Rôle de la protéine beta-caténine dans la prolifération du lignage mélanocytaire

(1)

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Rôle de la protéine beta-caténine dans la prolifération

du lignage mélanocytaire

Thibaut Eguether

To cite this version:

Thibaut Eguether. Rôle de la protéine beta-caténine dans la prolifération du lignage mélanocytaire. Sciences pharmaceutiques. 2009. �hal-01739073�

(2)

AVERTISSEMENT

Ce document est le fruit d'un long travail approuvé par le jury de

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(3)

UNIVERSITÉ NANCY I – HENRI POINCARÉ

FACULTÉ DES SCIENCES PHARMACEUTIQUES ET

BIOLOGIQUES

THÈSE

pour l’obtention du grade de

DOCTEUR EN PHARMACIE

Présentée et soutenue publiquement par

THIBAUT EGUETHER

le 30 juin 2009

Titre:

Rôle de la protéine beta-caténine dans la

prolifération du lignage mélanocytaire.

Directeur de thèse : Pr. Jean-Louis MERLIN

JURY

Pr. Jean-Louis Merlin, faculté de pharmacie, Nancy université Président Pr. Jean-Yves Jouzeau, faculté de pharmacie, Nancy université Examinateur Pr. Philippe Becuwe, faculté des sciences, Nancy université Examinateur

(4)

(5)

Personnel de l’université

UNIVERSITE Henri Poincaré - Nancy 1

FACULTE DE PHARMACIE

DOYEN

Chantal FINANCE

Vice-Doyen

Francine PAULUS

Président du Conseil de la Pédagogie

Pierre LABRUDE

Responsable de la Commission de la Recherche

Jean-Claude BLOCK

Directeur des Etudes

Gérald CATAU

Responsable de la Commission des Relations Internationales

Janine SCHWARTZBROD

Responsable de la Communication

Francine KEDZIEREWICZ

Responsable de la Commission Hygiène Sécurité

Laurent DIEZ

Responsable de la filière Officine : Gérald CATAU

Responsables de la filière Industrie : Isabelle LARTAUD

Jean-Bernard REGNOUF de VAINS

Responsable du CEPH : Jean-Michel SIMON

(Collège d’Enseignement Pharmaceutique Hospitalier)

Doyen Honoraire : Claude VIGNERON Professeur Emérite : Gérard SIEST

Professeurs Honoraires Maîtres de Conférences Honoraires

Thérèse GIRARD Marie-Claude FUZELLIER

Michel JACQUE Françoise HINZELIN

Lucien LALLOZ Marie-Andrée IMBS

Pierre LECTARD Marie-Hélène LIVERTOUX Vincent LOPPINET Jean-Louis MONAL

Marcel MIRJOLET Marie-France POCHON

François MORTIER Anne ROVEL

Maurice PIERFITTE Maria WELLMAN-ROUSSEAU Louis SCHWARTZBROD

Assistante Honoraire

(6)

ENSEIGNANTS

PROFESSEURS

Gilles AULAGNER ……… Pharmacie clinique Alain BAGREL ……….. Biochimie

Jean-Claude BLOCK ………. . Santé publique

Christine CAPDEVILLE-ATKINSON ………. Pharmacologie cardiovasculaire Chantal FINANCE ……… Virologie, Immunologie

Pascale FRIANT-MICHEL ……….. Mathématiques, Physique, Audioprothèse

Marie-Madeleine GALTEAU……… Biochimie clinique

Christophe GANTZER ………. Microbiologie environnementale Max HENRY ………. Botanique, Mycologie

Jean-Yves JOUZEAU ………. Bioanalyse du médicament Pierre LABRUDE ………. Physiologie, Orthopédie,

Maintien à domicile Dominique LAURAIN-MATTAR……….. Pharmacognosie Isabelle LARTAUD……… Pharmacologie

Pierre LEROY……… Chimie physique générale Philippe MAINCENT………. Pharmacie galénique Alain MARSURA………... Chimie thérapeutique

Patrick MENU………... Physiologie et physiopathologie humaine

Jean-Louis MERLIN………... Biologie cellulaire oncologique Alain NICOLAS………... Chimie analytique

Jean-Bernard REGNOUF de VAINS……….. Chimie thérapeutique

Bertrand RIHN……… Biochimie, Biologie moléculaire Janine SCHWARTZBROD ………... Bactériologie, Parasitologie Jean-Michel SIMON………... Economie de la santé,

Législation pharmaceutique Claude VIGNERON………... Hématologie, Physiologie

MAITRES DE CONFERENCES

Monique ALBERT……….. Bactériologie, Virologie Sandrine BANAS……… Parasitologie

Mariette BEAUD……… Biologie cellulaire

Emmanuelle BENOIT……… Communication et Santé Michel BOISBRUN……… Chimie thérapeutique Catherine BOITEUX………... Biophysique, Audioprothèse François BONNEAUX………... Chimie thérapeutique Cédric BOURA………... Physiologie

Gérald CATAU………... Pharmacologie

Jean-Claude CHEVIN………. Chimie générale et minérale Igor CLAROT………. Chimie analytique

Jocelyne COLLOMB……….. Parasitologie, Organisation animale

Joël COULON……… Biochimie Sébastien DADE……… Bio-informatique Dominique DECOLIN……… Chimie analytique Béatrice DEMORE………. Pharmacie clinique

(7)

Joël DUCOURNEAU………. Biophysique, Audioprothèse, Acoustique

Florence DUMARCAY……….. Chimie thérapeutique François DUPUIS……….. Pharmacologie Raphaël DUVAL……… Microbiologie clinique Béatrice FAIVRE……….. Hématologie

Adel FAIZ……… Biophysique-accoustique Luc FERRARI……… Toxicologie

Stéphane GIBAUD………. Pharmacie clinique Françoise HINZELIN………. Mycologie, Botanique Thierry HUMBERT……… Chimie organique Frédéric JORAND……….. Santé et Environnement Francine KEDZIEREWICZ……… Pharmacie galénique

Alexandrine LAMBERT………. Informatique, Biostatistiques Brigitte LEININGER-MULLER………. Biochimie

Faten MEHRI-SOUSSI………... Hématologie biologique

Christophe MERLIN………... Microbiologie environnementale et moléculaire

Blandine MOREAU……… Pharmacognosie Maxime MOURER………. Pharmacochimie supramoléculaire Dominique NOTTER……….. Biologie cellulaire Francine PAULUS……….. Informatique Christine PERDICAKIS………. Chimie organique Caroline PERRIN-SARRADO……….. Pharmacologie Virginie PICHON……….... Biophysique

Anne SAPIN……….... Pharmacie galénique Marie-Paule SAUDER……… Mycologie, Botanique Nathalie THILLY………. Santé publique Gabriel TROCKLE………. Pharmacologie

Noëlle VAULTIER……….. Biodiversité végétale et fongique Mohamed ZAIOU………... Biochimie et Biologie moléculaire Colette ZINUTTI………. Pharmacie galénique

PROFESSEUR ASSOCIE

Anne MAHEUT-BOSSER………. Sémiologie

PROFESSEUR AGREGE

Christophe COCHAUD……….. Anglais

ASSISTANT

Annie PAVIS……….. Bactériologie

SERVICE COMMUN DE DOCUMENTATION DE L’UNIVERSITE (SCD)

Anne-Pascale PARRET……… Directeur

Jeannine GOLEC……….. Responsable de la section Pharmacie - Odontologie

(8)

Serment des apothicaires

S

ERMENT DES

A

POTHICAIRES

J

e jure, en présence des maîtres de la Faculté, des conseillers de l’ordre des pharmaciens et de mes condisciples :

Ð

’ honorer ceux qui m’ont instruit dans les préceptes de mon art et de leur témoigner ma reconnaissance en restant fidèle à leur enseignement.

