer un
paludisme viscéral moins sévère que celui du Plasmodium falciparum (Figure 5, annexe 1) [9 ; 18].
1-5-4 Paludisme à Plasmodium vivax
Largement répandue du 37° de la latitude Nord au 25° de la latitude Sud, cette maladie détermine des accès fébriles sans gravité. Les infestations massives et répétées engendrent parfois des tableaux sévères : paludisme viscérale mais jamais d’accès pernicieux (Figure 6, annexe 1) [9 ; 18].
1-6 Diagnostic biologique du paludisme 1-6-1 Diagnostic de présomption 1-6-1-1 L’hémogramme
L’hémogramme montre une anémie de type hémolytique, normocytaire normochrome avec une réticulocytose. On peut retrouver une leucopénie remplacée parfois par une hyperleucocytose modérée à polynucléaires neutrophiles et une thrombopénie en rapport avec la séquestration splénique des plaquettes dans le paludisme à Plasmodium falciparum mais aussi lors des accès à Plasmodium vivax et Plasmodium ovale [9].
1-6-1-2 Les tests immunologiques
Les méthodes immunologiques permettent le dépistage sérologique du paludisme [17].
1-6-1-3 Les tests de diagnostic rapide
Il existe trois groupes d’antigènes décelés par les tests de diagnostic rapide
actuellement disponibles :
La protéine HRP2 (Histidine-rich protein 2), spécifique de Plasmodium falciparum.
La PLDH (Plasmodium Lactate Déshydrogénase)
L’aldolase : spécifique du genre Plasmodium [9].
1-6-2 Diagnostic de certitude
Pour souligner l'importance de cette partie, rappelons cette citation d'un imminent spécialiste des maladies tropicales, le Professeur Pierre Aubry (2010) :
« Nos connaissances sur le paludisme doivent être simples mais leur application doit être rigoureuse. Il n'existe pas de signe pathognomonique du paludisme. Il n'existe pas de manifestations cliniques du paludisme sans parasitémie. ».
C'est dire que si le diagnostic de certitude du paludisme est avant tout parasitologique ! [2]. Il repose essentiellement sur la mise en évidence des hématozoaires dans le sang et permet la certitude parasitologique de l’affection [9 ; 12 ; 18].
Diagnostic parasitologique direct 1-6-2-1 Le Frottis Sanguin
Le Frottis Sanguin consiste à étaler une petite goutte de sang sur une lame en verre, de manière à obtenir un étalement mince et régulier sur toute la longueur de la lame [16]. Cette technique permet de conserver la structure des hématies.
La lecture des lames s’effectue après coloration au May Grünwald Giemsa ; le cytoplasme des parasites apparait alors en bleu / violet, le noyau en rose / rouge, le pigment en bleu foncé / noir. Les parasites sont identifiés à l’aide des critères spécifiques à chaque espèce [17].
1-6-2-2 La Goutte Epaisse
Elle est réalisée à partir d’une goutte de sang écrasée à l’aide d’un geste circulaire, conduisant à l’éclatement des hématies. Avant coloration au May Grünwald Giemsa, la goutte épaisse doit être séchée à la température ambiante.
Les parasites sont observés de manière extracellulaire, alors que les globules blancs gardent leur structure.
La goutte épaisse est la technique de référence du paludisme. Il s’agit d’une technique de concentration des parasites sur lame à partir d’une goutte de sang.
Elle permet de déterminer :
L’indice plasmodique
L’indice gamétocytique
La densité parasitaire [18]
La GE et le Frottis sont deux techniques complémentaires [4 ; 7 ; 8 ; 9 ; 18].
1-6-2-3 Le QBC (Quantitative Buffy Coat)
Le principe de cette technique microscopique de fluorescence repose sur l’utilisation d’un fluorochrome (l’acridine orange) capable de se fixer sur le noyau du parasite. La recherche du Plasmodium se fait dans 50µl de sang recueillis dans un tube à hématocrite, après concentration par fluorescence [23].
La lecture s’effectue après excitation par une source lumineuse appropriée (UV).
Il a prouvé toute son efficacité en pratique, mais nécessite un microscope à fluorescence [17].
Le QBC Malaria test est d’apprentissage facile et de réalisation rapide ; il constitue actuellement le meilleur test de dépistage pour des biologistes non spécialisés et pour les structures traitant un grand nombre de recherche de
Plasmodium.
