Etude comparative des résultats de la goutte épaisse faite à partir du sang capillaire et celle confectionnée sur du sang veineux au Centre Médical Saint Jean de Cotonou

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MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI

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ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI

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DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE

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OPTION : ANALYSES BIOMEDICALES

RAPPORT DE STAGE DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE

THEME :

Rédigé et soutenu par :

Amour Akpeyedjè Lindex AMOUSSOUVI

Sous la direction de :

Membre de jury :

Président : Dr SENOU Maximin Superviseur : Dr ATCHADE S. Pascal

Examinatrice : Dr MEDOATINSA Espérance Tuteur : Mr DAHOUI Romain

Tuteur :

Mr Romain DAHOUI

Ingénieur Bio-technologiste

Etude comparative des résultats de la goutte épaisse faite à partir du sang capillaire et celle confectionnée sur du sang veineux au Centre Médical Saint Jean de Cotonou

Superviseur :

Dr Pascal S. ATCHADE, PhD

Parasitologie-Mycologie

Physiopathologie-Médecine Tropicale Maitre-Assistant/CAMES/EPAC/UAC

Maître Assistant/CAMES

11

^ème

Promotion

Année académique 2017-2018

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REPUBLIQUE DU BENIN

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MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI

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ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI

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DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE

DIRECTEUR : Professeur Guy Alain ALITONOU

DIRECTEUR ADJOINT : Docteur François-Xavier FIFATIN

CHEF DU DEPARTEMENT DE GBH : Docteur Eugénie ANAGO

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Réalisé par : Amour Akpeyedjè Lindex AMOUSSOUVI ii

LISTE DES ENSEIGNANTS DU DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE (GBH).

N° Noms et prénoms Matières enseignées 01 ABLEY Sylvestre Déontologie Médicale 02 AGBANGLA Clément Génétique Moléculaire

03 AGOSSOU Gilles Législation et Droit du Travail

04 AHOYO Théodora Angèle Microbiologie / Santé publique et Hygiène Hospitalière

05 AKOWANOU Christian Physique

06 AKPOVI D. Casimir Biologie Cellulaire / Physiologie Humaine/Biochimie métabolique 07 ALITONOU Alain Guy Chimie Générale/ Chimie Organique 08 AMETONOU François Techniques d’Expression et Méthodes de

Communication

09 ANAGO Eugénie Biochimie structurale / Biochimie clinique / Biologie Moléculaire

10 ANAGONOU Sylvère Education Physique et Sportive

11 ATCHADE S. Pascal Parasitologie / Mycologie/ Entomologie médicale 12 BANKOLE Honoré Sourou Bactériologie

13 DESSOUASSI Noel Biophysique

14 DOSSEVI Lordson Techniques Instrumentales

15 DOSSOU Cyriaque Techniques d’Expressions et Méthodes de Communications

16 DOUGNON T. Victorien Microbiologie /Méthodologie de la Recherche

17 GANDJI Servais Anatomie humaine

18 HOUNNON Hyppolite Mathématiques

19 HOUNSOSSOU Hubert Biostatistiques

20 KLOTOE Jean Robert Equipements biomédicaux

21 KOFFI Aristide Anglais

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22 KOUDANDE Marlène Cytologie Sanguine / Introduction à l’hématologie

23 KOUNASSO Gabriel Informatique

24 LOKOSSOU Gatien Immunologie / Immuno-Pathologie 25 LOZES Evelyne Immunologie / Immuno-Pathologie 26 MASSOULOKONON Vincent Histologie Générale

27 OGOUDIKPE Nicarette Informatique Médicale

28 SECLONDE Hospice Immuno-hématologie et Transfusion sanguine 29 SEGBO Julien Biochimie / Biologie Moléculaire

30 SENOU Maximin Histologie Appliquée

31 SOEDE Casimir Anglais

32 TOHOYESSOU Zoé Soins infirmiers

33 TOPANOU Adolphe Hématologie

34 YOVO K. S. Paulin Pharmacologie / Toxicologie

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Réalisé par : Amour Akpeyedjè Lindex AMOUSSOUVI iv

DEDICACE

A mes parents géniteurs Valère A. AMOUSSOUVI et Jeanne A. HOUGBENOU, qui ont su me scolariser et mis à ma disposition les moyens pour réussir les études. Pour tous les efforts consentis et toutes les peines vécues pour donner un sens à ma vie, recevez ici l’expression de ma profonde reconnaissance. Que la longévité et la paix divine soient !

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REMERCIEMENT

La présente réflexion scientifique, bien que s’inscrivant dans le sillage des écrits d’un débutant en recherche, reste également le produit d’une conjonction d’exhortation, d’encouragement et d’assistance de la part de certaines personnes à l’endroit desquelles nous adressons notre profonde et sincère gratitude. Dans l’impossibilité de les énumérer toutes ici.

Je tiens à remercier particulièrement :

 Mon DIEU tout glorieux créateur de toute chose, qui nous a permis de rester en bonne santé pour faire son œuvre.

 Mon superviseur Dr Pascal S. ATCHADE, qui n'a ménagé ni son temps, ni ses conseils pour rationaliser ce travail nonobstant toutes ses occupations. Sa générosité discrète et sa capacité d'intervention insoupçonnée nous ont été plus que précieuses.

Recevez ici notre profonde gratitude.

 Mon tuteur de stage Mr Romain DAHOUI, Ingénieur bio-technologiste, vous avez toujours été disponible pour nous encadrer dans la réalisation de ce travail malgré vos multiples occupations. Puisse Dieu vous accorde santé et paix.

 Mes sœurs,

Charbele, ce travail est le vôtre. Puisse le seigneur nous aider à conserver cet amour et cette harmonie qui règne entre nous. Recevez-le comme les prémices de la récolte de vos longues années de travail, de sacrifice, de jeûne et de prière.

Fortune, que ce travail vous donne encore plus le désir et la force d’aller plus loin dans les études.

 Mes frères, pour votre affection et votre soutien. Que ce document soit pour vous une satisfaction.

 Mr Koffi Faustin AGBATONON, pour ton soutien quotidien, puisse le seigneur nous aider à conserver cet amour et cette harmonie qui règne entre nous. Recevez ce travail comme les prémices de la récolte de vos longues années de travail, de sacrifice, de jeûne et de prière. Que Dieu te le revaudre à sa mesure.

 Tout le personnel du Centre Médical Saint Jean de Cotonou, merci de votre inestimable collaboration dans l’amélioration de mes connaissances.

 Professeur Koko Dominique SOHOUNHLOUE et son épouse, ma tante HOUGBENOU Joséphine, pour nous avoir acceptés comme votre fille et pour tous

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Réalisé par : Amour Akpeyedjè Lindex AMOUSSOUVI vi

considération méritée.