Ð

’exercer, dans l’intérêt de la santé publique, ma profession avec conscience et de respecter non seulement la législation en vigueur, mais aussi les règles de l’honneur, de la probité et du désintéressement.

Ð

e ne jamais oublier ma responsabilité et mes devoirs envers le ²malade et sa dignité humaine ; en aucun cas, je ne consentirai à utiliser mes connaissances et mon état pour corrompre les mœurs et favoriser des actes criminels.

Q

ue les hommes m’accordent leur estime si je suis fidèle à mes promesses.

Q

ue je sois couvert d’opprobre et méprisé de mes confrères si j’y manque.

(9)

« LA FACULTE N’ENTEND DONNER AUCUNE APPROBATION, NI IMPROBATION AUX OPINIONS EMISES DANS LES THESES, CES OPINIONS DOIVENT ETRE CONSIDEREES COMME PROPRES A LEUR AUTEUR »

(10)

Remerciements

Remerciements

Aux membres du jury :

Je remercie Monsieur le professeur Jean-Louis Merlin de m’avoir fait l’honneur de diriger ce travail de thèse. Vous m’avez fait découvrir au long de mon cursus universitaire combien la recherche dans le domaine de l’oncologie peut-être passionnante. Soyez assuré de ma sincère gratitude.

Je remercie Monsieur le professeur Jean-Yves Jouzeau d’avoir accepté de juger ce travail. Vous avez toujours pris le temps de discuter, souvent entre deux portes, des questions que je me posais sur la recherche et le monde universitaire. Ces échanges m’ont toujours beaucoup apporté. Soyez assuré de mon profond respect.

Je remercie Monsieur le professeur Philippe Becuwe d’avoir accepté de juger ce travail de thèse.

A mon laboratoire de Master 2:

Je remercie Monsieur le docteur Lionel Larue pour m’avoir accueilli au sein du laboratoire de génétique du développement des mélanocytes à l’Institut Curie.

Je remercie Madame le docteur Véronique Delmas pour la direction scientifique de ce travail au jour le jour.

Je remercie Madame le docteur Anne-Marie Tassin pour son soutien et sa bonne humeur durant cette année de Master. Vous m’avez fait confiance et avez accepté de diriger ma thèse de Sciences dans votre nouveau laboratoire à l’Institut Curie. Je suis heureux de continuer mon parcours scientifique avec vous et de bénéficier de votre rigueur et de votre expérience de la biologie cellulaire et du centrosome. Soyez assurée de ma profonde admiration.

(11)

Remerciements

Puig, Delphine Champeval, Irina Berlin et Sophie Colombo. Votre aide scientifique et technique m’a été précieuse durant ce travail.

A ma famille:

A ma mère, pharmacien, qui m’a ouvert la voie dans ces études passionnantes.

A mon père, maître de conférences, qui m’a ouvert la voie dans ce qui sera, je l’espère, mon futur métier.

Les mots manquent toujours pour exprimer sa reconnaissance aux personnes qui comptent le plus. Merci à vous pour votre soutien durant ces longues années d’études (je sais, ce n’est pas fini…). Merci pour votre amour sans faille. Vous êtes mon modèle et je suis fier d’être votre fils. Je n’oublierai jamais que c’est grâce à vous que j’en suis là aujourd’hui.

A mon frère. Les désaccords de notre enfance ont laissé place à une certaine harmonie, inévitable pour deux musiciens… Je suis heureux de la complicité qui nous unit aujourd’hui.

A mes grands parents et à ma grande tante, merci pour l’amour et l’attention que vous m’avez toujours témoigné. Vous m’avez laissé des souvenirs d’enfance heureux, c’est un des plus beaux cadeaux que l’on emporte dans sa vie d’adulte.

Aux autres personnes de cette grande famille, cousins, cousines, oncles, tantes trop nombreux pour être tous cités, je n’oublie cependant personne : vous m’avez tous apporté beaucoup, merci d’être toujours là, unis.

A mes amis:

A mes camarades de la faculté, Bastien, Arnaud, Sébastien, Hélène, Nadine, Aude, Amandine, Carole, Alice, vous qui êtes maintenant mes confrères. Pour tous ces moments passés ensemble au soleil, au ski, ou simplement sur les bancs des amphithéâtres Parisot, ou Béné, je vous remercie. Nous avons tous pris des chemins bien différents et nous illustrons à merveille la diversité de notre formation !!

(12)

Remerciements

A mes amis de Belmont et aux petits débrouillards, Camille, Fabien, Charlotte, Pierre, Clothilde, Manu, Adèle, Ameline. Toutes ces colos, animations et formations à vos cotés restent inoubliables. Je crois que les enfants que l’on nous confie sortent toujours heureux de nos sessions, et ça c’est magique.

A mes amis du lycée (et d’avant), Fred, Solenn, Nath, Lidwine, Delphine. On ne se voit pas tous les jours, c’est vrai, mais notre amitié dure depuis si longtemps… merci d’être toujours présents.

A Amélie. Nous nous sommes rencontrés au collège, nous voilà toujours aussi complice et plus proche que jamais. Qui pouvait penser alors que tu deviendrais un jour ma belle sœur ? Je vous souhaite à tous les deux beaucoup de bonheur, vous le méritez.

(13)

Sommaire

Sommaire

REMERCIEMENTS 6

SOMMAIRE 9

ABREVIATIONS 11

INDEX DES TABLES 13

INDEX DES FIGURES. 14

RESUME 15

INTRODUCTION BIBLIOGRAPHIQUE 16

I.LE LIGNAGE MELANOCYTAIRE 16

A.LE MELANOCYTE ET SON CONTEXTE 16

1. Structure de la peau 16

2. Localisation des mélanocytes 18

3. Fonction des mélanocytes 19

B.ORIGINE ET DEVENIR DU MELANOCYTE 20

1. Rappels de développement 20

2. Développement normal des mélanocytes 22

3. Détermination du lignage mélanocytaire 23

C.TRANSFORMATION DES MELANOCYTES : LE MELANOME 25

1. Définitions et épidemiologie 25

2. Développement 26

3. Diagnostic 28

4. Classification 29

a. Classification anatomoclinique. 29

b. Classification de l’American Joint Committee on Cancer 29

5. Facteurs de risque 30

a. Le rôle de l’environnement : l’exposition solaire 30

b. La prédisposition familiale 31 6. Traitements 31 a. Chirurgie 31 b. Autres traitements 31 7. Prévention 32 a. La prévention primaire. 32 b. La prévention secondaire 32

II.LA PROTEINE ββββ-CATENINE 33

A.STRUCTURE DE β-CATENINE 33

B.β-CATENINEUNE PROTEINE MULTIFONCTIONNELLE 34 C.REGULATION DE LA LOCALISATION SUBCELLULAIRE DE β-CATENINE PAR WNT : LA VOIE

WNT/β-CATENINE 35

D.GENES CIBLES DE Β-CATENINE DANS LE LIGNAGE MELANOCYTAIRE 36

(14)

Abréviations

2. β-caténine et apoptose 39

F.ROLE DE β-CATENINE DANS LE LIGNAGE MELANOCYTAIRE 39

1. Rôle de β-caténine dans le développement normal des mélanocytes 39

a. Rôle de β-caténine dans les cellules souches mélanocytaires 40

2. Rôle de β-caténine dans le développement pathologique des mélanocytes 40

III.PROBLEMATIQUE : POURQUOI ETUDIER LE ROLE DE ββββ-CATENINE DANS LA

PROLIFERATION DU LIGNAGE MELANOCYTAIRE. 42

MATERIELS ET METHODES 43

I.SOURIS TRANSGENIQUES 43

II.GENOTYPAGES DES DIFFERENTES LIGNEES DE SOURIS 44

III.TRAITEMENT DES EMBRYONS 44

IV.COLORATION X-GAL DES EMBRYONS 45 V.IMMUNOFLUORESCENCES SUR COUPES D’EMBRYONS 45 VI.TRAITEMENT STATISTIQUE DES DONNEES 46