1-6-2-4 Réaction de Polymérisation en Chaine(PCR)
C’est une technique de biologie moléculaire basée sur la sélection puis l’amplification d’un gène spécifique du parasite à partir d’amorces spécifiques de ce gène [18]. Elle permet de mettre en évidence la présence d’ADN parasitaire sensible, elle détecte l’ADN du Plasmodium dans 10µl de sang prélevé [17].Cette amplification utilise de courtes séquences d’ADN (oligonucléotides). Elle a l’avantage de pouvoir détecter une souche spécifique du parasite par des amorces spécifiques de gène ou après digestion du produit de PCR avec des enzymes de restriction spécifiques [18].
La PCR est d’un grand apport surtout en cas de difficultés de confirmation microscopique liées à de faibles parasitémies. Elle permet également l’identification des espèces en cause et la détection des gènes de résistance aux antipaludiques [23].
2-1 Cadre de travail
2-1-1 Cadre institutionnel
Fruit de la coopération bénino-canadienne, le CPU (Collège Polytechnique Universitaire) avait ouvert ses portes aux premiers étudiants en février 1977.
Situé dans l’enceinte de l’Université d’Abomey-Calavi, le CPU était un établissement public de formation scientifique et technique supérieure orienté vers la professionnalisation. En tant que tel, il était un maillon capital de notre système universitaire, mieux du système éducatif béninois. Le CPU formait aussi bien des étudiants nationaux qu’étrangers. Grâce à leur soif du savoir et à l’effort permanent fourni par ses étudiants ; effort qu’on pourrait attribuer à la méthode rigoureuse d’enseignement (enseignement, objectifs suivis d’évaluations), l’ex-CPU pouvait être fier d’un taux moyen de réussite avoisinant 94%. La première promotion est sortie en 1980.
Comme on peut s’en douter, le CPU à un moment donné de son évolution, était devenu une institution prête à générer dans un avenir proche, des ingénieurs de conception ; ce qui d’ailleurs urgeait à partir du moment où, d’année en année, les besoins en formation d’ingénieurs devenaient de plus en plus pressants, obligeant ainsi à l’ouverture du second cycle.
Le 25 février 2005, le Président de la République signe un Décret (N° 2005- 078) portant création, attribution, organisation et fonctionnement de l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC), « une Ecole Supérieure à caractère international ou de grand envergure » en lieu et place du CPU et dépendant directement de l’Université d’Abomey-Calavi.
CADRE- MATERIEL ET METHODE
DE TRAVAIL
Un an auparavant, c’est-à-dire depuis la rentrée académique 2003-2004, la première promotion d’étudiants de l’EPAC a dû effectuer sa rentrée en 1ère année préparatoire dans le Secteur Industriel, et ce malgré toutes les difficultés inhérentes à toute entreprise humaine. Elle est actuellement dirigée par le Professeur Félicien AVLESSI.
2-1-2 Cadre technique
2-1-2-1 Situation géographique
La Clinique Coopérative de Calavi est situé dans l’Arrondissement Central de la Commune de Calavi. Elle est située en bordure de la route Inter- Etat Cotonou- Bohicon à gauche en quittant Cotonou pour Bohicon à Trois cent mètres (300m) de la Mairie d’Abomey-Calavi juste avant la pharmacie Château d’Eau en face de l’agence DIAMOND BANK de Calavi.
2-1-2-2 Structure de la Clinique Coopérative de Santé de Calavi
La Clinique Coopérative de Santé de Calavi met au service de la population depuis 25ans des soins dans les domaines suivants : Médecine Générale et Spécialités Médicales Ŕ Pédiatrie- Chirurgie Générale et de Spécialités chirurgicales- Clinique de Gynécologie & d’Obstétrique- Ophtalmologie- Dermatologie- Oto Rhino Laryngologique (ORL)- Imagerie Médicale (Echographie)- Cardiologie- Psychologie- Service d’Aide Médicale à Domicile (SAMAD), un service instauré pour permettre à la Clinique d’être plus proche des usagers- Laboratoire d’Analyses Biomédicales- Pharmacie- Bloc Opératoire- Célioscopie.
Présentation du laboratoire
Le laboratoire comporte trois salles. La première qui est la plus grande sert aux prélèvements et à toutes les manipulations. La seconde quant à elle constitue la douche. La dernière est la salle de garde. Elle contient un ordinateur pour les différentes recherches ou saisies.
Fonctionnement du laboratoire
Le Laboratoire dispose de sept (07) agents : - Cinq(05) biotechnologistes
- Deux (02) aides- biotechnologistes.