 Les enseignants et personnel administratif de l’Ecole Polytechnique d’Abomey- Calavi (EPAC), pour avoir contribué à notre formation. Qu’ils trouvent ici l’expression de nos profondes gratitudes.

 Tous ceux qui ont participés à la réalisation de ce document, un merci profond et que Dieu vous comble de toutes ses grâces.

 Mes camarades et amis de promotion, je m’en voudrais de ne pas vous témoigner ma profonde gratitude. Le présent document est le couronnement de trois années de formation à l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC). Recevez mes salutations pour ses moments inoubliables passés ensemble.

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HOMMAGES

 A son excellence Monsieur le Président du Jury

Nous sommes heureuses de l’honneur que vous nous faites en acceptant de présider le jury de soutenance de ce rapport. Permettez-nous d’exprimer notre grande considération et un profond respect à votre endroit. Nous tiendrons compte de vos remarques pour améliorer la qualité scientifique de ce travail et à vous exprimer nos sentiments de profond respect et de gratitude infinie.

 Aux honorables Membres du jury

Notre gratitude va à v o t r e endroit, pour avoir accepté d’apprécier notre travail et de l’enrichir par vos observations.

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Réalisé par : Amour Akpeyedjè Lindex AMOUSSOUVI viii

LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS ADN : Acide Désoxyribonucléique

CMSJ : Centre Médical Saint Jean DP : Densité Parasitaire

DPs : Densité Parasitaire standard DPr : Densité Parasitaire réelle

EDTA : Ethylène Diamine Tétra Acétique EPAC : Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi FS : Frottis Sanguin

GE : Goutte Epaisse

HRP2 : Histidine-Rich Protein 2

HIP : Hématologie, Immunologie, Parasitologie MGG : May-Grunwald Giemsa

NFS : Numération Formule Sanguine NGBr : Nombre de Globule Blancs réel OMS : Organisation Mondiale de la Santé PCR : Réaction à la Chaine Polymérase

PNLP : Programme National de Lutte contre le Paludisme pLDH : Lactate Déshydrogénase Parasite

QBC : Quantitative Buffy Coat SMT : Stratégie Technique Mondiale TDR : Test de Diagnostic Rapide UV : Ultra-Violet

μL : Microlitre

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LISTE DES TABLEAUX

Tableau I : Répartition des résultats en fonction du sexe. ... 22 Tableau II: Répartition des résultats en fonction de l’âge. ... 22 Tableau III : Répartition des résultats selon la présence ou non du Plasmodium et le type de

prélèvement. ... 23

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Réalisé par : Amour Akpeyedjè Lindex AMOUSSOUVI x

LISTE DES FIGURES Figure 1: Anophèle (vecteur du paludisme) . ... 6

Figure 2: Cycle Biologique de Plasmodium spp ... 9

Figure 3: Examen microscopique de P. falciparum sur une goutte épaisse ... 11

Figure 4 : Répartition des patients en fonction du sexe ... 21

Figure 5: Variation des densités parasitaires standards (DPS) et réelles (DPR) par type de prélèvement. ... 24

(12)

RESUME

Au Bénin, le paludisme représente la première cause de consultation médicale. Il est une maladie grave potentiellement mortelle en absence d’une prise en charge rapide et appropriée. L’objectif général de ce travail est d’améliorer le diagnostic parasitologique du paludisme par la technique de la goutte épaisse. Nous avons observé au microscope à l’objectif x100 une Goutte Epaisse (GE), confectionnée avec du sang capillaire et celle du sang veineux. Une étude comparative entre les résultats de la Goutte Epaisse faite à partir du sang capillaire et celle confectionnée sur du sang veineux a été effectuée au Centre Médical Saint Jean de Cotonou. Les densités parasitaires ont été calculées selon le type de prélèvement. 409 patients sont inclus dans cette étude, soit 62,59% de sexe féminin contre 37,41% pour le sexe masculin. Cent vingt-huit (128) échantillons sont révélés positifs sur les deux types de prélèvements. Un (1) seul échantillon est positif pour la goutte épaisse sur sang capillaire et négatif pour la goutte épaisse sur sang veineuse. La densité parasitaire standard calculée sur sang capillaire est souvent plus élevée que celle calculée sur le sang veineux. La présente étude a permis de montrer que le diagnostic quantitatif du paludisme se fait par la goutte épaisse sur sang capillaire. Le prélèvement capillaire demeure la meilleure par rapport au sang veineux lorsque d’autres analyses ne sont plus demandés chez le patient. Cependant, le prélèvement capillaire ne permet pas de calculer la densité parasitaire réelle. Le choix du type de prélèvement dépendra du but visé par le technicien.

Mots-clés : paludisme, sang capillaire, sang veineux, densité parasitaire.

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Réalisé par : Amour Akpeyedjè Lindex AMOUSSOUVI xii

ABSTRACT

In Benin, malaria is the leading cause of medical consultation. It is a life-threatening serious illness in the absence of timely and appropriate care. Our general objective of this work is to improve the parasitological diagnosis of malaria by the technique of the thick drop.

We observed under the microscope at the objective x100 a thick drop (GE), made with capillary blood and that of the venous blood. A comparative study between the results of the thick drop made from capillary blood and that made on venous blood was performed at the Saint Jean Medical Center in Cotonou. Parasitic densities were calculated according to the type of sampling. On our sample of 409 patients with 62.59% female against 37.41% for the male. One hundred and twenty-eight (128) returned positive by both methods. Only one sample is positive for the thick blood-capillary drop and negative for the thick blood-venous drop. The standard parasitic density (DPs) calculated on capillary blood is often higher than that calculated on the venous blood. The present study has shown that the quantitative diagnosis of malaria is by the thick drop on the capillary blood. Hair sampling remains the best compared to venous blood when other analyzes are no longer required in the patient.

However, the capillary sampling does not make it possible to calculate the actual parasite density. The choice of the type of sampling will depend on the goal of the bio technician.

Keywords: malaria, capillary blood, venous blood, parasite density.