RESULTATS 47

I.ETUDE DE LA REPARTITION DES MELANOBLASTES DANS LE DERME ET L’EPIDERME AU

COURS DU DEVELOPPEMENT. 47

A.PRINCIPE 47

B.RESULTATS 48

II.ETUDE DE LA MORT CELLULAIRE PAR APOPTOSE. 49

A.PRINCIPE 49

B.RESULTATS 50

III.ETUDE DE LA PROLIFERATION. 51

A.PRINCIPE 51

B.RESULTATS 52

DISCUSSION 55

CONCLUSION 58

(15)

Abréviations

Abréviations

ADN Acide Desoxyribonucléique APC Adenomatous Polyposis Coli ARN Acide Ribonucléique

BrdU Bromodeoxy-Uridine CCN Cellules de la Crête Neurale

CRD-BP Coding Region Determinant-Binding Protein CK-1 Casein Kinase-1

DAPI Dichlorhydrate de 4',6-diamidino-2-phenylindole DCT Dopachrome Tautomérase

DKK Dickkopf

dNTP 2’-Desoxynucléotide-5’-Triphosphate

g Gramme

GSK-3 Glycogen Synthase Kinase-3

h Heure

ICAT β-catenin interacting protein

L Litre

LDL Low Density Lipoprotein LEF Lymphoïd Enhancer Factor LRP LDL-receptor Related Protein M Molaire (mol/L)

MITF Microphtalmia –associated Transcription Factor

ND Non Déterminé

NLS Nuclear Localization Signal N.S. Non Significatif

PBS Phosphate Buffered Saline PCP Planar Cell Polarity

PCR Polymerase Chain Reaction PFA Paraformaldhéyde

POU Pit-1, Oct-1, Unc-86

(16)

Abréviations

TBP Tata Binding Protein

TEM Transition Epithélium Mésenchyme TLE Transducin Like Enhancer of split TCF T Cell Factor

Tris Tri-(hydroxyméthyl)-aminométhane WT Wild Type (sauvage)

(17)

Index des tables et figures

Index des tables

Tableau 1 : décomptes des mélanoblastes et pourcentage de

mélanoblastes apoptotiques dans l’épiderme en fonction des stades de

développement... 50

Tableau 2 : décomptes des mélanoblastes et pourcentage de

mélanoblastes apoptotiques dans le derme en fonction des stades de

développement... 50

Tableau 3 : décomptes des mélanoblastes et pourcentage de

mélanoblastes prolifératifs dans l’épiderme en fonction des stades de

développement... 52

Tableau 4 : décomptes des mélanoblastes et pourcentage de

mélanoblastes prolifératifs dans le derme en fonction des stades de

développement... 53

(18)

Index des tables et figures

Index des figures.

Figure 1. Représentation schématique de la structure de la peau en trois

dimensions... 17

Figure 2. Représentation schématique de la structure de l'épiderme. ... 19

Figure 3. Voies de synthèse de la mélanine. ... 20

Figure 4. Formation du tube neural ... 22

Figure 5. Développement des mélanocytes... 24

Figure 6. Homéostasie des cellules souches mélanocytaires. ... 25

Figure 7. Schéma général de transformation des mélanocytes en

mélanome. ... 27

Figure 8. Règle de l'ABCDaire. ... 28

Figure 9. Classification pTNM conjointe de l’American Joint Committee

on Cancer et de l’Union Internationale Contre le Cancer, 6

ème

édition. . 30

Figure 10. Structure de β-caténine et domaines d'interactions

protéine/protéine. ... 34

Figure 11. Multilocalisation et multifonctionnalité de β-caténine. ... 35

Figure 12. La voie Wnt/β-caténine. ... 38

Figure 13. Evolution au cours du développement du nombre de

mélanoblastes dans les compartiments dermique et épidermique... 47

Figure 14. Mise en évidence des mélanoblastes en apoptose. ... 49

Figure 15. Mise en évidence des mélanoblastes prolifératifs... 52

Figure 16. Evolution au cours du développement de la prolifération des

mélanoblastes... 53

(19)

Résumé

Résumé

La protéine β-caténine est une protéine multi fonctionnelle qui joue un rôle important dans la prolifération, la survie et la différentiation de plusieurs types de cellules ainsi que dans la détermination du lignage mélanocytaire. Pour étudier son rôle dans l’évolution de ce lignage au cours du développement, deux mutants murins perte et gain de fonction de β-caténine ont été développés. Ils présentent tous les deux un phénotype de robe (le mutant perte de fonction est blanc et le mutant gain de fonction est gris) du à une diminution du nombre de mélanoblastes par rapport aux souris sauvages.

Cette étude s’est attachée à étudier la répartition des mélanoblastes dans les compartiments dermique et épidermique au cours du développement ainsi que les mécanismes cellulaires en jeu dans l’apparition des phénotypes des souris mutantes. Les résultats montrent que la diminution du nombre de mélanoblastes se fait majoritairement dans l’épiderme et que ce phénomène implique une diminution de la prolifération chez les deux mutants par rapport aux souris sauvages. β-caténine est une protéine qui possède plusieurs fonctions et de nombreux partenaires. Cette étude montre une autre de ses facettes en mettant en lumière son rôle fondamental dans la prolifération des mélanocytes.

(20)

Introduction – Le lignage mélanocytaire

Introduction bibliographique

Ce travail à pour problématique l’étude de la fonction d’une protéine, β -caténine, au cours du développement du lignage mélanocytaire. Plus précisément, nous nous sommes attachés à essayer de comprendre le rôle qu’elle peut jouer dans la prolifération de ce lignage.

Dans cette introduction, nous allons donc tout d’abord explorer le lignage mélanocytaire, son contexte, son développement normal et son développement pathologique : le mélanome cutané. Dans une seconde partie, nous étudierons la protéine β-caténine, sa structure, son implication dans la prolifération cellulaire et dans le développement du lignage mélanocytaire.

I. Le lignage mélanocytaire

A. Le mélanocyte et son contexte

Chez les mammifères, les mélanocytes sont localisés dans différents organes : on les trouve dans la peau, l’œil, et l’oreille interne.

Dans la suite de ce travail nous nous intéresserons uniquement aux mélanocytes de la peau.

1. Structure de la peau

La peau n’est pas un simple tissu protecteur, c’est un organe complexe qui tire son origine des différents feuillets embryologiques. Par exemple, certaines parties de la peau se développent à partir des mêmes tissus que le cerveau et restent connecté au système nerveux central par l’intermédiaire des nerfs. La peau constitue donc un avant-poste de notre système nerveux : c’est l’interface entre notre organisme et l’environnement. Elle permet de ressentir les changements de température et la douleur mais aussi de développer le sens du toucher

D’une surface de 18000 cm2 en moyenne chez l’homme adulte, elle est composée d’environ 2000 milliard de cellules et se structure en trois couches superposées. De la surface du corps vers la profondeur, on trouve successivement : L’épiderme qui est un épithélium de revêtement, le derme qui est un tissu conjonctif et l’hypoderme qui est un tissu adipeux (Fig. 1).

(21)

Figure 1. Représentation schématique de la structure de la peau en trois dimensions.

Les trois couches de la peau sont représentées : l'hypoderme, le derme et l'épiderme. Dans l'hypoderme se trouvent des vaisseaux sanguins et lymphatiques, les glandes sudoripares et du tissu adipeux. Le derme est la couche la plus épaisse et contient des vaisseaux sanguins et lymphatiques, des nerfs, le follicule pileux et les glandes sébacées. L'épiderme est la couche la plus superficielle. Il est pluri-stratifié et contient des terminaisons nerveuses.

L’épiderme est la couche la plus superficielle de la peau. C’est un épithélium

pavimenteux pluristratifié et kératinisé. Il est composé de quatre types de cellules : les kératinocytes, les cellules de Langerhans, les cellules de Merkel et les mélanocytes (Fig.2).