Ces agents travaillent sous la coordination d’un responsable. Les techniciens réalisent les examens sur le sang, les selles, les urines, le sperme et autres. Les prélèvements de sang se font tous les jours ouvrables 24 heures/24. Les examens sont réalisés suivant différentes sections.
En Hématologie & Immuno-Hématologie
Nous avons comme examens : NFS (Numération Formule Sanguine), TE (Test d’Emmel), TS (Temps de Saignement), TC (Temps de Coagulation), GS- Rh (Groupe Sanguin-Rhésus), VS (Vitesse de Sédimentation).
En Bactériologie & Parasitologie
Nous avons comme examens : ECBU (Examen Cytobactériologique des Urines), Spermogramme, ROB (Recherche des Œufs de Bilharzie), AKOP (Amibes Kystes Œufs et Parasites), GE-DP (Goutte Epaisse + Densité parasitaire), FS-DP (Frottis Sanguin+Densité Parasitaire).
En Biochimie
Nous avons comme dosages : La Glycémie, l’Urée, la Créatinémie, la Calcémie, la Magnésémie, l’Uricémie, la Protidémie, les Triglycérides, les
Transaminases (TGO-TGP), le Cholestérol (Total et HDL), la Bilirubine, l’Ionogramme.
En Sérologie
Comme examens, nous avons : TPHA (Tréponéma Pallidum Haemaglutination Assay), CRP (Protéine C-Réactive), SDW (Sérodiagnostic de Widal et Félix), AgHBs (AntigèneHBs), VIH (Virus Immunodéficience Humain), ASLO (Anticorps anti-Streptolysine O).
En outre, il parait utile de signaler que le laboratoire fonctionne 24h/24 avec une permanence assurée de huit (08) heures à seize (16) heures par certains biotechnologistes qui s’occupent à faire tous les examens cités ; une garde de seize (16) heures à huit (08) heures par d’autres biotechnologistes.
2-2 Matériel d’étude
2-2-1 Matériel de prélèvement
Les prélèvements ont été veineux et capillaires.
Matériel commun pour les deux types de prélèvement :
Un plateau de prélèvement- Du coton hydrophile- Une pissette d’alcool iodé à 60°- Une pissette d’alcool simple à 90°- Un garrot- Une boîte de sécurité- Des gants - Un marqueur- Un stylo.
Matériel spécifique pour le prélèvement veineux :
Des aiguilles avec corps vacutainer- Des tubes à anticoagulant EDTA- Un portoir.
Matériel spécifique pour le prélèvement capillaire : Lancette stérile.
2-2-2 Matériel de coloration et observation
Microscope optique réglable de grandissement- Lames porte- objets bien dégraissées- Lamelles- Bac de coloration- Râtelier à lames- Minuterie-
Compteur- Compresse- Mindray BC-2800- Mindray BC-5200.
2-2-3 Réactifs
Solution de GIEMSA - Le méthanol- Eau de possotomé - Huile à immersion 2-3 Méthode d’étude
2-3-1 Echantillonnage
Critères d’inclusion
Sont inclus dans notre étude, tous les patients :
- admis à la clinique Coopérative de Santé de Calavi - à qui l’examen GE-DP a été demandé
Taille de l’échantillonnage
Notre échantillonnage est constitué de : 273 prélèvements recueillis chez les 273 malades admis dans l’hôpital de la Clinique Coopérative de Santé de Calavi.
Prélèvement
Prélèvement veineux
- Apprêté le matériel de prélèvement
- Identifier le tube de prélèvement (nom, prénoms, examen à effectuer, n° d’identification)
- Installer le patient
- Plier la manche de sa chemise (si nécessaire) - Placer le garrot au niveau de l’avant bras - Rechercher et choisir la veine à ponctionner
- Faire un tampon d’alcool iodé, puis désinfecter correctement la
partie de la peau où on désire faire la ponction
- Déposer le tampon d’alcool utilisé dans le plateau
- Sortir l’aiguille de son emballage et l’adopter au tube de prélèvement
- Retirer le couvercle de protection de l’aiguille, et le déposer sur la table de prélèvement, puis sans attendre 5s au plus, réaliser la ponction
- Recueillir la quantité de sang suffisante à l’analyse qu’on désire effectuer
- Retirer le garrot
- Placer le tampon de coton au niveau de la partie ponctionnée
- Retirer délicatement l’aiguille et appuyer fortement le tampon sur la partie ponctionnée avec le pouce de la main libre
- Demander ensuite au patient d’appuyer à son tour sur le tampon - Déposer l’aiguille sur la table de prélèvement et boucher rapidement le tube de prélèvement avec le bouchon
- Homogénéiser aussitôt le prélèvement par retournement successif jusqu’à dilution complète de l’anticoagulant
- Déposer l’échantillon dans le portoir
- Prélever un petit tampon d’alcool simple et le remplacer par le précédant tampon d’alcool iodé
- Garder ce dernier tampon jusqu’à l’arrêt du saignement - Mettre un pansement si nécessaire
- Libérer le patient
- Remettre l’aiguille dans son couvercle en le prenant par le biseau - Jeter les déchets (aiguilles, tampon…) dans la boîte de sécurité.
