Matériels et Méthodes
III. Etude de la prolifération
A. Principe
Pour connaître le nombre de mélanoblastes prolifératifs, nous avons effectué une double immunofluorescence sur des coupes d’embryons ayant un fond génétique Dct::LacZ à différents stades embryologiques avec deux anticorps primaires dirigés contre la β-galactosidase et contre le BrdU.
Les souris mères sont injectées en deux temps avec du BrdU (100µg par gramme de masse corporelle) deux heures avant le sacrifice pour récupérer les embryons.
Les cellules doublement marquées sont donc les mélanoblastes prolifératifs, c’est-à-dire qui ont effectué au moins une partie de la phase S du cycle cellulaire au cours des deux heures (Fig.4).
Les comptes de mélanoblastes ont été effectués à partir de 20 à 107 sections et sur un à quatre embryons.
Résultats
Figure 15. Mise en évidence des mélanoblastes prolifératifs.
Cette figure représente différentes photographies d’une même coupe d’un embryon de souris sauvage au stade de développement E14.5. On peut observer deux mélanoblastes (cellules positives au marquage β-gal). L’un a incorporé le BrdU (flèche) et l’autre non (point).
B. Résultats
Epiderme
Souris Stade Nombre de sections Nombre de cellules β-gal+ Nombre de cellules β-gal+ par sections Nombre de cellules BrdU+ Pourcentage de cellules BrdU+ E12,5 64 26 0,4 5 19,2% E13,5 71 147 2,1 65 44,2% Bcat∆ ex2-6 E14,5 55 139 2,5 43 30,9% E12,5 30 27 0,9 10 37% E13,5 107 617 5,8 443 71,8% WT E14,5 20 498 24,9 257 51,6% E12,5 ND ND ND ND ND E13,5 74 169 2,3 81 47,9% Bcat* E14,5 27 285 10,6 141 49,5%
Tableau 3 : décomptes des mélanoblastes et pourcentage de mélanoblastes prolifératifs dans l’épiderme en fonction des stades de développement.
Résultats
Derme
Souris Stade Nombre de sections Nombre de cellules β-gal+ Nombre de cellules β-gal+ par sections Nombre de cellules BrdU+ Pourcentage de cellules BrdU+ E12,5 64 197 3,1 37 18,8% E13,5 71 129 1,8 31 24% Bcat∆ ex2-6 E14,5 55 46 0,8 10 21,7% E12,5 30 155 5,2 53 34,2% E13,5 82 259 3,16 67 25,9% WT E14,5 20 53 2,65 18 34% E12,5 ND ND ND ND ND E13,5 66 150 2,3 36 24% Bcat* E14,5 27 30 1,1 10 33,3%
Tableau 4 : décomptes des mélanoblastes et pourcentage de mélanoblastes prolifératifs dans le derme en fonction des stades de développement.
Dans l’épiderme, on peut tout d’abord noter un pic dans la prolifération des mélanoblastes au stade E13,5 pour la lignée de souris sauvages comme pour le mutant perte de fonction. Pour le mutant gain de fonction, même en l’absence de comptes au stade E12,5, il ne semble pas y avoir de pic de prolifération, les deux pourcentages aux stades étudiés étant très semblables.
Figure 16. Evolution au cours du développement de la prolifération des mélanoblastes.
Les histogrammes verts représentent les données des mutants perte de fonction, en bleu celles des souris sauvages et en rouge celles des mutants gain de fonction.
n.s : non significatif pour p<0,05 ; ** : p<10-3 ; *** : p<10-5
Résultats
Dans l’épiderme, pour le mutant perte de fonction, on observe une réduction statistiquement significative (p<10-5) du taux de prolifération aux stades E13,5 et E14,5. Au stade E12,5 la différence qui semble pourtant importante, n’est pas significative.
Pour le mutant gain de fonction, on observe une réduction statistiquement significative (p<10-5) au stade E13,5 uniquement. A E14,5 la différence est quasi nulle et non significative.