Les kératinocytes sont les cellules majoritaires en nombre dans l’épiderme. Ces

cellules progressent de l’intérieur de l’épiderme vers la surface et ce faisant subissent une évolution morphologique : les cellules s’aplatissent et s’épaississent pour finalement se transformer en cornéocytes et desquamer à la surface de la peau. A un instant donné, l’ensemble de ces cellules dans leurs différents états morphologiques constituent 4 couches : la couche germinative (ou couche basale) qui est la couche où se renouvellent les keratinocytes, la couche à épines (ou spineuse), la couche granuleuse et la couche cornée (compacte puis desquamante)

(22)

Les cellules de Langerhans sont des cellules dendritiques dérivées des Cellules

Souches Hématopoïétiques. Elles sont présentes dans tous les épithéliums pavimenteux stratifiés chez les mammifères et elles sont dispersées entre les kératinocytes de la couche à épines de l’épiderme. Leur rôle est d’initier et de propager les réponses immunes dirigées contre les antigènes appliqués sur la peau : Après avoir capté l’antigène, les cellules de Langerhans activées quittent l’épiderme et gagnent les ganglions lymphatiques satellites où elles présentent les déterminants antigéniques aux lymphocytes T.

Les cellules de Merkel sont situées dans la couche germinative entre les kératinocytes

basaux, au contact d’une terminaison nerveuse libre. Ce sont des mécanorécepteurs qui auraient également des fonctions inductives et trophiques sur les terminaisons nerveuses de l’épiderme.

Les mélanocytes ses situent dans la couche basale à la jonction avec le derme. Leur

localisation et leur fonction seront étudiées plus loin.

Le derme est un tissu conjonctif lâche en périphérie et plus dense en profondeur. Il

contient de nombreux vaisseaux sanguins et lymphatiques, des nerfs et des terminaisons nerveuses sensitives libres et corpusculaires, ainsi que les glandes sébacées. Le derme assure à la fois la résistance et l’élasticité de la peau.

L’hypoderme constitue la couche la plus profonde de la peau. C’est un tissu

conjonctif lâche richement vascularisé contenant des proportions variables de tissu adipeux. Il contient les glandes sudoripares et permet la régulation de la température du corps. De plus, il amortit les chocs et protège les organes profonds des blessures.

2. Localisation des mélanocytes

Chez la souris, la plupart des mélanocytes sont situés dans les follicules pileux. Ils peuvent aussi se trouver dans les régions à faible pilosité comme la pinae. Chez l’homme, ils sont localisés dans l’épiderme ils établissent des contacts avec les kératinocytes adjacents. Les mélanocytes transfèrent la mélanine aux kératinocytes par l’intermédiaires de vésicules appelées mélanosomes (Fig.2). Chaque mélanocyte assure ce transfert vers 30 à 40 kératinocytes : c’est l’unité épidermique de mélanisation. Le ratio mélanocyte/kératinocyte est constant, suggérant que la prolifération de ces cellules est finement régulée.

(23)

Figure 2. Représentation schématique de la structure de l'épiderme.

Les quatre couches de l'épiderme sont représentées: la couche basale, la couche épineuse, la couche granuleuse et la couche cornée. Le mélanocyte est situé à la jonction entre le derme et l'épiderme. Ses dendrites s'insinuent entre les kératinocytes adjacents pour transférer les mélanosomes, vésicules contenant la mélanine.

3. Fonction des mélanocytes

Les mélanocytes sont des cellules dendritiques qui ont comme fonction la mélanogenèse, c’est-à-dire, la synthèse de la mélanine. La mélanine est le pigment naturel de la peau. Elle est responsable en grande majorité de sa couleur et de celle des phanères et elle est également connue pour jouer un rôle primordial dans la protection de la peau contre les rayons ultra-violets. Le terme générique de mélanine correspond en fait à deux pigments différents : on distingue la phéomélanine, qui est de couleur jaune orangée, de l’eumélanine qui est de couleur marron-noire. Seule l’eumélanine protège réellement les cellules contre les rayonnements ultra-violets.

La synthèse de ces deux pigments se fait à partir de la tyrosine qui est oxydée en Dopa puis en Dopaquinone grâce à la tyrosinase (Fig. 3). L’ajout d’une cystéine sur la position 2 ou 5 du phénol de la Dopa conduit à la formaton d’intermédiaires benzothiazines puis à la phéomélanine. La transformation de la dopaquinone en

(24)

dopachrome puis l’action de la dopachrome tautomérase (Dct ou trp2) et de trp1 conduisent à la formation de l’eumélanine.

Figure 3. Voies de synthèse de la mélanine.

Les voies de synthèse de l'eumélanine et de la phéomélanine sont représentées. Les enzymes nécessaires à la synthèse de la mélanine sont la Tyrosinase, Dct et Trp1. La Tyrosinase est impliquée dans les deux premières étapes de la voie de synthèse. Dct et Trp1 sont impliquées dans les dernières étapes de synthèse de l'eumélanine.

B. Origine et devenir du mélanocyte

1. Rappels de développement

Après la fécondation (cyto et caryogamie), le zygote subit deux types de modifications : une migration le long des trompes de Fallope qui s’accompagne de sa segmentation. La segmentation est, en fait, une suite de divisions cellulaires donnant naissance à des cellules de plus en plus petites. Très tôt les divisions deviennent asynchrones et les cellules produites sont déterminées vers un devenir particulier. Ensuite, le zygote devient le blastocyste limité par une couche cellulaire périphérique continue nommée trophoblaste. Au pôle embryonnaire, les cellules forment une masse en contact avec le trophoblaste : c’est le bouton embryonnaire. A l’autre pôle

(25)

Plus tard, le bouton embryonnaire se transforme en une ébauche de disque embryonnaire qui sera à l’origine de l’embryon. Il est constitué de l’épiblaste (ectoderme primaire) et de l’hypoblaste (endoderme primaire). Après la gastrulation et la mise en place de la chorde, l’embryon se présente sous la forme d’un disque embryonnaire à trois feuillets : un feuillet dorsal épiblastique devenu l’ectoderme, un feuillet moyen le chordo-mesoblaste (avec la chorde dans l’axe cranio-caudal et le mésoblaste latéralement) et un feuillet ventral, l’endoderme.

Ensuite il y a différentiation de la plaque et de la gouttière neurale : en avant du nœud de Hensen l’ectoderme recouvrant l’axe antéropostérieur s’épaissit. Comme l’épaississement est plus important au niveau de la partie crâniale, il prend la forme d’une raquette de tennis. C’est la plaque neurale (ou neuroectoderme) qui va ensuite s’étendre au niveau caudal. Le reste du feuillet dorsal donne l’ectoderme non neural. Dans la suite du développement, les bords de la plaque neurale se relèvent pour former la gouttière neurale qui fait saillie dans la cavité amniotique (Fig. 4). Les zones de part et d’autre de cette gouttière faisant le lien avec l’ectoderme non neural forment les crêtes neurales.

Finalement, les bords de la gouttière neurale se rejoignent et fusionnent pour former le tube neural. Lors de cette fusion, les crêtes neurales se retrouvent isolées dans le mésenchyme intra-embryonnaire sous-jacent de part et d’autre du tube neural (Fig.4).

(26)

Figure 4. Formation du tube neural (Gammill and Bronner-Fraser, 2003)

Sont représentées 4 étapes successives de la formation du tube neural. Les bords de la plaque neurale (mauve) se replient pour former la gouttière neurale. Les bords de la gouttière neurale (vert) se rejoignent et fusionnent pour former le tube neural. Les crêtes neurales (vert) se retrouvent alors isolées dans le mésenchyme.