Prélèvement capillaire
Faire une goutte épaisse en utilisant la méthode suivante :
Après avoir installé le patient, choisir le doigt à piquer entre le 3ème et le 4ème de la main gauche ;
Désinfecter le bout du doigt avec un tampon d’alcool ;
Piquer d’un coup sec et rapide ;
Presser doucement et nettoyer les premières gouttes ;
Recueillir 2 gouttes au milieu de la lame ;
Faire l’étalement de la goutte épaisse ;
Laisser sécher la goutte épaisse.
2-3-2 Démarche Technique
Sur chaque échantillon qui représente un malade, nous ferons deux (02) prélèvements : le prélèvement veineux et le prélèvement capillaire. Dans un premier temps, le prélèvement étant réalisé sur un tube EDTA, nous confectionnerons une première lame (Frottis et GE) sur le sang total c’est- à- dire sur le sang recueilli sur tube EDTA et dans un second temps, nous réaliserons le prélèvement capillaire afin d’en confectionner une seconde lame (Frottis et GE).
Phase Pré-analytique - Se laver les mains
- Porter une paire de gants
- Nettoyer la paillasse à l’eau de javel à 10°
- Réunir le matériel et réactifs
Phase Analytique
Technique
Le frottis sanguin est réalisé sur la même lame que la goutte épaisse. Pour ce faire :
- Nettoyer les lames déjà trempées dans le mélange alcool+éther
- Déposer deux(02) gouttes de sang à l’une des extrémités d’une lame, une pour le frottis sanguin et l’autre pour la goutte épaisse
- Tenir la lame d’une main entre le pouce et l’index de façon à ce qu’elle fasse un angle de 30° à 45° avec la paillasse
- Amener la lamelle au contact de la deuxième goutte de sang sans y faire pénétrer
- Laisser le sang s’étalé le long de la lame
- D’un geste franc et net, tirer la lamelle vers l’autre extrémité de la lame horizontale
- A l’aide du coin de la lamelle, effectuer un mouvement circulaire et centrifuge dans la première goutte de sang pendant environ 30 à 45 secondes pour avoir une tache arrondie de 1 à 1,5cm de diamètre
- Laisser sécher à plat à l’air
- Inscrire au crayon le numéro de l’échantillon.
2-3-3 Coloration des lames
Elle comprend plusieurs phases :
- Fixer le frottis sanguin en le trempant quelques secondes dans un bocal contenant du méthanol
- Laisser reposer pour le séchage
- Déshémoglobiniser la goutte épaisse en la trempant dans un bocal contenant d’eau de possotomé
- Laisser reposer pour son séchage tout en s’assurant à l’avance que la goutte épaisse soit bien déshémoglobinisé
- Disposer les lames confectionnées sur les baguettes du bac de coloration - Recouvrir les lames de la solution de GIEMSA dilué au1/10 soit 5mL de la
solution mère de GIEMSA pour 45mL d’eau de possotomé
- Laisser agir pendant 15 minutes - Rincer à l’eau de robinet
- Sécher
- Passer à la lecture au microscope à l’objectif 100.
2-3-4 Lecture des lames
Après coloration et séchage, nous verrons ainsi deux lames : une première lame ou la goutte épaisse est réalisée là-dessus et une seconde lame ou le frottis sanguin est réalisé. La lecture est faite à l’objectif 100X à l’aide d’une goutte d’huile à immersion. Nous passons au calcul de la densité parasitaire (DP).
COMPTAGE
Cas négatif
Compter au moins 500 globules blancs plus 100 champs ou observer toute la lame avant de la déclarer négative
Cas positif
- Compter jusqu’à 200 leucocytes si parasites ≥ 100 et calculer la densité parasitaire
- Si parasite < 100, compter jusqu’à 500 leucocytes avant de calculer la densité parasitaire
Calcul sur la Goutte épaisse
Si on a la valeur du globule blanc du patient, remplacer les 6000 par cette valeur selon l’OMS.