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SOMMAIRE

INTRODUCTION ... 1

PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ... 3

1-RAPPEL SUR LE PALUDISME ... 4

1-1-Définition ... 4

1-2-Historique du paludisme ... 4

1-3- Epidémiologie ... 4

1-4-Diagnostic du paludisme ... 10

DEUXIEME PARTIE : CADRE, MATERIEL ET METHODES D’ETUDES ... 13

2-1-Cadre ... 14

2-2- Matériel et Réactifs ... 15

2-3-Méthode d’étude ... 16

2-4- Examen microscopique ... 17

2-5- Analyse des données ... 19

TROISIEME PARTIE: RESULTATS ET C0MMENTAIRES ... 20

3-1-Résultats ... 21

3-2- Discussion ... 25

CONCLUSION ... 26

SUGGESTIONS ... 27

REFERENCE BIBLIOGRAPHIE ... 28

ANNEXE ... 30

TABLE DES MATIERES ... 31

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Réalisé par : Amour Akpeyedjè Lindex AMOUSSOUVI 1

INTRODUCTION

Le paludisme ou malaria est la première endémie parasitaire mondiale 7. C’est une érythrocytopathie fébrile provoquée par des protozoaires du genre Plasmodium et transmise par la piqûre d’un insecte vecteur, l’Anophèle femelle 17. En Afrique, le paludisme constitue un véritable problème de santé publique mais également un frein au développement des communautés et par surcroît des pays qui sont les plus touchés. Au Bénin, le paludisme demeure la première cause de morbidité dans les cibles vulnérables, à savoir les enfants de moins de cinq ans et les femmes enceintes 3. A cet effet, le diagnostic parasitologique du paludisme est essentiel pour sa prise en charge thérapeutique. De ce fait, la disponibilité et l’accessibilité des tests microscopiques sont essentielles pour une utilisation rationnelle des antipaludiques 6. Dans le nouveau plan stratégique du Programme National de Lutte contre le Paludisme (PNLP), la confirmation des cas par la goutte épaisse a une grande valeur 1.

De ce fait, la Goutte Epaisse (GE) demeure la méthode de référence aussi bien dans les structures sanitaires que dans les laboratoires de recherche et doit se réaliser le plus souvent sur le sang capillaire et par défaut sur le sang veineux. Force est de constater que la réalisation de la GE se fait généralement sur du sang veineux provenant du faite que les patients ont plusieurs examen sur leurs bulletin.

La problématique pour nous est de comparer la performance diagnostique des deux types de prélèvements. Ceci a alors motivé le choix du thème : « Etude comparative des résultats de la goutte épaisse faite à partir du sang capillaire et celle confectionnée sur du sang veineux au Centre Médical Saint Jean de Cotonou».

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Pour ce faire nous nous sommes fixés les objectifs ci-après : OBJECTIF GENERAL

Améliorer le diagnostic parasitologique du paludisme par la technique de la goutte épaisse.

OBJECTIFS SPECIFIQUES

 Comparer les résultats de la goutte épaisse faite à partir du sang capillaire à celle faite à partir du sang veineux,

 Identifier le prélèvement adéquat pour la réalisation de la goutte épaisse.

Ce document est rédigé, en dehors de l’introduction et de la conclusion en trois parties. La première aborde la synthèse bibliographique, la deuxième porte sur : cadre, matériel et méthodes d’études et la troisième partie présente les résultats et la discussion.

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PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

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1-RAPPEL SUR LE PALUDISME 1-1-Définition

Endémie parasitaire majeure, le paludisme ou malaria est une affection parasitaire fébrile, grave due à la multiplication dans les hématies d'un hématozoaire du genre Plasmodium, transmis à l'homme par la piqûre d'un moustique, l'anophèle femelle infestée [2, 9]

1-2-Historique du paludisme

Le paludisme est connu par ses manifestations cliniques depuis l’ère antique. Les termes italiens Mal’ aria « mauvais air » ou encore latin paludis, « marais » furent décrits, entre autres, par Hippocrate (460-377 av JC), qui établit d’ailleurs une relation pertinente entre la date et le lieu où les malades vivent lorsqu’ils succombent.

En 1880 Alphonse Laveran [8], médecin militaire français, observe en Algérie des éléments cellulaires intra-érythrocytaires n’appartenant à aucune lignée hématologique ; l’hématozoaire du paludisme est découvert. En 1897, le britannique Sir Ronald Ross, médecin de l’armée des Indes prouve le rôle des moustiques dans la transmission du paludisme aviaire, et Giovanni-Batista Grassi, en 1898 en Italie, démontre que l’anophèle est le vecteur du paludisme humain. La phase de division dans le foie ne sera identifiée que bien plus tard en 1948 par Short et Garnham. Ils permettent ainsi de compléter la connaissance du cycle du parasite et d’expliquer les rechutes de la maladie observées dans certains cas. La seconde guerre mondiale empêchant l’accès aux plantations indonésiennes de quinquina ouvrait la voie du développement et de l’utilisation des premiers anti-malariques de synthèse (amino-4- quinoléines). La lutte contre le vecteur devenait possible grâce à la découverte des insecticides à action rémanente qui permirent l’éradication de l’affection dans des régions d’Europe encore atteintes, et dans certaines îles. Les résistances devaient apparaître rapidement, ruinant les expériences d’éradication du paludisme [8].

1-3- Epidémiologie

En novembre 2018, le Rapport sur le paludisme dans le monde renforce le message selon lequel le monde n'est pas sur la bonne voie pour franchir deux étapes cruciales de la stratégie technique mondiale de lutte contre le paludisme 2016-2030 (SMT) de l'OMS : réduire le nombre de décès et de maladies du paludisme d'au moins 40% d'ici 2020.

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la sphère mondiale.

Malgré que sur le plan mondial, nous avions connu un début de stabilisation depuis 2015, la riposte au paludisme est dans un bien meilleur endroit qu'au début du siècle. Il reste des poches de progrès prometteuses dans les pays fortement touchés par le paludisme, tels que l'Inde, où les cas ont chuté de 24% en 2017 par rapport à 2016 ; au Rwanda, qui a enregistré 430 000 cas de paludisme en moins en 2017 qu'en 2016 ; et en Éthiopie et au Pakistan, où les deux pays ont estimé une diminution de plus de 240 000 cas au cours de la même période.

Au Bénin, la situation n’est pas non moins alarmante eu égard à la statistique des chiffres disponibles. Tenez, le paludisme est la première cause de consultation dans les centres sanitaires du pays dépassant de loin les autres affections. En effet, 42,9% de consultation générale de la population concerne l’affection du paludisme et 49, 5% chez les enfants de moins de 5 ans qui sont généralement les premières victimes de cette pandémie.

Par ailleurs, le paludisme est le premier motif d’hospitalisation enregistré dans les centres hospitaliers du pays. Première cause de décès surtout dans le rang des enfants de moins de 5 ans, le paludisme est l’affection qui a l’incidence la plus élevée. C’est ce qui justifie la réflexion que nous essayons de mener sur le sujet[11].