2. Développement normal des mélanocytes

Les mélanocytes dérivent des cellules des crêtes neurales (CCN) (Fig 5), cellules progénitrices pluripotentes. Dans la région troncale, les cellules précurseur de ces cellules sont localisées à la bordure de la plaque neurale et de l’ectoderme non neural. Une transformation morphogénétique permet à ces progéniteurs épithéliaux de devenir mésenchymaux : c’est la transition épithélium-mésenchyme (Cox et al, 1998). Grâce à cela, les CCN acquièrent la motilité et s’engagent dans la migration.

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mélanocytes empruntent la voie dorso-latérale (Le Douarin and Kalcheim, 1999) (Fig.5). Les CCN entrent alors dans une région appellée MSA (Migrating Staging Area) située entre la partie dorsale du somite, la partie latérale du tube neural et la partie ventrale de l’ectoderme (Weston, 1991).

Au niveau de la tête et au niveau du tronc, différents chemins de migrations sont empruntés par les CCN. Les voies de migrations sont liées au devenir de ces cellules. Dans les deux cas, les cellules précurseur des mélanocytes empruntent la voie dorso-latérale (Le Douarin and Kalcheim, 1999).

Les mécanismes qui sous tendent la survie et la prolifération des mélanoblastes durant le développement sont complexes et mettent en jeu diverses protéines comme Pax3 (Paired box 3) (Hornyak et al., 2001; Minchin and Hughes, 2008), Sox 10 (SRY-box containing gene 10) (Wegner, 2005), Mitf (Microphtalmia associated transcription factor) (Opdecamp et al., 1997), Kit (c-kit tyrosine kinase receptor) (Ito et al., 1999), l’Endothéline-3 et son récepteur EDNRB (Endothelin Receptor B) (Shin et al., 1999) ou encore la métalloprotéase Adamts20 (Silver et al., 2008)

3. Détermination du lignage mélanocytaire

La détermination du lignage mélanocytaire est réalisée très tôt au cours du développement embryonnaire chez la souris (jour embryonnaire 9 (E9)), avant même le début de la migration des mélanoblastes (Wilson et al., 2004). Un nombre restreint de mélanoblastes est déterminé. Ce sont les mélanoblastes fondateurs. Un mélanoblaste est une cellule non pigmentée, promise à devenir un mélanocyte si aucun événement extérieur ne l'en empêche. Les mélanoblastes précurseurs prolifèrent puis migrent. Les mélanoblastes migrent entre l'ectoderme de surface et les somites (E10,5-E11), suivant un gradient temporel rostro-caudal. À E11,5, les mélanoblastes entrent dans le derme. Ils passent ensuite la membrane basale et pénètrent dans l’épiderme à partir du jour embryonnaire 12,5 (E12,5) chez la souris (Mayer, 1973; Yoshida et al., 1996). Tout au long du développement, il existe une prolifération importante des cellules du lignage puisque, à partir d’un nombre réduit de cellules fondatrices, se développent plusieurs milliers de mélanoblastes.

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Figure 5. Développement des mélanocytes.

Cette figure représente une coupe schématique transversale d'un embryon de vertébré, au niveau troncal et à différentes périodes du développement embryonnaire. Les différentes étapes du développement des mélanocytes sont représentées du haut à gauche vers le bas à droite. Les cellules bleues sont les cellules dérivées de la crête neurale, migrant sur la voie dorso-ventrale, entre le tube neural (TN) et le somite. Les cellules blanches sont les mélanoblastes. Au cours du développement normal, les mécanismes cellulaires se succèdent: transition épithélium-mésenchyme (Cox et al.), détermination, prolifération, migration, apoptose et différenciation. Les mélanocytes (M) interagissent avec les kératinocytes (K) et leur transfèrent la mélanine.

À partir de E15,5 les mélanoblastes migrent vers la matrice des follicules pileux naissants. Ces mélanoblastes folliculaires se concentrent dans la niche du follicule pileux, le "bulge". Ces cellules prolifèrent pour assurer le maintien de l'homéostasie des cellules souches mélanocytaires (Fig. 6). D'autres se différencient en mélanocytes matures. Un mélanocyte mature est défini comme une cellule produisant de la mélanine. A la naissance, le mélanocyte est fonctionnel.

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Figure 6. Homéostasie des cellules souches mélanocytaires.

(A) Les cellules souches mélanocytaires sont situées dans le "bulge" des follicules pileux dans la peau adulte. Elles peuvent soit proliférer pour se renouveler (flèche violette), soit quitter le "bulge" vers le bulbe du follicule pileux (flèche rouge) et se différencier en mélanocytes. (B) Les cellules souches mélanocytaires du "bulge" se divisent afin de produire des cellules filles qui se renouvellent (cellule violette) et des cellules qui se différencient (cellule rose puis rouge).

C. Transformation des mélanocytes : le mélanome

1. Définitions et épidemiologie

Les mélanomes sont des tumeurs malignes développées aux dépends des mélanocytes. Le terme naevus, lui, désigne toute hyperplasie des mélanocytes circonscrite et bénigne dans la peau.

Les tumeurs mélanocytaires sont à distinguer des mélanoses circonscrites (pigmentations dues à l’hyperfonctionnement des mélanocytes) et des tumeurs épithéliales non mélanocytaires pigmentées bénignes (kératoses séborrhéiques) ou malignes (carcinomes basocellulaires).

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A l’heure actuelle, 2 à 3 millions de cancers de la peau sont détectés chaque année dans le monde parmi lesquels 132000 mélanomes malins. De plus, bien que l’évolution dans le temps de l’incidence de ces cancers soit difficile à évaluer, on sait qu’aux Etats-Unis et en Australie, elle à plus que doublée entre les années 1960 et 1980. Ces cancers sont donc une préoccupation majeure de santé publique.

Le mélanome malin cutané ne représente que 5 à 10% des cancers de la peau, mais il est le plus agressif puisqu’il représente la première cause de mortalité par cancer dans les pays industrialisés. Son incidence double tous les 10 ans depuis 50 ans dans la population caucasienne. En France, on estime cette incidence à 5 à 10 nouveaux cas pour 100000 habitants et par an.

C’est une tumeur qui touche tous les âges en dehors de l’enfant chez qui le mélanome est exceptionnel.

La mortalité (1,2 à 1,5 pour 100000 habitants par an en France) tend à augmenter moins vite que l’incidence ce qui peut-être attribué au diagnostique plus précoce (Saiag et al., 2002).

2. Développement

Les mélanocytes sont normalement dispersés dans l’épiderme où ils établissent des interactions hétérotypiques avec les kératinocytes adjacents. La prolifération d’un groupe de mélanocytes peut former un naevus. Les mélanocytes sont alors regroupés les uns avec les autres, établissent des interactions homotypiques et perdent tout contact avec les kératinocytes. Les naevi communs sont bénins et peuvent rester stables durant des années. En absence de méthode satisfaisante pour apprécier la fréquence des mélanomes venant des naevi, on admet que la plupart des mélanomes naissent de novo hors de tout précurseur identifiable. Le risque de transformation maligne des petits naevi communs est d’ailleurs quasi nul (Saiag et al., 2002).

L’histogenèse des mélanomes suit la théorie biphasique : le modèle de Clark (Clark et al., 1984) qui postule que les mélanomes évoluent dans une première phase horizontalement en nappe (RGP = Radial Growth Phase ou phase d’expansion horizontale). Les cellules se multiplient au dessus de la lame basale sans la franchir (phase intraépidermique). Puis il y a un envahissement des couches supérieures de l’épiderme dans une phase microinvasive. Enfin, les cellules pénètrent profondément

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le derme dans une phase verticale (VGP = Vertical Growth Phase ou phase d’expansion verticale).

Le passage de la phase RGP à la phase VGP est critique car le mélanome acquiert alors des propriétés nouvelles : les cellules sont invasives, la lame basale est fragmentée et ne fait plus barrière à la progression tumorale. La phase ultime de transformation du mélanome est alors l’acquisition du pouvoir d’essaimage à distance ou pouvoir métastatique par les cellules malignes. Les cellules peuvent alors pénétrer les circulations sanguine et lymphatique et coloniser de nouveaux tissus et organes.