Dans le derme, la prolifération chez la souris sauvage est relativement stable au cours des stades embryonnaires étudiés (variation maximale de 10% entre les trois stades). Pour le mutant gain de fonction, les différences en terme de pourcentage de prolifération sont quasi nulles et non significatives. Pour le mutant perte de fonction, il semble y avoir une diminution significative (p<10-3 ) de la prolifération au stade E12,5.
Discussion
Discussion
Les travaux antérieurs à cette étude ont montré le rôle important que joue β -caténine dans la détermination du lignage mélanocytaire lors des étapes précoces du développement. La problématique était donc de savoir si cette même protéine pouvait jouer également un rôle dans les étapes plus tardives et notamment dans la prolifération de ce lignage.
La stratégie de création de mutants perte et gain de fonction pour la β-caténine a permis de montrer que le niveau d’expression de β-caténine a un rôle sur l’expansion du lignage mélanocytaire puisque les deux mutant présentent un phénotype de robe (une hypopigmentation ou une absence de pigmentation) due à une réduction du nombre de mélanoblastes au cours du développement.
Ce travail a donc eu pour but d’étudier :
1-La répartition des mélanoblastes dans les compartiments dermique et épidermique au cours du développement.
2-Les causes de la réduction du nombre des mélanoblastes chez les deux mutants.
L’étude de la répartition des mélanoblastes dans les deux compartiments de la peau durant le développement a permis de montrer l’évolution exponentielle du nombre de mélanoblastes dans l’épiderme chez les souris sauvages. Au niveau du derme, l’évolution au cours du développement est plus complexe à analyser. Tout d’abord, il faut noter que le nombre d’embryons inclus pour chaque stade est relativement faible (deux embryons pour chaque génotype). Il demande à être augmenté pour confirmer les variations observées. De plus, ces variations ne sont pas orientées vers une diminution ou une augmentation du nombre de mélanoblastes entre les deux stades les plus extrêmes (E11,5 et E15,5). Enfin, les variations entre les stades sont faibles en comparaison avec celles observées dans l’épiderme et ne sont pas toutes statistiquement significatives. En conclusion, il existe une certaine stabilité dans le nombre de mélanoblastes dermiques au cours du temps.
Au vu de ces deux phénomènes –une relative stabilité dans le derme et une croissance exponentielle dans l’épiderme- nous pouvons émettre l’hypothèse que les divisions des mélanoblastes dans le derme se font sur un mode asymétrique : une
Discussion
cellule fille restant dans le derme et l’autre entrant dans l’épiderme où elle continue à proliférer.
Pour les mutants perte et gain de fonction de β-caténine cette étude a permis de montrer clairement que la diminution du nombre de mélanoblastes observée dans les expériences faites sur les embryons in toto, est principalement due à une diminution du nombre des mélanoblastes dans le compartiment épidermique où les réductions sont importantes pour le mutant gain de fonction et particulièrement drastique pour le mutant perte de fonction. Au niveau dermique, on observe également une diminution pour les deux mutants à partir du stade E12,5, mais les différences avec les souris sauvages sont beaucoup plus faibles que dans l’épiderme et il n’y a pas de nette différence entre les deux mutants.
Dans la suite de ce travail, nous avons essayé de comprendre la cause de cette diminution du nombre de mélanoblastes et nous avons tout d’abord voulu savoir si l’apoptose était impliquée. Nous montrons grâce aux immunofluorescences détectant la caspase-3-clivée qu’aux stades étudiés les mélanoblastes de l’épiderme ne meurent par apoptose dans aucune des lignées de souris étudiées.
Dans le derme, on observe une faible proportion de mélanoblastes apoptotiques chez les souris sauvages à E12,5 et E13,5. Chez les souris gain de fonction, il n’y a pas de différence significative avec les souris sauvages. Le phénomène apoptotique ne permet donc pas d’expliquer l’apparition du phénotype chez ce mutant. Chez le mutant perte de fonction, au stade E12,5, l’apoptose est légèrement plus élevée que chez les souris sauvages. Cependant, cette différence reste faible, non significative, et n’explique pas la diminution très importante du nombre de mélanoblastes chez ce mutant.
