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Copyright
Rôle de la voie de signalisation AMPK/mTOR dans la fonction de reproduction
Pauline Tartarin
To cite this version:
Pauline Tartarin. Rôle de la voie de signalisation AMPK/mTOR dans la fonction de reproduction.
Autre [q-bio.OT]. Université François Rabelais (Tours), 2013. Français. �tel-02805759�
UNIVERSITÉ FRANÇOIS – RABELAIS DE TOURS
ÉCOLE DOCTORALE Santé, Sciences Biologiques et Chimie du Vivant PHYSIOLOGIE DE LA REPRODUCTION ET DES COMPORTEMENTS "PRC" -
UMR CNRS INRA 7247
THÈSE
présentée par :Pauline TARTARIN
soutenue le : 08 Février 2013
pour obtenir le grade de : Docteur de l’université François – Rabelais de Tours
Discipline/ Spécialité : Sciences de la vie
Rôle de la voie de signalisation AMPK/mTOR dans la fonction de reproduction
THÈSE dirigée par :
M FROMENT Pascal Chargé de Recherche, HDR, INRA de Tours
RAPPORTEURS :
M BILLAUD Marc Directeur de Recherche, CNRS, Institut Albert Bonniot de Grenoble M PAILHOUX Eric Directeur de Recherche, INRA de Jouy en Josas
JURY :
M BILLAUD Marc Directeur de recherche, CNRS, Institut Albert Bonniot de Grenoble M PAILHOUX Eric Directeur de Recherche, INRA de Jouy en Josas
M BARENTON Bruno Directeur de Recherche, ENS de Lyon
Mme PLOTTON Ingrid Maître de Conférences Universitaire-PH, Université de Lyon M ROYERE Dominique Professeur des Universités, Université François Rabelais de Tours M FROMENT Pascal Chargé de Recherche, HDR, INRA de Tours
Remerciements
Je tiens tout d’abord à adresser mes plus sincères remerciements aux membres du jury pour leur compréhension, leur disponibilité et le temps qu’ils ont consacré à la lecture de ce manuscrit.
à Messieurs Marc Billaud et Eric Pailhoux d’avoir accepté d’être les rapporteurs de ce travail.
à Madame Ingrid Plotton et Messieurs Bruno Barenton et Dominique Royère d’avoir accepté de l’examiner.
Je souhaite remercier Monsieur Benoit Malpaux, directeur du département PHASE, et Monsieur Florian Guillou, directeur de l’unité de recherche de la Physiologie de la Reproduction et des Comportements de m’avoir ouvert les portes de cette structure et pour toutes les discussions enrichissantes et constructives.
Je tiens à remercier particulièrement Monsieur Michel Duclos pour son accueil chaleureux au sein de l’Unité de Recherches Avicoles.
Il est difficile de trouver les mots justes pour exprimer toute ma gratitude à Pascal Froment. Je vous remercie pour votre gentillesse et votre soutien qui m’ont accompagnée et guidée durant ces trois années. Merci pour votre exigence, votre patience et votre dynamisme qui m’ont menée jusque-là, trouvez ici tout ma plus sincère reconnaissance.
à l’équipe TOME, notamment Elisabeth Blesbois et Marina Govoroun de m’avoir accueilli au sein de cette équipe et à Isabelle Grasseau, Isabelle Couty, Patricia Solnais pour votre aide. à Mimi pour les pauses café, thé et autres douceurs. Ces moments d’échange sur la science, les chevaux, la Callas et la vie ont été de délicieuses parenthèses, merci.
à Edith Guibert pour son aide précieuse, si précieuse ! Je te remercie pour ta gentillesse, ta disponibilité de tous les instants et tes conseils avisés. à Sabine Alves pour la bonne humeur et les sourires. Les filles, ça a été un plaisir de vivre ces trois années en votre compagnie. Ce long travail aurait été moins léger sans vos éclats de rire.