Figure 7. Schéma général de transformation des mélanocytes en mélanome.

Au cours des différentes étapes de lésions mélanocytaires, les mélanocytes acquièrent de nouvelles caractéristiques. Dans la peau normale, les dendrites des mélanocytes (en noir et blanc) s'insinuent entre les kératinocytes (rose). Le nævus apparaît lorsque les mélanocytes commencent à proliférer et à s'agréger. Le nævus est dit dysplasique quand les mélanocytes prolifèrent de façon incontrôlée. La phase d'expansion horizontale (RGP) est considérée comme le premier stade de tumorigénicité. La phase d'expansion verticale (VGP) est considérée comme le premier stade vers le phénotype invasif. Cette phase mène directement au mélanome métastatique, dans lequel les cellules subissent une intravasation pour s'infiltrer dans les systèmes vasculaire et lymphatique, puis une extravasation pour envahir d'autres tissus et former des métastases.

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3. Diagnostic

Le diagnostic du mélanome est anatomo-clinique. L’interprétation anatomopathologique est souveraine dans l’affirmation du diagnostic, la prise de décision thérapeutique et l’évaluation du pronostic.

Le diagnostic clinique repose sur l’analyse morphologique d’une lésion cutanée habituellement pigmentée et sur l’histoire de cette lésion rapportée par le malade selon les règles de l’ABCDaire.

Un mélanome se présente habituellement sous la forme d’une lésion asymétrique (A) à bords (B) irréguliers. Les bords sont souvent encochés ou polycycliques. La couleur (C) est inhomogène avec des nuances variables dans les teintes du brun au noir, mais aussi des zones décolorées blanches ou inflammatoires rouges, ou cicatricielles bleutées.

L’évolutivité se traduit par un diamètre (D) de la lésion supérieur à 6 mm ou l’augmentation de ce diamètre et par la notion d’évolution/extension (E) permanente de la lésion changeant non seulement de taille, mais aussi de forme, de couleur et de relief. Le critère E peut être documenté par des photographies comparatives.

Figure 8. Règle de l'ABCDaire.

La colonne de gauche représente des nævi, celle de droite des mélanomes. La lettre E, pour Évolution, s'ajoute à cet ABCDaire.

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Toute lésion suspecte de mélanome doit être excisée en vu d’un examen histopathologique. L’examen histologique permet d’affirmer la nature mélanocytaire de la tumeur et sa malignité. Il permet également d’évaluer son degré d’invasion en profondeur et de mesurer son épaisseur (indice de Breslow = distance entre les cellules malignes mélanocytaires la plus superficielle et la plus profonde) qui est le principal facteur pronostic (Saiag et al., 2002)

4. Classification

Les objectifs d’une classification en cancérologie sont multiples : aide à la détermination du pronostic, aide au choix et à l’évaluation de la stratégie thérapeutique, échange d’informations entre les différents centres notamment.

a. Classification anatomoclinique.

Cette classification tente de résumer les nombreux profils évolutifs du mélanome en plusieur grandes catégories :

- Mélanome superficiel extensif (60 à 70% des cas) d’évolution initialement horizontale puis rapidement verticale

- Mélanome nodulaire (10 à 20% des cas) d’évolution très rapidement verticale - Mélanome lentigineux qui ont une évolution horizontale pendant des mois voire des années.

- Mélanome acral (2 à 10% des cas) des paumes, plantes et ongles

- Mélanome de Dubreuilh (5 à 10% des cas) des zones cutanées atrophiques dégradées par des expositions solaires régulières pendant des décennies (visage du sujet âgé)

- Mélanomes des muqueuses.

A invasion locale tumorale identique, toutes ces formes ont le même pronostic.

b. Classification de l’American Joint Committee on Cancer

C’est une classification pronostique basée sur des courbes de survie. Cette classification a été validée sur la plus vaste analyse multivariée réalisée : plus de 17000 patients inclus suivis pendant plus de 5 ans de façon prospective.

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Pour l’atteinte ganglionnaire (critère N, stade III), trois facteurs pronostiques indépendants ont été retenus : le nombre de ganglions métastatiques, le caractère microscopique (détecté par la technique du ganglion sentinelle) ou macroscopique (cliniquement palpable) de la métastase ganglionnaire et enfin la présence ou l’absence d’ulcérations de la tumeur primitive.

Pour les métastases à distance (critère M, stade IV), les métastases cutanées et sous cutanées à distance puis les métastases pulmonaires ont un meilleur pronostic que les autres métastases viscérales. Le taux de LDH est un facteur de mauvais pronostic (Longvert and Saiag, 2008).

D’après Negrier et al, Ann Venereol Dermatol 2005.

Figure 9. Classification pTNM conjointe de l’American Joint Committee on Cancer et de l’Union Internationale Contre le Cancer, 6ème édition.

pT = primary Tumor (tumeur primaire) ; N = lymph Nodes (ganglions lymphatiques) ; M = Metastasis (métastases)

5. Facteurs de risque

a. Le rôle de l’environnement : l’exposition solaire

Le soleil est le seul facteur d’environnement impliqué dans l’épidémiologie du mélanome. De nombreuses études épidémiologiques descriptives et cas-témoins attribuent le rôle majeur aux expositions intermittentes et à celles reçues dans l’enfance. Cependant, il y a des exceptions : les mélanomes du sujet âgé (mélanome de Dubreuilh) sont à l’évidence liés aux expositions cumulatives. De plus les mélanomes des plantes et des paumes ne sont pas directement liés aux expositions solaires (Saiag et al., 2002).

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b. La prédisposition familiale

Environ 10% des mélanomes surviennent dans un contexte de mélanome familial (défini comme au moins deux mélanomes sur trois générations).

Sont génétiquement transmises :

- La sensibilité au soleil qui s’exprime par le phototype

- La capacité à générer des naevi qui se traduit par le phénotype naevique c’est à dire le nombre, la taille et l’aspect des naevi.

6. Traitements

a. Chirurgie

Le seul traitement curatif pour un patient atteint d’un mélanome primaire est la chirurgie. Celle-ci doit comporter des marges d’exérèse suffisantes pour éviter la récidive. Le rationnel de cette attitude repose sur la propagation de micrométastases à partir de la tumeur primitive par l’intermédiaire des vaisseaux sanguins et lymphatiques. La marge de tissu sain a donc pour but théorique d’éviter cette propagation (Negrier et al., 2005).

b. Autres traitements

Il n’existe aucune indication de traitement adjuvant par radiothérapie au stade loco régional même après un curage et rupture capsulaire ganglionnaire. De même, aucune indication de chimiothérapie adjuvante ne doit être maintenue dans le cas d’un mélanome localisé : aucune étude clinique contrôlée n’a pu faire la preuve d’une quelconque efficacité des cytostatiques à ce stade même sur les tumeurs les plus épaisses. Les études contrôlées de la chimiothérapie sur membre isolé perfusé ont montré l’absence d’impact de cette méthode sur la survie globale et la survie sans récidive.

Aucun procédé de vaccination n’a démontré à ce jour d’effets en situation adjuvante dans le mélanome.

L’interféron alpha possède l’AMM en France dans le mélanome de « mauvais pronostic initial ». Cependant, l’efficacité de ce traitement en terme de survie globale est contesté et insuffisamment démontré pour ne faire considérer cette thérapeutique adjuvante autrement que comme une option (Negrier et al., 2005).

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7. Prévention

a. La prévention primaire.