Cas fortement positif
- Diviser le champ en 4 et compter les parasites dans le ¼ du champ
- Compter les globules blancs dans tout le champ. Répéter la même chose dans 10 champs
- Puis calculer la densité parasitaire
Avec :
6000 : Le nombre de leucocytes par µL de sang
Y : Le nombre de plasmodies comptées
X : Le nombre de leucocytes comptés Calcul sur le Frottis Sanguin
Avec :
200 : Le nombre moyen d’hématies ou GR par champ
4000000 : Le nombre moyen d’hématies par µL de sang
Y : Le nombre d’hématies parasitées comptées
X : Le nombre de champs examinés
Phase Post-analytique - Enregistrer les résultats
- Nettoyer l’objectif à immersion (100X) avec un linge non pelucheux - Ranger le matériel et les réactifs
- Ranger les lames lues - Nettoyer la paillasse - Se laver les mains.
3-1 RESULTATS
Au cours de la période d’étude, 273 patients ont fait l’objet d’une recherche de Plasmodium dans le sang capillaire et veineux.
Figure 7 : Répartition par sexe des sujets examinés
La présente étude a impliqué 53,11% (145/273) de sujets de sexe féminin contre 46,89% (128/273) de sexe masculin ; soit un sex-ratio (M/F) de 0,88.
Les tableaux I, II, III et IV présentent respectivement la répartition des patients en fonction de l’âge et la répartition des patients en fonction du sexe.
TROISIEME PARTIE : RESULTATS
ET COMMENTAIRE GENERAL
Tableau I : Répartition des patients en fonction de l’âge et résultats obtenus pour les densités sur le Prélèvement Veineux
Age (ans) Positifs Négatifs Total
<5 18 22 40
] 5-20] 32 11,72% 55 87 31,87%
] 20-50] 37 13,55% 89 32,60% 126 46,15%
>50 2 18 20
Total 89 32,60% 184 67,40% 273 100%
Tableau II : Répartition des patients en fonction de l’âge et résultats obtenus pour les densités sur le Prélèvement Capillaire
Age (ans) Positifs
Négatifs
Total
<5 19 21 40
] 5-20] 33 12,08% 54 19,78% 87 31,86%
] 20-50] 47 17,21% 79 28,93% 126 46,14%
>50 3 17 20
Total 102 37,36% 171 62,64% 273 100%
Tableau III : Répartition des patients en fonction du sexe et résultats obtenus pour les densités sur le Prélèvement Veineux
Sexe Positifs Négatifs Total
Masculin 41 15,02% 87 31,86% 128 46,88%
Féminin 48 17,58% 97 35,54% 145 53,12%
Total 89 32,6% 184 67,4% 273 100%
Tableau IV : Répartition des patients en fonction du sexe et résultats obtenus pour les densités sur le Prélèvement Capillaire
Sexe Positifs Négatifs Total
Masculin 46 16,85% 82 30,03% 128 46,88%
Féminin 56 20,51% 89 32,6% 145 53,11%
Total 102 37,36% 171 62,63% 273 100%
De ces quatre tableaux, il convient de retenir que le Plasmodium attaque plus les sujets de la tranche d’âge] 20-50] et particulièrement les femmes.
Tableau V : Répartition des 273 patients selon la présence ou non de Plasmodium et le type de prélèvement
Prélèvement Veineux Prélèvement Capillaire
GE FS GE FS Total
+ + + + 89
- - - - 171
- - + + 13
(+) = Positif
(-) = Négatif
L’analyse de ce tableau montre que :
89 échantillons sont positifs à la fois sur le prélèvement veineux et le prélèvement capillaire, 13 échantillons se sont révélés négatifs pour le prélèvement veineux et positifs pour le prélèvement capillaire.
Tableau VI : Résultats des densités parasitaires sur le Prélèvement Veineux DP Sang Veineux Cas positif Cas négatif Total
Effectif 89 184 273
Prévalence 32.60% 67.40% 100%
Il ressort de ce tableau que 89 cas sont confirmés positifs sur les 273 malades soupçonnés du paludisme et 184 négatifs pour ces deux techniques. Soit une prévalence de 32,60% cas positifs et 67,40% de cas négatifs.
Tableau VII : Résultats des densités parasitaires sur le Prélèvement Capillaire
DP Sang Capillaire Cas positif Cas négatif Total
Effectif 102 171 273
Prévalence 37,36% 62,64% 100%
Il ressort de ce tableau que 102 cas sont confirmés positifs sur les 273 malades soupçonnés du paludisme et 171 négatifs pour ces deux techniques. Soit une prévalence de 37,36% cas positifs et 62,64% de cas négatifs.