Il semble donc que l’apoptose joue un rôle respectivement minime ou nul dans l’apparition des phénotypes des mutants perte et gain de fonction pour β-caténine. Pour confirmer ces résultats et notamment l’augmentation de l’apoptose aux stade E12,5 et E13,5 chez le mutant perte de fonction, il serait bon d’augmenter le nombre d’embryons par stades.
Comme l’apoptose est peu ou n’est pas impliquée dans l’apparition des phénotypes, nous avons voulu savoir si la prolifération des mélanoblastes chez les mutants pouvait être mise en cause. Nous montrons grâce aux immunofluorescences détectant le BrdU que la prolifération des mélanoblastes est diminuée de manière
Discussion
de fonction à au moins deux stades (E13,5 et E14,5) par rapport aux souris sauvages. Nous montrons également une diminution significative de la prolifération des mélanoblastes de l’épiderme chez le mutant gain de fonction mais uniquement au stade E13,5.
Dans le derme, on n’observe pas de diminution significative de la prolifération chez le mutant gain de fonction et un seul stade (E12,5) montre une diminution significative chez le mutant perte de fonction.
Bien que ces résultats nécessitent également confirmation par l’étude d’autres embryons, ils permettent de donner un début d’explication sur les causes de l’apparition des phénotypes des mutants. En effet, comme nous l’avons déjà mentionné, la diminution du nombre des mélanoblastes se fait majoritairement dans l’épiderme chez les deux mutants. Ici, nous démontrons une diminution de la prolifération dans ce compartiment à au moins un stade chez les deux mutants. Cependant, si cette diminution peut suffire à expliquer une hypopigmentation chez le mutant gain de fonction, il est peu probable que ce seul phénomène soit en jeu dans l’absence de pigmentation des mutants perte de fonction. On peut tout de même noter que chez ces derniers, la diminution de la prolifération dans le derme est continue sur au moins deux stades. De plus, il y a également une réduction de prolifération au niveau du derme ce qui peut être un phénomène concourant à la baisse du nombre de mélanoblastes dans les deux compartiments. Enfin l’apoptose apporte peut-être une petite contribution au phénotype.
D’autres phénomènes peuvent être recherchés pour expliquer le phénotype de ces mutants. Précédemment dans le laboratoire, une étude a été effectuée montrant l’absence de transdifférentiation ou de perte de différenciation du lignage mélanocytaire chez les deux mutants. Dans l’avenir, d’autres mécanismes de mort cellulaire (comme l’autophagie) ainsi que la sénescence pourront être étudiés.
Conclusion
Conclusion
Cette étude a eu pour but d’explorer la répartition des mélanoblastes dans les différents compartiments de la peau au cours du développement embryonnaire de la souris et d’expliquer les mécanismes amenant à la perte des mélanoblastes qui caractérise les phénotype des souris mutantes perte de fonction et gain de fonction pour β-caténine.
La durée du stage durant lequel j’ai réalisé ce travail et le temps que nécessitent les expérimentations in vivo chez la souris n’ont permis d’étudier qu’un nombre limité d’embryons. Cependant les résultats obtenus permettent de donner une vue générale du comportement des mélanoblastes au cours du développement. Ils donnent également un début d’explication en ce qui concerne les phénotypes des lignées de souris mutantes car ils montrent une perte de prolifération pour les deux mutants. Le rôle de l’apoptose est peu important. Sa faible contribution au phénotype du mutant perte de fonction demande à être confirmée.
β-caténine est une protéine qui possède plusieurs fonctions et de nombreux partenaires. Cette étude montre une autre de ses facettes en mettant en lumière son rôle fondamental dans la prolifération des mélanocytes
Bibliographie
Bibliographie
Aberle, H., Bauer, A., Stappert, J., Kispert, A., and Kemler, R. (1997). beta-catenin is a target for the ubiquitin-proteasome pathway. EMBO J
16, 3797-3804.