Elle est basée sur les conseils de protection solaire ou plus exactement « de conduite pratique vis à vis du soleil ». Les enquêtes grand public montrent que les français connaissent les risques de cancers cutanés induits par le soleil mais sans que cela modifie leurs habitudes solaires. Des campagnes de sensibilisation ont lieu en France, mais semblent de peu de poids encore. Pour être efficaces, elles doivent être répétées.

b. La prévention secondaire

Elle est basée sur le dépistage précoce des mélanomes. On peut distinguer :

o L’auto surveillance réalisée par le patient lui-même, qui a l’avantage de pouvoir être réalisée fréquemment mais qui nécessite une formation par le médecin ou l’infirmière.

o Le dépistage précoce par le médecin lors de visites régulières. Ce type de dépistage est essentiellement envisageable pour des sujets à risque. Le personnel para médical, notamment les infirmières peuvent participer à ce dépistage.

o Les campagnes de dépistage qui permettent de sensibiliser la population au risque du mélanome, mais ont l’inconvénient de ne toucher le plus souvent que les personnes acceptant une démarche volontaire de dépistage. Elles doivent être répétées pour être efficace.

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Introduction –La protéine β-caténine

II. La protéine

ββββ

-caténine

A. Structure de ββββ-caténine

β-caténine est une protéine d’environ 88 kDa chez l’homme. La structure primaire de cette protéine consiste en : (i) une région N-terminale d’environ 130 acides aminés, région cruciale pour la régulation du niveau cytoplasmique de β-caténine, (ii) une région centrale de 550 acides aminés qui présente 12 répétitions du domaine ARM (Armadillo), assurant les interactions protéine-protéine et (iii) une région C-terminale de 100 acides aminés portant la fonction de transactivation (Fig.10).

La partie N-terminale de β-caténine contient quatre résidus sérine et thréonine (Ser33, Ser37, Thr41 et Ser45 chez l’homme) hautement conservés entre les différentes espèces (Peifer et al., 1994). La kinase CK1α (Casein Kinase 1α) phosphoryle le résidu Ser45 (Liu et al., 2002). La sérine/thréonine kinase GSK-3 phosphoryle les résidus Thr41, Ser37 et Ser33 de manière séquentielle (Hagen and Vidal-Puig, 2002; van Noort et al., 2002). Les résidus Ser33 et Ser37 phosphorylés constituent le site de reconnaissance de β-caténine par la protéine β-Trcp, qui est un composant de la machinerie d’ubiquitination (Aberle et al., 1997; Kitagawa et al., 1999; Winston et al., 1999).Cette ubiquitination adresse β-caténine au protéasome pour sa dégradation (Aberle et al., 1997; Winston et al., 1999).

La région centrale de β-caténine présente 12 répétitions du domaine Armadillo (ARM). Le domaine Armadillo est un type de motif répété de 42 acides aminés et replié en hélice α . Les différentes hélices sont elles-mêmes reliées par des boucles, ce qui confère à ce domaine une structure spatiale très allongée. Des mutants de délétion ont permis de montrer que la région de liaison de β-caténine aux cadhérines (Orsulic and Peifer, 1996),à APC (Hulsken et al., 1994), aux facteurs Lef/Tcf (Behrens et al., 1996), et à Mitf (Schepsky et al., 2006), entre autres, est localisée au niveau des domaines ARM (Fig10).

La région C-terminale de β-caténine porte la fonction de transactivation requise pour l’activation des gènes par le complexe β-caténine/Tcf (van de Wetering et al., 1997).

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Figure 10. Structure de β-caténine et domaines d'interactions protéine/protéine.

Les 12 domaines Armadillo de la protéine β-caténine sont notés de 1 à 12. Les protéines interagissant avec β-caténine, ainsi que les domaines d'interaction sont indiqués par une ligne noire.

B. ββββ-caténine une protéine multifonctionnelle

β-caténine est présente dans les différents compartiments de la cellule et joue des rôles différents en fonction de sa localisation subcellulaire (Fig.11). Au niveau membranaire, β-caténine est impliquée dans l’adhérence cellulaire en reliant les cadhérines aux filaments d’actine. Au niveau cytoplasmique, elle intervient dans la voie de signalisation Wnt/β-caténine. Au niveau nucléaire, β-caténine agit comme facteur de transcription, en association avec les facteurs Lef/Tcf (Lymphoïd Enhancer Factor/T Cell Factor). Ce complexe est capable de réguler la transcription de différents types de gènes : (i) des gènes spécifiques du lignage mélanocytaire, comme Mitf-M (Takeda et al., 2000), (ii) des gènes dont l’expression est restreinte à certains lignages, comme Brn-2 , (Goodall et al., 2004) et (iii) des gènes ubiquitaires, comme c-myc ou Cycline D1, impliqués dans le cycle cellulaire (He et al., 1998a; Shtutman et al., 1999; Tetsu and McCormick, 1999).

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Figure 11. Multilocalisation et multifonctionnalité de β-caténine.

Les différentes fonctions de caténine dépendent de sa localisation subcellulaire. À la membrane, β-caténine est associée aux cadhérines et à α-caténine et est ainsi impliquée dans l'adhérence cellule-cellule. Dans le cytoplasme, elle est impliquée dans la voie Wnt, associée à GSK3β/Axine et APC. Dans le noyau, elle interagit avec les facteurs Lef/Tcf pour réguler la transcription de ses gènes cibles.

C. Régulation de la localisation subcellulaire de ββββ

-caténine par Wnt : la voie Wnt/ββββ-caténine

Plusieurs voies de signalisation sont activées par la famille des facteurs Wnt. Ces cascades de signalisation régulent de façon importante le devenir des cellules : la voie Wnt/Calcium régule l’adhésion cellulaire et la motilité, la voie PCP (Planar Cell Polarity) régule la polarité planaire et les mouvements morphogénétiques et la voie canonique (encore appelée voie Wnt/β-caténine) régule la prolifération cellulaire et la différencation.

En absence de ligand Wnt (Fig 12A), β-caténine est recrutée au sein d’un complexe de destruction contenant les protéines APC (Adenomatous Polyposis Coli), axine et

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GSK-3β sur les sérines et thréonines de la partie N-terminale de β-caténine. Cette phosphorylation entraîne l’ubiquitination et la dégradation de β-caténine par le protéasome. Dans le noyau, les gènes cibles de cette voie sont maintenus dans un état réprimé par les facteurs de transcription de la famille Lef/Tcf complexés à des co-répresseurs de la famille Groucho/TLE (Transducin-like enhancer of split) (Brantjes et al., 2001; Cavallo et al., 1998; Roose et al., 1998). Les protéines de cette famille sont des co-répresseurs transcriptionnels recrutant des histones désacétylases ou des histones sur les promoteurs des gènes cibles (Chen and Courey, 2000; Narlikar et al., 2002). Ainsi, en absence de Wnt, les niveaux cytoplasmique et nucléaire de β -caténine sont très faibles. β-caténine est associée aux cadhérines à la membrane plasmique, ce qui la protège de la dégradation. Les gènes cibles de β-caténine sont réprimés.

En présence de ligand Wnt (Fig 12B), un complexe se forme entre Wnt, le récepteur LRP5/6 (LDL-receptor-related proteins 5 and 6) et Frizzled (Fz) (He et al., 2004). Ce complexe recrute les protéines Dishevelled (Dsh ou Dvl) et axine à la membrane (Bilic et al., 2007). Le récepteur LRP5/6 est alors phosphorylé par la CK1γ (Casein kinase 1γ). Cette phosphorylation active le récepteur LRP6. La séquestration de l'axine à la membrane inhibe l'interaction entre l'axine et GSK-3β (He et al., 2004). GSK-3 est phosphorylée par Dsh. GSK-3 inactive n'est plus capable de phosphoryler β-caténine. Il en résulte une accumulation de β-caténine dans le cytoplasme et par conséquent une augmentation du temps de demi-vie de β-caténine. Au-delà d’un certain niveau dans le cytoplasme, β-caténine est transloquée dans le noyau où elle interagit avec les facteurs Lef/Tcf pour activer la transcription de ses gènes cibles.