Tableau VIII : Variation de la densité parasitaire par technique utilisée Sujets positifs DP Moyennes
GE Veineux 89 100 à 291000 17018
FS Veineux 89 200 à 24000 7384
GE Capillaire 102 200 à 302701 16627 FS Capillaire 102 100 à 10400 7343
Au niveau du prélèvement veineux, les densités parasitaires varient de 100 à 291000 parasites/µL avec une moyenne de 17018 parasites/µL pour la goutte épaisse et de 200 à 24000 Hématies parasitées/mm³ avec une moyenne de 7384 Hématies parasitées/mm³.
Au niveau du prélèvement capillaire, les densités parasitaires varient de 200 à 302701 parasites/µL avec une moyenne de 16627 parasites/µL pour la goutte épaisse et de 100 à 10400 Hématies parasitées/mm³ avec une moyenne de 7343 Hématies parasitées/mm³.
Figure 8 : Variation de la Densité parasitaire selon le type de prélèvement
La parasitémie la plus élevée a été observée avec la GE capillaire (302701 parasites/µL).
3-2 COMMENTAIRE GENERAL
La quantification des parasites du paludisme est une composante importante dans le diagnostic de cette maladie au laboratoire [25]. L’objectif général visé pour ce travail est d’identifié le prélèvement le mieux recommandé pour un bon diagnostic du paludisme. Cette étude comparative des densités parasitaires à partir du sang veineux et du sang capillaire au cours du paludisme a eu lieu du 17 Mai au 17 Août à la Clinique Coopérative de Santé de Abomey-Calavi. Notre population d'étude est constituée par un échantillon exhaustif de 273 patients.
Cette étude a impliqué 53,11% (145/273) de sujets de sexe féminin contre 46,89% (128/273) de sexe masculin ; soit un sex-ratio (M/F) de 0,88. Cette tendance est la même à l'échelle de tout le pays. Une étude similaire réalisée avec la même observation [5]. Pour l'analyse de la fréquence de la maladie dans notre population d'étude, nous avons expressément défini quatre (4) classes d'âges (Tableau I, II). La classe d'âge <5 ans ; la classe d’âge] 5-20] ans, la classe d'âge] 20-50] ans et la classe d'âge >50ans qui regroupe les grandes personnes. Comme résultat, nous avons constaté que le paludisme à Plasmodium falciparum attaque plus les sujets de la tranche d’âge] 20-50] et particulièrement les femmes (Tableau III, IV). On peut dire qu’il y a eu variation de la tranche d’âge la plus vulnérable pour notre étude. Ce qui est contraire à certains études réalisées ou cette classe est celle <5 ans, comme étude : [2 ; 8 ; 22 ; 24 ; 26 ; 27].
Nous pouvons ainsi dire ici que, l’erreur se situe alors au niveau de la taille de notre échantillonnage. Ainsi donc, lors du prélèvement de la couche ≥ 5 ans, nous avons rencontrés des difficultés à prélever cette couche.
Dans notre étude, Plasmodium falciparum était la seule espèce parasitaire en cause et cette observation conforme aux données nationales et sous régionales ouest-africaines qui prouvent que c'est l'espèce plasmodiale la plus répandue [1 ;
2 ; 5 ; 7]. Notons que d’autres espèces furent observées dans ces études.
Tel n’est pas le cas pour notre étude ou seule Plasmodium falciparum a été retrouvé. L’erreur peut-être du à la taille de l’échantillonnage ou à la période d’échantillonnage.
Après analyse de nos résultats, nous avons eu à constater aussi que la fréquence de détection des parasites diffère entre ces deux types de niveaux de prélèvements (Tableau V). Cette fréquence de détection des parasites dépend alors de la nature du prélèvement. Les trophozoïtes ont tendance à avoir une préférence pour le bout du doigt. Comme le confirme notre étude, sur un effectif de 102 qui représentent en réalité le nombre de vrais positifs dans notre population, nous notons : 89 échantillons positifs à la fois pour les parasitémies sur le prélèvement veineux et le prélèvement capillaire, 13 échantillons négatifs pour le prélèvement veineux et positifs pour le prélèvement capillaire. Notons qu’un cas n’a pas été observé : celui pour qui nous pourrons trouver des parasitémies au niveau du prélèvement veineux et ne pas le retrouver au niveau du prélèvement capillaire. Une étude a été réalisée avec un nombre de vrais positifs qui est sensiblement le même que le nôtre et ce cas s’était observé [2].