1-3-1-Agents pathogènes

Le paludisme est transmis par un protozoaire appartenant au genre Plasmodium. Il existe de très nombreuses espèces de Plasmodium (plus de 140), touchant diverses espèces animales, dont cinq espèces sont habituellement retrouvées en pathologie humaine. Il s’agit de :

 Plasmodium falciparum ;

 Plasmodium vivax ;

 Plasmodium ovale ;

 Plasmodium malariae et

 Plasmodium knowlesi, parasite habituel des singes (macaques) d'Asie qui vient de passer récemment chez l'homme.

Ces cinq espèces diffèrent par des critères biologiques, cliniques, par leur répartition géographique et par leur capacité à développer des résistances aux antipaludiques.

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D’emblée, il faut différencier P. falciparum des quatre autres espèces. En effet P.

falciparum est celui qui est le plus largement répandu à travers le monde, qui développe des résistances aux antipaludiques et qui est responsable des formes cliniques mortelles [12]. 1-3-2-Vecteur et Cycle parasitaire

1-3-2-1- Vecteurs

Le paludisme est transmis à l’homme par la piqûre d’un moustique culicidé du genre Anopheles au moment de son repas sanguin. Seule la femelle, hématophage, transmet la maladie. Elle ne pique qu’à partir du coucher du soleil avec un maximum d’activité entre 23 heures et 6 heures. Cela explique que l’utilisation des moustiquaires imprégnées d’insecticides soit le moyen de prévention individuelle le plus efficace.

Figure 1: Anophèle (vecteur du paludisme) [2].

(21)

Le cycle se déroule successivement chez l’homme (phase asexuée et début de la gamétogenèse) et chez l’anophèle (phase sexuée, l’hôte définitif). Chez l’homme on distingue 2 phases :

 la phase hépatique ou pré-érythrocytaire : elle correspond à la phase d’incubation cliniquement asymptomatique ;

 la phase sanguine ou érythrocytaire : elle correspond à la phase clinique de la maladie.

 Schizogonie pré-érythrocytaire

Les sporozoïtes inoculés par l’anophèle femelle (moins d’une centaine) lors de son repas sanguin sont détruits par les macrophages mais certains parviennent à gagner les hépatocytes. Ils se transforment en schizontes pré-érythrocytaires ou « corps bleus » (formes multinucléées) qui, après quelques jours (sept jours pour P. falciparum ; dix jours pour P.vivax) de maturation, éclatent et libèrent des milliers de mérozoïtes dans le sang (10 000 à 30 000 mérozoïtes en fonction des espèces). La schizogonie hépatique est unique dans le cycle, la cellule hépatique ne peut être infectée que par des sporozoïtes. Dans les infections à P.vivax et P.ovale, une schizogonie hépatique retardée peut entraîner la libération dans le sang, de mérozoïtes (hypnozoïtes) plusieurs mois après la piqûre du moustique, expliquant ainsi les reviviscences tardives observées avec ces 2 espèces. Les hypnozoïtes n’existent pas dans l’infection à P. falciparum (évolution d’un seul tenant) et ils n’ont pas été mis en évidence non plus dans l’infection à P. malariae ou à P. knowlesi.

 Schizogonie érythrocytaire

Très rapidement les mérozoïtes, issus de l’éclatement des corps bleu, pénètrent dans les globules rouges. La pénétration du mérozoïte dans l’érythrocyte et sa maturation en trophozoïte puis en schizonte prend 24 ou 72 heures (en fonction de l’espèce) et conduit à la destruction du globule rouge hôte et à la libération de 8 (P.malariae) à 32 (P. falciparum) nouveaux mérozoïtes. Ces mérozoïtes pénètrent dans de nouveaux globules rouges et débutent un nouveau cycle de réplication. Cette partie du cycle correspond à la phase clinique : la parasitémie s’élève, le sujet devient fébrile, c’est l’accès palustre.

En l’absence de traitement, tous les parasites évoluent progressivement au même rythme: (on dit qu’ils deviennent synchrones). Tous les schizontes érythrocytaires arrivent à maturation au même moment, entraînant la destruction d’un grand nombre de globules rouges

(22)

de manière périodique, toutes les 24 heures (pour P. knowlesi), 48 heures (fièvre tierce de P.

falciparum, P. vivax ou P. ovale) ou toutes les 72 heures (fièvre quarte de P. malariae).

En pratique on observe que la fièvre tierce due à P. falciparum est rarement synchrone. Après un certain nombre de cycles érythrocytaires, certains mérozoïtes subissent une maturation d’une dizaine de jours, accompagnée d’une différenciation sexuée. Ils se transforment en gamétocytes mâles et femelles.

 Sporogonie chez l'anophèle femelle

Les gamétocytes, ingérés par le moustique lors d’un repas sanguin sur un sujet infecté, se transforment en gamètes mâles et femelles qui fusionnent en un œuf libre, mobile appelé ookinète. Cet ookinète quitte la lumière du tube digestif, se fixe ensuite à la paroi externe de l’estomac et se transforme en oocyste. Les cellules parasitaires se multiplient à l’intérieur de cet oocyste, produisant des centaines de sporozoïtes qui migrent ensuite vers les glandes salivaires du moustique. Ces sporozoïtes sont les formes infestantes prêtes à être inoculées avec la salive du moustique, lors d’un nouveau repas sanguin sur un hôte vertébré.

La durée du développement sporogonique des plasmodies varie en fonction des conditions climatiques : entre 9 et 20 jours pour P. falciparum (entre, respectivement, 30°C et 20°C), un peu plus rapide pour P. vivax à températures équivalentes, plus long pour P. malariae [13].

(23)

Figure 2: Cycle Biologique de Plasmodium spp [13]

1-3-3-Mode de transmission

Les modes de transmission sont variés :

 la contamination par piqûre de l'anophèle femelle: c'est le mode habituel de transmission de paludisme. La chaîne épidémiologique est constituée du Plasmodium, de l'anophèle et des êtres humains récepteurs ;

 la contamination par voie transplacentaire ou materno-foetale ou congénitale : c’est la transmission de la mère à l’enfant par le sang placentaire ;

 le paludisme post-transfusionnel : elle résulte de la transfusion de sang parasité provenant de donneurs plus ou moins anciennement infestés apparemment sains[14].

(24)

1-4-Diagnostic du paludisme 1-4-1-Diagnostic clinique

L’incubation est en moyenne de 15 jours. Un accès simple est observé dans plus de 90

% des cas. Les premiers symptômes surviennent au minimum 7 jours après la piqûre, parfois plusieurs mois plus tard. La fièvre est progressivement croissante, mal supportée, résistante aux antipyrétiques, accompagnée de céphalées, d’un syndrome pseudo-grippal, de vomissements et troubles digestifs. Le paludisme sévère est défini par une aggravation rapide de l’état du patient, avec souffrance cérébrale, atteinte pulmonaire, défaillance multi viscérale.