Ackerman A.B., (2006) Histologic diagnosis of inflammatory of skin diseases, Williams & Wilkins
Behrens, J., von Kries, J.P., Kuhl, M., Bruhn, L., Wedlich, D., Grosschedl, R., and Birchmeier, W. (1996). Functional interaction of beta-catenin with the transcription factor LEF-1. Nature 382, 638-642.
Bilic, J., Huang, Y.L., Davidson, G., Zimmermann, T., Cruciat, C.M., Bienz, M., and Niehrs, C. (2007). Wnt induces LRP6 signalosomes and promotes dishevelled-dependent LRP6 phosphorylation. Science 316, 1619-1622.
Brantjes, H., Roose, J., van De Wetering, M., and Clevers, H. (2001). All Tcf HMG box transcription factors interact with Groucho-related co-repressors. Nucleic Acids Res 29, 1410-1419.
Brault, V., Moore, R., Kutsch, S., Ishibashi, M., Rowitch, D.H., McMahon, A.P., Sommer, L., Boussadia, O., and Kemler, R. (2001). Inactivation of the beta-catenin gene by Wnt1-Cre-mediated deletion results in dramatic brain malformation and failure of craniofacial development. Development 128, 1253-1264.
Butz, S., and Larue, L. (1995). Expression of catenins during mouse embryonic development and in adult tissues. Cell Adhes Commun 3, 337-352.
Carreira, S., Goodall, J., Aksan, I., La Rocca, S.A., Galibert, M.D., Denat, L., Larue, L., and Goding, C.R. (2005). Mitf cooperates with Rb1 and activates p21Cip1 expression to regulate cell cycle progression. Nature 433, 764-769.
Bibliographie
Carreira, S., Goodall, J., Denat, L., Rodriguez, M., Nuciforo, P., Hoek, K.S., Testori, A., Larue, L., and Goding, C.R. (2006). Mitf regulation of Dia1 controls melanoma proliferation and invasiveness. Genes Dev
20, 3426-3439.
Cavallo, R.A., Cox, R.T., Moline, M.M., Roose, J., Polevoy, G.A., Clevers, H., Peifer, M., and Bejsovec, A. (1998). Drosophila Tcf and Groucho interact to repress Wingless signalling activity. Nature 395, 604-608.
Chen, G., and Courey, A.J. (2000). Groucho/TLE family proteins and transcriptional repression. Gene 249, 1-16.
Clark, W.H., Jr., Elder, D.E., Guerry, D.t., Epstein, M.N., Greene, M.H., and Van Horn, M. (1984). A study of tumor progression: the precursor lesions of superficial spreading and nodular melanoma. Hum Pathol 15, 1147-1165.
Conacci-Sorrell, M.E., Ben-Yedidia, T., Shtutman, M., Feinstein, E., Einat, P., and Ben-Ze'ev, A. (2002). Nr-CAM is a target gene of the beta-catenin/LEF-1 pathway in melanoma and colon cancer and its expression enhances motility and confers tumorigenesis. Genes Dev 16, 2058-2072.
Cox, P.M., Temperley, S.M., Kumar, H., and Goding, C.R. (1988). A distinct octamer-binding protein present in malignant melanoma cells. Nucleic Acids Res 16, 11047-11056.
Delmas, V., Martinozzi, S., Bourgeois, Y., Holzenberger, M., and Larue, L. (2003). Cre-mediated recombination in the skin melanocyte lineage. Genesis 36, 73-80.
Demunter, A., Libbrecht, L., Degreef, H., De Wolf-Peeters, C., and van den Oord, J.J. (2002). Loss of membranous expression of beta-catenin is associated with tumor progression in cutaneous melanoma and rarely caused by exon 3 mutations. Mod Pathol 15, 454-461.