Nous pouvons alors dire que si nous n’avions pas rencontré ce genre de cas, cela pourrait être dû à notre critère de sélection d’échantillonnage qui s’était passé avec la plus grande difficulté ou dû au fait que pour nos GE nous les déshémoglobinisons avant de réaliser notre coloration ce qui facilite l’observation et la lecture de la lame.
Dans notre étude, nous avons remarqué que pour nos densités parasitaires observées sur le prélèvement veineux, 89 cas sont confirmés positifs sur les 273 malades soupçonnés du paludisme soit une prévalence de 32,60% cas positifs or pour nos densités parasitaires sur le prélèvement capillaire, 102 cas sont confirmés positifs sur les 273 malades soupçonnés du paludisme pour ces deux
techniques soit une prévalence de 37,36% cas positifs (Tableau VI, VII. Ceci nous démontre une différence de prévalence de 4,76 entre ces deux prélèvements. De ce fait, on dira que la fréquence de détection de Plasmodium falciparum dans le sang capillaire est importante que celle dans le sang veineux.
Comme une étude a aussi été réalisée au Cameroun avec la même observation [2 ; 17 ; 18 ; 26].
Les résultats pour la densité parasitaire moyenne nous amène à remarquer que la densité parasitaire moyenne au niveau du prélèvement capillaire pour la GE est légèrement élevée que celle moyenne au niveau du prélèvement veineux pour cette même technique (Tableau VIII). De même que, la densité parasitaire moyenne au niveau du prélèvement capillaire pour la FS au niveau du prélèvement capillaire à celle au niveau du prélèvement veineux pour cette même technique. La concordance entre les deux groupes de densités parasitaires étudiée par le test de corrélation indique l’existence d’une liaison non significative entre la densité parasitaire du sang capillaire et du sang veineux.
Nous pouvons noter à cet niveau que l’erreur est du à la période de prélèvement qui peut s’expliquer par le fait que les prélèvements étaient réalisés en dehors de la crise ou la période de faible transmission du paludisme qui est la saison sèche.
La variation de la densité parasitaire selon le type de prélèvement nous permet de constater que la parasitémie la plus élevée a été observée avec la GE capillaire (302701 parasites/µL) (Figure 8). Cette densité parasitaire a été très largement utilisée dans les études cliniques et épidémiologiques, dont celles qui évaluaient l’efficacité des antipaludiques ou la mesure de l’impact des interventions antipaludiques sur l’évolution des indicateurs de la morbimortalité palustre. Ceci pourrait être en faveur de l’hypothèse d’une séquestration ou d’une migration profonde des parasites au stade de schizonte.
Le diagnostic biologique correct du paludisme et la mise en évidence de l’agent causal demeurent une préoccupation majeure. Au cours de cette étude, les frottis ont été confectionnés et examinés à partir du sang veineux et du sang capillaire chez chaque patient. Cette étude nous permet de noter quelques apports. Il faut réaliser le prélèvement capillaire lorsque l’examen GE-DP est demandé pour le diagnostic du paludisme. Pour l’évaluation de la densité parasitaire, il faut toujours faire la lecture sur la goutte épaisse.
Ceci nous permettra ainsi de réduire un tant soit peu la difficulté du faible taux de parasitémie dans les cas du paludisme et de faire un diagnostic plus ou moins fiable. Le rôle du biologiste est capital car un résultat faussement négatif peut faire courir un risque vital au patient en retardant le traitement d’une pathologie grave. Si pour diverses études sur le paludisme, le prélèvement capillaire a toujours été préféré au prélèvement veineux par commodité, notre étude vient donner un coup de pouce à la supériorité du prélèvement capillaire au plan de la densité parasitaire.
Au terme de notre travail, nous formulons les suggestions suivantes à l’endroit :
Des biotechnologistes
Que tout patient venu à l’hôpital pour la réalisation de la NFS, GE-DP : faire nécessairement deux (2) prélèvements, le prélèvement veineux pour lui réaliser l’hémogramme ou la NFS et le prélèvement capillaire pour lui réaliser la GE-DP pour la détection du paludisme.
De l’Ecole Polytechnique d’Abomey- Calavi
Instaurer dans la formation de la licence professionnelle des stages pratiques sous forme de garde permettant aux étudiants d’approfondir les cours théoriques reçus en classe.
Des responsables des formations sanitaires périphériques
Recyclage mensuel du personnel du laboratoire sur les techniques d’évaluation de la densité parasitaire pour le diagnostic du paludisme.