Le neuropaludisme est caractérisé par des troubles neurologiques puis un coma, nécessitant un transfert rapide en réanimation et associe à une mortalité élevée si la mise en place du traitement est retardée [15].

1-4-2-Diagnostic biologique du paludisme

Il nécessite un minimum de renseignements cliniques incluant la notion d’un voyage et le lieu du séjour. La numération formule sanguine peut orienter lorsqu’il existe une thrombopénie < 150 000 / mm3 et/ou, plus rarement, une anémie. Un Frottis Sanguin (FS) et une Goutte Epaisse(GE) doivent être réalisés, associés si possible à un test rapide de détection d’antigènes de Plasmodium. Hors situation d’urgence, la PCR peut être utile pour le diagnostic des pauciparasitémies et des infections mixtes. La sérologie a pour seule application le diagnostic rétrospectif d’une infection à P. falciparum.

 La Goutte Epaisse

La goutte épaisse est une méthode de concentration qui permet de trouver les parasites même s’ils sont rares. Cette technique très ancienne réalise une micro concentration, et reste la méthode de référence. Elle consiste à examiner quelques microlitres (μL) de sang après hémolyse des globules rouges et coloration selon la méthode de May-Grunwald Giemsa (MGG). C’est une excellente technique mais dont la réalisation est un peu délicate et nécessite une bonne expérience pour la lecture. Un résultat positif est lié à la présence des parasites.

Cependant, l’identification de l’espèce est difficile [15].

(25)

Figure 3: Examen microscopique de P. falciparum sur une goutte épaisse

Pour un diagnostic parasitologique du paludisme, la densité parasitaire se calcule sur la GE par la formule :

𝐃𝐏 =𝟔𝟎𝟎𝟎 ∗ 𝒀

𝑿 (𝐩/𝛍𝐋) Avec :

 6000 : le nombre normal de leucocytes chez un homme par μL de sang

 Y : le nombre de Plasmodies comptés

 X : nombre de leucocytes comptés 10

 Technique de QBC (Quantitative Buffy coat).

Le principe de cette technique microscopique de fluorescence repose sur l’utilisation d’un fluorochrome (l’acridine orange) capable de se fixer sur le noyau du parasite. La recherche du Plasmodium se fait dans 50 μL de sang recueillis dans un tube à hématocrite, après concentration par fluorescence [17]. La lecture s’effectue après excitation par une source lumineuse appropriée (UV). Il a prouvé toute son efficacité en pratique, mais nécessite un microscope à fluorescence. [1]

(26)

Le QBC Malaria test est d’apprentissage facile et de réalisation rapide ; il constitue actuellement le meilleur test de dépistage pour des biologistes non spécialisés et pour les structures traitant un grand nombre de recherche de Plasmodium.

 PCR (Réaction à la chaine polymérase)

C’est une technique de biologie moléculaire basée sur la sélection puis l’amplification d’un gène spécifique du parasite à partir d’amorces spécifiques de ce gène [5]. Elle permet de mettre en évidence la présence d’ADN parasitaire sensible, elle détecte l’ADN du Plasmodium dans 10μL de sang prélevé [1]. Cette amplification utilise de courtes séquences d’ADN (oligonucléotides). Elle a l’avantage de pouvoir détecter une souche spécifique du parasite par des amorces spécifiques de gène ou après digestion du produit de PCR avec des enzymes de restriction spécifiques [5]. La PCR est d’un grand apport surtout en cas de difficultés de confirmation microscopique liées à de faibles parasitémies. Elle permet également l’identification des espèces en cause et la détection des gènes de résistance aux antipaludiques [17].

1-4-3-Diagnostic indirect

1-4-3-1-Les Tests de Diagnostic Rapide du paludisme (TDR)

Il existe trois groupes d’antigènes décelés par les tests de diagnostic rapide actuellement disponibles :

- la protéine HRP2 (Histidine-rich protein 2), spécifique de Plasmodium falciparum.

- la pLDH (Lactate Déshydrogénase Parasite) - l’aldolase: spécifique du genre Plasmodium [4]

.

(27)

DEUXIEME PARTIE : CADRE, MATERIEL ET METHODES

D’ETUDES

(28)

2-1-Cadre

2-1-1-Cadre institutionnel

L’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC) Ex Collège Polytechnique Universitaire (CPU) qui avait été créé en février 1977 pour répondre à un besoin de formation technique au niveau de l’enseignement supérieur. A L’époque, la mission assignée au CPU est de former des techniciens supérieurs capables de satisfaire les attentes liées à l’objectif de développement économique de la nation.

Les évolutions de l’environnement notamment les progrès en matière technologique ont amené les autorités à engager des réformes en vue de prendre en compte ces avancées et faciliter l’actualisation des enseignements dispensés. Dans ce cadre, la dénomination a été modifiée : le Collège Polytechnique Universitaire est devenu Ecole Polytechnique d’Abomey- Calavi. Les enseignements à l’EPAC sont organisés en deux secteurs : le secteur industriel et le secteur biologique.

Le secteur industriel comprend les départements de : Génie civil ; Génie Informatique et Télécommunications ; Génie Mécanique et Energétique ; Génie Electrique ; Génie Chimique et Procédé ; Génie Biomédical Maintenance.

Dans le secteur biologique on a les départements de: Génie de Biologie Humaine, Génie d’Imagerie Médicale et de Radiologie, Génie de l’environnement, Production Santé Animale, Génie de Technologie Alimentaire.

2-1-2-Cadre Technique

Le centre médical Saint Jean est une formation sanitaire confessionnelle sous

l’autorité de l’Archevêque de Cotonou. Ouvert en 1963 et dirigé par les sœurs religieuses de la congrégation Saint Joseph de Lyon, le dispensaire Saint Jean à l’époque était spécialiste dans les soins pédiatriques. Après le départ des religieuses en 1987, sa gestion a été confiée à des laïcs en janvier 1987, toujours sous l’autorité de l’Archevêque de Cotonou. Dès lors, la demande des populations en soins médicaux n’a cessé d’accroitre. Les soins ont été étendus alors aux adultes et de nouveaux bâtiments ont été construits en 1993 pour répondre aux besoins des populations. Le dispensaire Saint Jean est devenu le centre médical Saint Jean (CMSJ).