Denat, L. (2007). Le facteur de transcription Brn-2/N-OCT-3 et la prolifération cellulaire dans le lignage mélanocytaire. In Ecole doctorale Génétique - Cellule - Immunologie - Infectiologie -
Bibliographie
Dorsky, R.I., Raible, D.W., and Moon, R.T. (2000). Direct regulation of nacre, a zebrafish MITF homolog required for pigment cell formation, by the Wnt pathway. Genes Dev 14, 158-162.
Dunn, K.J., Williams, B.O., Li, Y., and Pavan, W.J. (2000). Neural crest-directed gene transfer demonstrates Wnt1 role in melanocyte expansion and differentiation during mouse development. Proc Natl Acad Sci U S A 97, 10050-10055.
Elcheva, I., Tarapore, R.S., Bhatia, N., and Spiegelman, V.S. (2008). Overexpression of mRNA-binding protein CRD-BP in malignant melanomas. Oncogene.
Gammill, L.S., and Bronner-Fraser, M. (2003). Neural crest specification: migrating into genomics. Nat Rev Neurosci 4, 795-805.
Goodall, J., Martinozzi, S., Dexter, T.J., Champeval, D., Carreira, S., Larue, L., and Goding, C.R. (2004). Brn-2 expression controls melanoma proliferation and is directly regulated by beta-catenin. Mol Cell Biol 24, 2915-2922.
Hagen, T., and Vidal-Puig, A. (2002). Characterisation of the phosphorylation of beta-catenin at the GSK-3 priming site Ser45. Biochem Biophys Res Commun 294, 324-328.
Hari, L., Brault, V., Kleber, M., Lee, H.Y., Ille, F., Leimeroth, R., Paratore, C., Suter, U., Kemler, R., and Sommer, L. (2002). Lineage-specific requirements of beta-catenin in neural crest development. J Cell Biol 159, 867-880.
He, H.Y., Gao, C., Vrensen, G., and Zelenka, P. (1998a). Transient activation of cyclin B/Cdc2 during terminal differentiation of lens fiber cells. Dev Dyn 211, 26-34.
He, T.C., Sparks, A.B., Rago, C., Hermeking, H., Zawel, L., da Costa, L.T., Morin, P.J., Vogelstein, B., and Kinzler, K.W. (1998b). Identification of c-MYC as a target of the APC pathway. Science 281, 1509-1512.
Bibliographie
He, X., Semenov, M., Tamai, K., and Zeng, X. (2004). LDL receptor-related proteins 5 and 6 in Wnt/beta-catenin signaling: arrows point the way. Development 131, 1663-1677.
Henderson, B.R., Galea, M., Schuechner, S., and Leung, L. (2002). Lymphoid enhancer factor-1 blocks adenomatous polyposis coli-mediated nuclear export and degradation of beta-catenin. Regulation by histone deacetylase 1. J Biol Chem 277, 24258-24264.
Hornyak, T.J., Hayes, D.J., Chiu, L.Y., and Ziff, E.B. (2001). Transcription factors in melanocyte development: distinct roles for Pax-3 and Mitf. Mech Dev 101, 47-59.
Hou, L., Panthier, J.J., and Arnheiter, H. (2000). Signaling and transcriptional regulation in the neural crest-derived melanocyte lineage: interactions between KIT and MITF. Development 127, 5379-5389.
Huelsken, J., Vogel, R., Erdmann, B., Costarelis, G., and Birchmeier, W. (2001). Beta Catenin Controls Hair Follicle Morphogenesis and Stem Cell Differenciation in the skin. Cell 105, 534-545.
Hulsken, J., Birchmeier, W., and Behrens, J. (1994). E-cadherin and APC compete for the interaction with beta-catenin and the cytoskeleton. J Cell Biol 127, 2061-2069.
Hurlston, A.F.L, Haramis, A.P.G., Wienholds, E., Begthel, H., Korving, J., Van Eeden, F., Cuppen, E., and al. (2003). The wnt/beta-catenin pathway regulates cardiac valve formation. Nature 425, 633-637.
Ikeya, M., Lee, S.M., Johnson, J.E., McMahon, A.P., and Takada, S. (1997). Wnt signalling required for expansion of neural crest and CNS progenitors. Nature 389, 966-970.