Ministère de la Santé
Mettre en place un laboratoire national de référence du paludisme chargé entre autre du contrôle de qualité et de la validation des techniques de détection de paludisme.
Apporter un appui aux études visant à évaluer les performances des techniques de détection du paludisme.
SUGGESTIONS
ANNEXE 1 : Espèces plasmodiales à différents stades
Figure 3 : Aspect microscopique du Plasmodium falciparum à différents stades, en frottis et en goutte épaisse colorés au Giemsa [16]
ANNEXE 1 : Espèces plasmodiales à différents stades
Figure 4 : Aspect microscopique du Plasmodium malariae à différents stades, en frottis et en goutte épaisse colorés au Giemsa [16]
ANNEXE 1 : Espèces plasmodiales à différents stades
Figure 5 : Aspect microscopique du Plasmodium ovale à différents stades, en frottis et en goutte épaisse colorés au Giemsa [16]
ANNEXE 1 : Espèces plasmodiales à différents stades
Figure 6 : Aspect microscopique du Plasmodium vivax à différents stades, en frottis et en goutte épaisse colorés au Giemsa [16]
1- Kisito Nagalo, Fousséni Dao, Philippe Minodier, Oumarou Sawadogo, Harouna Sanon, François Housséini Tall, Diarra Yé : Congenital malaria Plasmodium falciparum disease : epidemiological, clinical, biological, therapeutic and prognostic in Ouagadougou, Burkina Faso. The Pan African Medical Journal Publication en ligne 2014, 18 : 1-47.
2- Norbert TANKE DONGMO : Etude comparative d'un Test de Diagnostic Rapide du paludisme (TDR) avec la Goutte Epaisse (GE) a l'hôpital régional de Bafoussam au Cameroun, Université Dschang - Cameroun - Master en biologie (option parasitologie) 2012.
3- Paludisme : In Parasitologie-mycologie, ANOFEL, 6èmé édition, Format utile, 108-126.
4- Glorry Panzu Mavwanda : Contribution à l'étude de la qualité des comprimés d'Artésunate en coblister douze mois après la péremption, Université de Kinshasa - Pharmacien, 2008.
5- Guiguemde T.R., Toe A.C.R., Sadeler B.C., Gbary A.R., Ouedraogo J.B. : Etude de la variation de la densité parasitaire de Plasmodium falciparum chez des porteurs asymptomatiques dans la région de Bobo- Dioulasso (Burkina-Faso). Médecine d'Afrique Noire, 1991, 38 : 1-3.
6- Ministère de la Santé : Programme National de Lutte contre le Paludisme, plan stratégique de lutte contre le paludisme au Bénin 2006- 2010, 11-14.
BIBLIOGRAPHIQUES
7- Ministère de la Santé : Programme national de lutte contre le paludisme, Manuel de formation pour la prise en charge au niveau des formations sanitaires, 2007, 13.
8- Association Française Des Enseignants de Parasitologie et Mycologie (Anofel) : Paludisme, Université Médicale Virtuelle Francophone, 2014, 27.
9- ATCHADE P. : « Parasitologie générale et appliquée », manuel de cours ; EPAC/UAC, 2014, 30-34.
10- Programme National de Lutte contre le Paludisme (PNLP), Africare Bénin, Catholic Relief Services (CRS) Bénin et le Cabinet Leadership &
Développement (LEADD) : Evaluation des activités de lutte contre le paludisme au Bénin, 2010,11-25.
11- Ministère de la Santé : Programme national de lutte contre le paludisme, Manuel de la participation à la formation des techniques de laboratoire, 2010, 82 : 50-51.
12- Ousmane Sy : Etude de quelques aspects épidémiologiques et environnementaux du paludisme au Sénégal, Université Cheick Anta Diop de Dakar- DEA Sciences biologiques et médicales, 2006,12-67.
13- Kotepui M, Piwkham D, PhunPhuech B, Phiwklam N, Chupeerach C, Duangmano S: Effects of malaria parasite density on Blood cell parameters, PLoS One 2015, 10: 1-11.
14- Ouedraogo Hz, Zeba An, Dramaix-Wilmet, Donnen P.: Moderate - to - Severe Anaemia due to Afebrile Plasmodium falciparum Infection in Children aged 6-23 Months from the Rural Distict of Kongoussi, Burkina Faso, Journal of Tropical Pediatrics 2008, 54: 395-400
15- Programme National de Lutte contre le Paludisme, Rapport annuel d’activités 2014, Mars 2015, 1-2.