(29)

Le laboratoire d’analyse biomédicale se trouve au deuxième étage de l’immeuble dans l’angle droit. Ce département est sectionné en deux salles constituants deux unités dont :

- La salle de Biochimie,

- La salle HIP (Hématologie, Immunologie, Parasitologie)

L’unité de Biochimie comporte la paillasse de la biochimie, hémostase, et l’unité HIP est sectionné en plusieurs paillasses dont celle de l’Hématologie, l’Immunologie-Sérologie et de Parasitologie. Il dispose également d’une salle de prélèvement située au rez de chaussée.

Dans cette salle, le prélèvement sanguin se fait tous les jours ouvrables de 08 h à 12 h, pour les cas urgents, le laboratoire reçoit les patients à n’importe quelle heure car muni d’un service de garde.

2-2- Matériel et Réactifs - Aiguille

- Bac de coloration - Compteur

- Lame - lamelle - Garrot

- Coton hydrophile

- Pissette d’alcool iodé à 60°

- Pissette d’alcool iodé à 90°

- Tubes avec anticoagulant (EDTA ; Wintrobe) - Portoir

- Lancettes semi-automatique à usage unique (lancette de sécurité) - Boite de sécurité

- Microscope (Olympus CX 23) - Automate sysmex XS-500i - Minuterie

- Râtelier à lame

- Micropipette (1 μL - 10 μL) - Cônes

- Solution de GIEMSA - Eau tamponnée à pH neutre

(30)

- Huile à immersion 2-3-Méthode d’étude

2-3-1-Echantillonnage

L’étude est réalisée à l’hôpital Saint Jean de Cotonou au sein de son laboratoire d’HIP sur 409 patients envoyés au laboratoire pour suspicion du paludisme

2-3-2- Démarche technique

Chaque patient a bénéficié d’un prélèvement capillaire et d’un prélèvement veineux.

Le prélèvement capillaire est utilisé pour confectionner une goutte épaisse sur une lame porte objet. Le prélèvement veineux également a servi à préparer une goutte épaisse. Au total, chaque patient a eu droit à deux lames.

Phase Pré-analytique

- Se laver les mains - Porter une paire de gants

- Nettoyer les paillasses à l’eau de javel - Réunir le matériel et les réactifs Phase analytique

2-3-3-Techniques utilisées

2-3-3-1-Confection de GE sur le sang capillaire

- En tenant la main gauche du patient, nettoyer l’annulaire avec un tampon de coton.

- Piquer d’un coup sec et rapide avec une lancette.

- Essuyer la première goutte de sang avec un tampon de coton sec.

- Déposer une goutte de sang au centre de la lame pour la GE.

- Poser la lame sur la paillasse.

- A l’aide du coin de la lamelle, effectuer un mouvement circulaire et centrifuge dans la goutte de sang pendant environ 30 à 45 secondes pour avoir un cercle de 1cm de diamètre.

- Inscrire le numéro de l’échantillon accompagné de cap sur une bande adhésive et la coller à la lame.

- Laisser sécher à plat à l’air libre.

(31)

- Faire un prélèvement du sang veineux sur tube EDTA - Homogénéiser le sang par retournement successif du tube.

- Déposer une goutte de sang au centre de la lame à l’aide d’une micropipette.

- A l’aide du coin de la lamelle, effectuer un mouvement circulaire et centrifuge dans la goutte de sang pendant environ 30 à 45 secondes pour avoir un cercle de 1cm de diamètre.

- Inscrire le numéro de l’échantillon accompagné de veine sur une bande adhésive et la coller à la lame.

- Laisser sécher à plat à l’air libre.

2-3-3-3- Coloration des lames par la technique de GIEMSA Elle comprend plusieurs phases :

- Sécher les lames pendant quelques minutes.

- Déshémoglobiniser les GE en les trempant dans de l’eau de robinet pendant 3 à 5 minutes.

- Sécher à nouveau les lames.

- Disposer les lames confectionnées sur les baguettes du bac de coloration.

- Recouvrir les lames de la solution de GIEMSA dilué au 10% soit 1mL de GIEMSA pour 9 mL d’eau tamponnée. Laisser agir pendant 30 minutes.

- Rincer à l’eau de robinet.

- Sécher à l’air libre.

2-4- Examen microscopique 2-4-1- Lecture

La lecture se faite à l’objectif x100 à l’aide de l’huile à immersion. Voir s’il y a la présence des trophozoïtes dans le champ et si aucun trophozoïte n’est retrouvé, il faut parcourir 100 champs microscopiques avant de la déclarer négative. Une lame est déclarée négative après une lecture complète de la goutte épaisse (environ une demi-heure). En cas de positivité on calcul la densité parasitaire(DP).

Chaque lame a bénéficié de deux lectures : une première lecture a été faite par nous- même en tant que stagiaire et une deuxième lecture par un technicien expérimenté ne connaissant pas nos résultats obtenus. La formule utilisée pour le calcul de la DP reste la même.

(32)

2-4-2- Comptage

Ce compte commence dès qu’un parasite est détecté. Compter dans chaque champ microscopique, les parasites en même temps que les leucocytes. Les leucocytes à compter varie entre 200 et 500 selon les cas suivants :

 Après avoir compté 200 leucocytes, si le nombre de parasites comptés est supérieur ou égal à 10, le comptage s’arrête et on calcule la densité parasitaire (DP)

 Par contre à 200 leucocytes, si le nombre de parasites comptés est inférieur à 10, il faut continuer jusqu’à 500 leucocytes avant de calculer la densité parasitaire (DP).

2-4-3-Calcul des densités parasitaires (DP)

La densité parasitaire se calcule sur la GE faite à partir du sang capillaire par la formule :

𝐃𝐏𝐬 =𝟔𝟎𝟎𝟎 ∗ 𝒀

𝑿 (𝐩/𝛍𝐋)

Avec :

 Y : le nombre de plasmodies comptés

 X : nombre de leucocytes comptés

 DPs : densité parasitaire standard

La densité parasitaire se calcule de deux manières sur la GE faite à partir du sang veineux par les formules :

𝐃𝐏𝐬 =^{𝟔𝟎𝟎𝟎∗𝒀}_𝑿 (𝐩/𝛍𝐋) Et 𝐃𝐏𝐫 =^{𝐍𝐆𝐁𝒓∗𝒀}_𝑿 (𝐩/𝛍𝐋)

Avec :

(33)

 X : nombre de leucocytes comptés

 DPs : densité parasitaire standard

 DPr : densité parasitaire réelle

 NGBr : le nombre de globules blancs réel du patient à partir de la Numération des Formules Sanguines (NFS).

Phase post-analytique :

- Enregistrer les résultats,

- Nettoyer l’objectif à immersion (X100) avec du xylène, - Ranger le matériel, les réactifs et les lames lues,

- Nettoyer la paillasse, enlever les gants et se laver les mains.