Ito, M., Kawa, Y., Ono, H., Okura, M., Baba, T., Kubota, Y., Nishikawa, S.I., and Mizoguchi, M. (1999). Removal of stem cell factor or addition of monoclonal anti-c-KIT antibody induces apoptosis in murine melanocyte precursors. J Invest Dermatol 112, 796-801.
Bibliographie
Kitagawa, M., Hatakeyama, S., Shirane, M., Matsumoto, M., Ishida, N., Hattori, K., Nakamichi, I., Kikuchi, A., and Nakayama, K. (1999). An F-box protein, FWD1, mediates ubiquitin-dependent proteolysis of beta-catenin. EMBO J 18, 2401-2410.
Kuphal, S., Poser, I., Jobin, C., Hellerbrand, C., and Bosserhoff, A.K. (2004). Loss of E-cadherin leads to upregulation of NFkappaB activity in malignant melanoma. Oncogene 23, 8509-8519.
Lang, D., Lu, M.M., Huang, L., Engleka, K.A., Zhang, M., Chu, E.Y., Lipner, S., Skoultchi, A., Millar, S.E., and Epstein, J.A. (2005). Pax3 functions at a nodal point in melanocyte stem cell differentiation. Nature 433, 884-887.
Larue, L., Kumasa M., Goding CR. (2003). Beta-Catenin in the melanocyte lineage. Pigment Cell Research 16, 312-317
Larue, L., and Delmas, V. (2006). The WNT/Beta-catenin pathway in melanoma. Front Biosci 11, 733-742.
Larue, L., and Beerman, F. (2007). Cutaneous melanoma in genetically modified animals. Pigment Cell Research 20 (6), 485-497.
Le Douarin, N., and Kalcheim, C. (1999). The migration of neural crest cells. The Neural Crest Cell, 2nd edition.
Lin, L., Cui, L., Zhou, W., Dufort, D., Zhang, X., Cai, C.L., Bu, L., Yang, L., Martin, J., Kemler, R., et al. (2007). Beta-catenin directly regulates Islet1 expression in cardiovascular progenitors and is required for multiple aspects of cardiogenesis. Proc Natl Acad Sci U S A 104, 9313-9318.
Liu, C., Li, Y., Semenov, M., Han, C., Baeg, G.H., Tan, Y., Zhang, Z.,
Lin, X., and He, X. (2002). Control of beta-catenin
phosphorylation/degradation by a dual-kinase mechanism. Cell 108, 837-847.
Longvert, C., and Saiag, P. (2008). Nouvelles classifications des mélanomes : quelles implications dans leur prise en charge?
Bibliographie
Mackenzie, I.C. (1997). Retroviral transduction of murine epidermal stem cells demonstrates clonal units of epidermal structure. J Invest Dermatol 109, 377-383.
Mayer, T.C. (1973). Site of gene action in steel mice: analysis of the pigment defect by mesoderm-ectoderm recombinations. J Exp Zool
184, 345-352.
Minchin, J.E., and Hughes, S.M. (2008). Sequential actions of Pax3 and Pax7 drive xanthophore development in zebrafish neural crest. Dev Biol 317, 508-522.
Moon, R.T., Kohn, A.D., De Ferrari G.V., Kaykas, A. (2004). Wnt and beta-catenin signaling: diseases and therapies. Nature Reviews Genetics 5, 689-699.
Murakami, T., Toda, S., Fujimoto, M., Ohtsuki, M., Byers, H.R., Etoh, T., and Nakagawa, H. (2001). Constitutive activation of Wnt/beta-catenin signaling pathway in migration-active melanoma cells: role of LEF-1 in melanoma with increased metastatic potential. Biochem Biophys Res Commun 288, 8-15.
Narlikar, G.J., Fan, H.Y., and Kingston, R.E. (2002). Cooperation between complexes that regulate chromatin structure and transcription. Cell 108, 475-487.