D. Gènes cibles de β-caténine dans le lignage

mélanocytaire

De nombreux gènes sont connus pour être des cibles de LEF/β-caténine (environ 70). Cependant, dans le lignage mélanocytaire, les gènes Mitf-M, Brn-2, Dct

(Dopachrome tautomérase) et Nr-CAM (Neuronal Cell Adhesion Molecule) sont

particulièrement importants.

L'enzyme Dct intervient dans la synthèse de la mélanine. C'est un marqueur précoce des mélanoblastes puisqu'il s'exprime à partir de E10,5 (Hou et al., 2000). Ce gène a

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été identifié comme une cible de Lef/β-caténine par une analyse de puces à ADN (Conacci-Sorrell et al., 2002).

Nr-CAM est très fortement exprimée dans les cellules de mélanomes et pourrait jouer un rôle dans l'initiation de la prolifération cellulaire et la migration.

Mitf est un facteur de transcription dont il existe plusieurs isoformes. L’isoforme M-Mitf est exprimée uniquement dans le lignage mélanocytaire. Cette isoforme est capable de réguler des gènes contrôlant deux mécanismes antagonistes : la différenciation et la prolifération cellulaire des mélanoblastes (Denat, 2007). Enfin, Brn-2 est un facteur de transcription qui appartient à la famille des protéines à domaine POU (Pit-1, Oct-1, Unc-86) qui est un domaine de liaison à l’ADN. Ce facteur a été décrit pour la première fois dans le lignage mélanocytaire comme une protéine se liant à une séquence particulière exprimée dans toutes les lignées de mélanomes malins humains testés (Cox et al., 1988). De plus, plusieurs études montrent que Brn-2 est nécessaire au maintien du phénotype mélanocytaire (Thomson et al., 1995) Enfin, Brn-2 est associé à la prolifération et à la transformation des cellules en mélanome (Thomson et al., 1995).

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Figure 12. La voie Wnt/β-caténine.

(A) En absence de ligand Wnt, β-caténine est dégradée et les gènes cibles sont maintenus silencieux. (B) En présence de Wnt actif, GSK3 est inhibée et la dégradation de β-caténine est diminuée. Le complexe Tcf/β-caténine active les gènes cibles de la voie. APC, Adenomatous Polyposis Coli ; β-cat,

β-caténine ; CBP, Creb-binding protein ; CK, Casein Kinase; DKK, Dickkopf ; DSH, Dishevelled ;

GBP, GSK3-binding protein ; GSK, Glycogen Synthase Kinase ; LRP, LDL receptor-related protein ; sFRP, secreted Frizzled-related protein; Tcf, T-cell factor.

E. Rôle de ββββ-caténine dans la prolifération cellulaire et

l’apoptose

Différentes expériences génétiques de perte et gain de fonction ont révélé le rôle de

β-caténine dans de nombreux processus cellulaires comme la détermination, la prolifération cellulaire et l’apoptose.

1. ββββ

-caténine et prolifération

Au cours du développement, Lin et collaborateurs ont montré que β-caténine est impliquée de façon primordiale dans la prolifération et la survie des progéniteurs cardiovasculaires via la régulation du facteur de transcription Islet1 chez la souris (Lin et al., 2007). Dans les cellules de carcinomes du côlon, Tetsu et collaborateurs ont montré que β-caténine active la transcription du proto-oncogène cycline D1

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l’expression de l’oncogène C-Myc est activée par β-caténine dans des cellules de cancer colorectal (He et al., 1998b). Il existe également des cibles moins ubiquitaires de β-caténine impliquées dans la prolifération. Il a été démontré in vitro que l’expresion de Brn-2 - qui est un facteur de transcription restreint au lignage mélanocytaire - est régulée par β-caténine et contrôle la prolifération dans les cellules de mélanomes (Goodall et al., 2004). Enfin, Carreira et collaborateurs ont montré que la protéine M-Mitf – qui est un facteur de transcription spécifique des mélanocytes dont l’expression est régulée par β-caténine – régule la progression du cycle cellulaire à travers la régulation de p21 et de p27 (Carreira et al., 2005; Carreira et al., 2006).

2. ββββ

-caténine et apoptose

Ces dernières années, des études ont mis en lumière les liens entre β-caténine et apoptose. Brault et collaborateurs ont observé qu’en inactivant spécifiquement β -caténine dans la région d’expression de Wnt-1, la quantité de CCN apoptotiques est augmentée dès E9 (Brault et al., 2001). Nishimura et collaborateurs ont montré que dans les cellules souches mélanocytaires, la perte de Bcl2 -qui est une cible transcriptionnelle indirecte de β-caténine- entraîne une apoptose sélective excluant les mélanocytes différenciés (Nishimura et al., 2005). Enfin des travaux récents ont montré qu’une inactivation de la protéine de liaison à l’ARN CRD-BP (Coding Region Determinant-Binding Protein) -qui est une cible transcriptionnelle de β -caténine- résulte en une induction de l’apoptose (Elcheva et al., 2008)

F. Rôle de ββββ-caténine dans le lignage mélanocytaire

1. Rôle de β-caténine dans le développement normal

des mélanocytes

β-caténine est impliquée dans de nombreux évènements au cours du développement, notamment la formation des mélanocytes. Les facteurs Wnt impliqués dans le lignage mélanocytaire sont Wnt-1 et Wnt-3a. Ces deux facteurs sont impliqués dans la détermination des cellules dérivées de la partie dorsale du tube neural et le devenir des mélanocytes. En effet, Ikeya et collaborateurs ont montré que les souris déficientes en facteurs wnt 1 et wnt 3a n’ont pas de mélanoblastes (Dunn et al., 2000;

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mélanocytes durant le développement (Butz and Larue, 1995). Des expériences de perte et de gain de fonction, dans de nombreuses espèces, ont permis de montrer que β-caténine est directement impliquée dans la détermination des mélanoblastes. En effet, chez le poisson-zèbre, la surexpression de β-caténine dans les cellules de la crête neurale avant leur migration induit la formation de cellules pigmentaires (Dorsky et al., 2000). Chez la souris, il a été montré que la perte de fonction conditionnelle de β-caténine dans les cellules de la crête neurale mène à une absence totale de mélanoblatses. (Hari et al., 2002).

a. Rôle de β-caténine dans les cellules souches mélanocytaires

La voie Wnt/β-caténine joue un rôle crucial à la fois dans le maintien des cellules souches mélanocytaires dans un état non différencié et le démarrage de leur programme de différenciation en mélanocytes. En effet, le devenir des cellules souches mélanocytaires est régulé par l'interaction entre Wnt et différents facteurs de transcription (Lang et al., 2005; Sommer, 2005). En absence de Wnt, Pax3 se lie aux facteurs Lef/Tcf et recrute le co-répresseur Groucho à l'ADN. Ainsi, Pax3 réprime l'expression du gène Dct et les cellules souches restent dans un état non différencié. En présence de Wnt, l'activation de β-caténine abolit la répression du promoteur du gène Dct médiée par Pax3 et Mitf prend la place de Pax3 sur le promoteur. Ainsi, l'expression du gène Dct est activée et les cellules souches commencent leur différenciation.

2. Rôle de β-caténine dans le développement

pathologique des mélanocytes

β-caténine est impliquée dans le développement pathologique des mélanocytes. Le rôle de β-caténine dans les mélanomes a été suggéré pour la première fois en 1996 par l'identification d'une forme mutée de β-caténine comme étant un antigène spécifique des mélanomes reconnus par des lymphocytes infiltrés dans la tumeur (Robbins et al., 1996). La découverte d'une surexpression de β-caténine dans environ 27% de lignées de mélanome a confirmé le rôle majeur joué par la voie Wnt/β-caténine dans les mélanomes (Rubinfeld et al., 1997). D'autres études confirment que β-caténine est retrouvée fréquemment dans le cytoplasme ou le noyau des