2-5- Analyse des données

Nos données ont été enregistrées dans le tableur Excel 2013. Les résultats étaient exprimés sous forme de moyenne. Les différences étaient jugées significatives avec un P 0,05 avec un intervalle de confiance (IC) = 5%.

(34)

TROISIEME PARTIE: RESULTATS ET DISCUSSION

(35)

Quatre cent neuf (409) patients ont fait l’objet d’une recherche de Plasmodium dans le sang capillaire et dans le sang veineux.

Figure 4: Répartition des patients en fonction du sexe

La présente étude a impliqué 62,59% (256/409) sujets de sexe féminin contre 37,41%

(153/409) de sexe masculin,

s

oit un sex-ratio (M/F) de 0,59

Les tableaux I et II, présentent respectivement la répartition des résultats des patients en fonction du sexe et en fonction de l’âge.

37,41%

HOMME FEMME 62,59%

(36)

Tableau I : Répartition des résultats en fonction du sexe.

Sexe Positif % Négatif % Total %

Masculin 54 13,2% 99 24,21% 153 37,41%

Féminin 75 18,34% 181 44,25% 256 62,59%

Total 129 31,54% 280 68,46% 409 100%

De ce tableau, il convient de retenir que les femmes sont plus parasitées que les hommes. La différence globale observée entre les deux sexes était statistiquement significative (p< 0,05)

.

Tableau II : Répartition des résultats en fonction de l’âge.

Age (ans)

Positif % Négatif % Total %

≤ 10 44 10,75% 90 22,00% 134 32,75%

 10-20 25 6,11% 37 9,04% 62 15,16%

 20-30 27 6,60% 67 16,38% 94 23,00%

 30-40 15 3,66% 45 11,00% 60 14,67%

 40-50 13 3,17% 15 3,66% 28 6,84%

 50 5 1,22% 26 6,35% 31 7,58%

Total 129 31,51% 280 68,43% 409 100%

De ce tableau, il convient de retenir que Plasmodium attaque plus les sujets de la tranche d’âge ≤ 10 ans.Le portage de parasites varie selon les tranches d’âge (p< 0,05).

(37)

prélèvement.

GE(V) GE(C)

Positive Négative Total

Positive 128 1 129

Négative 0 280 280

Total 128 281 409

GE(C) = Goutte Epaisse sur sang Capillaire GE(V) = Goutte Epaisse sur sang Veineuse

L’analyse de ce tableau montre que :

Cent vingt-huit (128) échantillons sont positifs à la fois en goutte épaisse sur sang capillaire et en goutte épaisse sur sang veineux. Un (1) seul échantillon est positif en goutte épaisse sur sang capillaire et négatif en goutte épaisse sur sang veineux, il n’y a pas d’échantillon qui soit négatif en goutte épaisse sur sang capillaire et positif en goutte épaisse sur sang veineux. Deux cent quatre-vingt (280) échantillons sont négatifs à la fois pour la goutte épaisse sur sang capillaire et pour la goutte épaisse sur sang veineux.

 Analyse des densités parasitaires

Pour l’analyse de la DP, nous allons étudier les paramètres comme :

Sujet positifs, Densité Parasitaire standard (DPs), Densité Parasitaire réelle (DPr) et moyenne.

(38)

Figure 5: Variation des densités parasitaires standards (DPS) et réelles (DPR) par type de prélèvement.

Il ressort de l’analyse de cette figure que les moyennes des densités parasitaires standards au niveau de la goutte épaisse sur sang capillaire sont plus élevées que ceux calculées au niveau de la goutte épaisse sur sang veineux. En utilisant un coefficient de 6000 comme facteur de correction dans le calcul de la densité parasitaire réelle, on note une surestimation des résultats dans le cas où le nombre réel de leucocytes est inférieure au facteur de correction (6000) et une sous-estimation des résultats dans le cas où le nombre réel de leucocytes est supérieure au facteur de correction.

10241 9960

12808

0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 14000

DPSc DPSv DPRv

Moyenne des DPs et DPr

Densités parasitaires

(39)

Cette étude comparative des résultats de la goutte épaisse faite à partir du sang capillaire et celle confectionnée sur du sang veineux a eu lieu du 23 juin au 17 octobre 2018 au Centre Médical Saint Jean de Cotonou. La population d'étude est constituée par un échantillon de 409 patients généré par le hasard. Cette étude a impliqué 62,59% (256/409) sujets de sexe féminin contre 37,41% (153/409) de sexe masculin ; soit un sex-ratio (M/F) de 0,59 (Tableau I). Il convient de retenir que les femmes sont plus représentées que les hommes. La différence globale observée entre les deux sexes était statistiquement significative (p< 0,05). Cette tendance est la même à l'échelle de tout le pays où les femmes sont plus nombreuses que les hommes [16]. Pour l'analyse de la fréquence du paludisme dans notre population d'étude, nous avons défini six (6) classes d'âges. Il convient de retenir, que le Plasmodium infecte plus les sujets de la tranche d’âge de moins de 10 ans que les autres tranches. La différence globale de portage des parasites entre les tranches d’âges est statistiquement significative (p< 0,05). La performance diagnostique de la GE à partir des deux types de prélèvement est presque identique. Un (1) seul échantillon est positif en goutte épaisse sur sang capillaire et négatif en goutte épaisse sur sang veineux. Les trophozoïtes ont tendance à avoir une préférence pour le bout du doigt 7. Cent vingt-huit (128) échantillons sont positifs à la fois en goutte épaisse sur sang capillaire et en goutte épaisse sur sang veineux. Les moyennes des densités parasitaires standards au niveau de la goutte épaisse sur sang capillaire sont plus élevées que ceux calculées au niveau de la goutte épaisse sur sang veineux. Aussi la pression du nombre des malades à recevoir oblige les techniciens à faire recourt généralement au prélèvement veineux car une seule ponction suffit à avoir un spécimen biologique du malade.

(40)

CONCLUSION

La présente étude nous a permis de montrer que le diagnostic quantitatif du paludisme doit se fait sur la goutte épaisse obtenue à partir du sang capillaire. Le prélèvement capillaire demeure la meilleure par rapport à sa richesse en trophozoïtes que pour le prélèvement veineux lorsque d’autres analyses ne sont plus demandés chez le patient.

Cependant, le prélèvement capillaire ne permet pas de calculer la densité parasitaire réelle. Il faut toutefois noter qu’en utilisant un coefficient de 6000 comme facteur de correction dans le calcul de la densité parasitaire réelle, on note une surestimation des résultats dans le cas où le nombre réel de leucocytes est inférieure au facteur de correction (6000) et une sous-estimation des résultats dans le cas où le nombre réel de leucocytes est supérieure au facteur de correction. Le choix du type de prélèvement dépendra du but visé par le bio technicien.