Negrier, S., Saiag, P., Guillot, B., Verola, O., Avril, M.F., Bailly, C., Cupissol, D., Dalac, S., Danino, A., Dreno, B., et al. (2005).
[Guidelines for clinical practice: Standards, Options and
Recommendations 2005 for the management of adult patients exhibiting an M0 cutaneous melanoma, full report. National Federation of Cancer Campaign Centers. French Dermatology Society. Update of the 1995 Consensus Conference and the 1998 Standards, Options, and Recommendations]. Ann Dermatol Venereol 132, 10S13-10S85.
Nishimura, E.K., Granter, S.R., and Fisher, D.E. (2005). Mechanisms of hair graying: incomplete melanocyte stem cell maintenance in the niche. Science 307, 720-724.
Bibliographie
Nishimura, E.K., Jordan, S.A., Oshima, H., Yoshida, H,. Osawa, M,. Moriyama, M,. Jackson I.J., Barrandon, Y., Miychi, Y,. Nishikawa S.I. (2002). Dominant role of the niche stem cell fate determination. Nature 416, 854-860.
Opdecamp, K., Nakayama, A., Nguyen, M.T., Hodgkinson, C.A., Pavan, W.J., and Arnheiter, H. (1997). Melanocyte development in vivo and in neural crest cell cultures: crucial dependence on the Mitf basic-helix-loop-helix-zipper transcription factor. Development 124, 2377-2386.
Orsulic, S., and Peifer, M. (1996). An in vivo structure-function study of armadillo, the beta-catenin homologue, reveals both separate and overlapping regions of the protein required for cell adhesion and for wingless signaling. J Cell Biol 134, 1283-1300.
Peifer, M., Berg, S., and Reynolds, A.B. (1994). A repeating amino acid motif shared by proteins with diverse cellular roles. Cell 76, 789-791.
Reifenberger, J., Knobbe, C.B., Wolter, M., Blaschke, B., Schulte, K.W., Pietsch, T., Ruzicka, T., and Reifenberger, G. (2002). Molecular genetic analysis of malignant melanomas for aberrations of the WNT signaling pathway genes CTNNB1, APC, ICAT and BTRC. Int J Cancer 100, 549-556.
Rimm, D.L., Caca, K., Hu, G., Harrison, F.B., and Fearon, E.R. (1999). Frequent nuclear/cytoplasmic localization of beta-catenin without exon 3 mutations in malignant melanoma. Am J Pathol 154, 325-329.
Robbins, P.F., El-Gamil, M., Li, Y.F., Kawakami, Y., Loftus, D., Appella, E., and Rosenberg, S.A. (1996). A mutated beta-catenin gene encodes a melanoma-specific antigen recognized by tumor infiltrating lymphocytes. J Exp Med 183, 1185-1192.
Roose, J., Molenaar, M., Peterson, J., Hurenkamp, J., Brantjes, H., Moerer, P., van de Wetering, M., Destree, O., and Clevers, H. (1998). The Xenopus Wnt effector XTcf-3 interacts with Groucho-related transcriptional repressors. Nature 395, 608-612.
Bibliographie
Rubinfeld, B., Robbins, P., El-Gamil, M., Albert, I., Porfiri, E., and Polakis, P. (1997). Stabilization of beta-catenin by genetic defects in melanoma cell lines. Science 275, 1790-1792.
Saiag, P., Grob, J.J., and Grosshans, E. (2002). [Epithelial and melanotic skin tumors. Melanomas]. Ann Dermatol Venereol 129, S143-148.
Schepsky, A., Bruser, K., Gunnarsson, G.J., Goodall, J., Hallsson, J.H., Goding, C.R., Steingrimsson, E., and Hecht, A. (2006). The microphthalmia-associated transcription factor Mitf interacts with beta-catenin to determine target gene expression. Mol Cell Biol 26, 8914-8927.
Shin, M.K., Levorse, J.M., Ingram, R.S., and Tilghman, S.M. (1999). The temporal requirement for endothelin receptor-B signalling during