(41)

SUGGESTIONS

Les résultats obtenus à la suite de ce travail nous amènent à formuler quelques suggestions, notamment à l’endroit :

DU MINISTERE DE LA SANTE

 Le ministère doit renforcer l’information sur le diagnostic biologique quantitatif du paludisme par le mode de prélèvement capillaire.

DES AUTORITES DU CENTRE MEDICAL SAINT JEAN DE COTONOU

 Renforcer l’information sur le diagnostic biologique du paludisme par le mode de prélèvement selon l’objectif visé par le bio-technologiste.

(42)

REFERENCE BIBLIOGRAPHIE

1 . ALIKPA G. H. : Etude comparative des densités parasitaires à partir du sang veineux et du sang capillaire au cours du paludisme. Rapport de fin de formation, pour l’obtention du diplôme de licence professionnelle. ABM / GBH / EPAC / UAC; 2015, p.14-15.

2 . Association Française des Enseignants de Parasitologie et Mycologie (ANOFEL) : Parasitologie médicale, Généralités et définitions;2014, 27 : 4-8.

3 . ATCHADE S. P. : Travaux pratique de parasitologie médicale. ABM / GBH / EPAC / UAC; 2012, p.27.

4 . ATCHADE S. P. : « Parasitologie générale et appliquée », manuel de cours;

EPAC/UAC ; 2014, 30-34.

5 . AYIVI S, KOUFEDE R. : Etude comparative de la goutte épaisse faite à partir du sang capillaire et de celle confectionnée sur sang veineux. Rapport de fin de formation, pour l’obtention du diplôme de licence professionnelle. ABM/GBH/EPAC/UAC; 2013, 6-14.

6 . CARNEVALE P, MOUCHET J.:  vector control and malaria control. (In French).

Med trop ; 1990, 50 : 391-398 .

7 . CUZIN L, DELPIERRE C. : Épidémiologie des maladies infectieuses. Med Chir - Maladies Infectieuses; 2005, 2 : 157-62.

8 . DOUAMBA Z. : Paludisme asymptomatique chez la femme enceinte au centre médical Saint Camille de Ouagadougou. Diplôme d’Etudes Approfondies en Biochimie/Biologie Moléculaire, Université de Ouagadougou, 51 : p. 3.

9 . FALL D. : Prévalence du paludisme et des parasitoses intestinales au niveau du centre de sante Nabil Choucair de la patte d'oie Builders – Dakar. Thèse pour obtenir le grade de Docteur en Pharmacie (Diplôme D'état); 2006, 140: 31- 51.

10 . GUIGUEMDE T.R., TOE A.C.R., SADELER B.C., GBARY A.R., OUEDRAOGO J.B. : Etude de la variation de la densité parasitaire de Plasmodium falciparum chez des porteurs asymptomatiques dans la région de Bobo- Dioulasso (Burkina-Faso). Médecine d'Afrique Noire; 1991, 38 : 1-3.

(43)

elle-perdue-davance/): consulté le 02/12/2018 à 20h.

12.(http://campus.cerimes.fr/parasitologie/enseignement/paludisme/site/html/1.html) consulté le 03/12/2018 à 13h.

13.(http://campus.cerimes.fr/parasitologie/enseignement/paludisme/site/html/1.html) consulté le 04/12/2018 à 1h.

[14.(http://campus.cerimes.fr/parasitologie/enseignement/paludisme/site/html/1.html) consulté le 04/12/2018 à 23h.

15 . (http://www.infectiologie.com/site/medias/_documents/consensus/2007-paludisme- court.pdf) : consulté le 05/12/2018 à 1h.

16 . Ministère de la Santé : Programme national de lutte contre le paludisme, Manuel de formation pour la prise en charge au niveau des formations sanitaires; 2007, p.13.

17 . SIALA E., ABDALLAH BEN R., BOURATBINE A., AOUN K. : Current biological diagnosis of malaria. Revue Tunisienne d’Infectiologie ; 2010, 4 : 5 - 9.

(44)

ANNEXE

FICHE D’ENQUETE

N° Nom et Prénoms Sexe Age NGBr NGBc sur la GE

DPSc DPSv DPRv C V

(45)

TABLE DES MATIERES LISTE DES ENSEIGNANTS DU DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE (GBH). ... ii

DEDICACE ... iv

REMERCIEMENT ... v

HOMMAGES ... vii

LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS ... viii

LISTE DES TABLEAUX ... ix

LISTE DES FIGURES ... x

RESUME ... xi

ABSTRACT ... xii

SOMMAIRE ... xiii

INTRODUCTION ... 1

PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ... 3

1-RAPPEL SUR LE PALUDISME ... 4

1-1-Définition ... 4

1-2-Historique du paludisme ... 4

1-3- Epidémiologie ... 4

1-3-1-Agents pathogènes ... 5

1-3-2-Vecteur et Cycle parasitaire ... 6

1-3-3-Mode de transmission ... 9

1-4-Diagnostic du paludisme ... 10

1-4-1-Diagnostic clinique ... 10

1-4-2-Diagnostic biologique du paludisme ... 10

1-4-3-Diagnostic indirect ... 12

1-4-3-1-Les Tests de Diagnostic Rapide du paludisme (TDR) ... 12

DEUXIEME PARTIE : CADRE, MATERIEL ET METHODES D’ETUDES ... 13

2-1-Cadre ... 14

2-1-1-Cadre institutionnel ... 14

2-1-2-Cadre Technique ... 14

2-1-3-Présentation du laboratoire ... 15

2-2- Matériel et Réactifs ... 15

2-3-Méthode d’étude ... 16

(46)

2-3-1-Echantillonnage ... 16

2-3-2- Démarche technique ... 16

2-3-3-Techniques utilisées... 16

2-3-3-1-Confection de GE sur le sang capillaire ... 16

2-3-3-2-Confection de GE sur le sang veineux ... 17

2-3-3-3- Coloration des lames par la technique de GIEMSA ... 17

2-4- Examen microscopique ... 17

2-4-1- Lecture ... 17

2-4-2- Comptage ... 18

2-4-3-Calcul des densités parasitaires (DP)... 18

2-5- Analyse des données ... 19

TROISIEME PARTIE: RESULTATS ET C0MMENTAIRES ... 20

3-1-Résultats... 21

3-2- Discussion ... 25

CONCLUSION ... 26

SUGGESTIONS ... 27

REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUE... 28

ANNEXE ... 30

TABLE DES MATIERES ... 31