Je tiens à remercier sincèrement toutes les personnes qui m’ont donné de leur temps et conseillé au cours de ce travail. à Pascale Crépieux, Jean-Pierre Brillard, Stéphanie Migrenne, Delphine Pillon et Sonia Metayer pour vos précieux conseils lors des comités de thèse. à Joëlle Dupont, Danielle Monniaux, Matthieu Keller, Christophe Magnan, Alain Caraty,
Martine Migaud et Philippe Monget pour la justesse de vos remarques et de vos conseils prodigués lors des différentes présentations de nos travaux que j’ai pu présenter. Matthieu, encore merci d’avoir pris le temps de m’expliquer les joies du cryostat et du parfait alignement de douze coupes de cerveau sur une si petite lame !
Je voudrais remercier Benoit Viollet de nous avoir permis d’avoir accès à la lignée de souris α1AMPK et à Charlotte Lécureuil pour cette collaboration.
Je suis extrêmement reconnaissante envers toute l’aide technique que j’ai reçu pendant ces trois années. à Anne-Lyse Laine et tout le labo dosage, à Bernadette Delaleu pour m’avoir fait confiance dans l’utilisation de ce si génial microscope, à Christelle Ramé et sa patience lors de mon apprentissage Western, à Peggy Jarrier, Didier Lomet, Eric Jean-Pierre et Fabien Cornilleau pour le temps consacré à mes précieux échantillons. à tout le personnel de l’animalerie souris de la PFIE et plus particulièrement à Vanaïque Guillory, Arnaud Faurie et Rémi Delaunay pour votre aide et votre bonne humeur quotidienne pendant ces longs protocoles. à Jean-Yves Durbize et Julien Gangneux pour l’aide informatique indispensable.
Je voudrais exprimer mes plus chaleureux remerciements à toutes les équipes de l’URA pour votre accueil et votre gentillesse. Je remercie particulièrement toute l’équipe FRPO pour vos conseils, les discussions animés et les cafés partagés. Les repas de Noël partagés à 25 vont me manquer ! Merci à François Seigneurin pour cette cohabitation des derniers instants.
Je remercie Dominique Pierre et Christelle Suppo de m’avoir accueilli au sein de la faculté et dans leur équipe d’enseignants, et Séverine Pinard pour sa gentillesse. Je tiens à remercier notamment Sébastien Moreau, Marie Zimmerman, Jean-Paul Monge et, bien sûr, Florence Bonnin pour m’avoir donné la possibilité de participer à leurs enseignements. Ces nombreuses heures ont été profondément enrichissantes et stimulantes.
Un grand merci à toute l’équipe pédagogique du Master de Biologie de la Reproduction, Véronique Bozon, Delphine Pillon, Pascal Vaudin et Anne Duittoz. Je ne serai décidemment pas en train d’écrire ces lignes sans tous vos cours passionnés et passionnants. Merci de m’avoir transmis le virus Repro et de m’avoir montré la voie.
J’aurai ici une pensée émue pour tous mes compagnons de route, Iz, Elodie, Gwenn, Larbi, Pauline, Diep. Ce bureau thésard est notre sanctuaire. Il résonne de bamba triste, de fous-rires
et parfois d’intelligence. Bonne continuation à tous. Gwenn, je regretterai encore longtemps nos déjeuners en tête à tête à parler de tout ce qui fait la vie.
Sarah, je te remercie d’avoir parcouru avec moi ces trois années. Merci de tous tes conseils (la neuro, je l’aime un peu grâce à toi !), de me faire croire que tout cela peut être simple et de ta générosité.
à Mélanie pour ton aide, à Daphné, Vincent et tous les mickeys pour avoir partagé cette tranche de vie. Je vous souhaite le meilleur pour l’avenir.
à Thomas, Lucile, Elise, Mini-bi, Ophélie, Nico. Vous me manquez, la science est moins drôle sans vous. Longue et belle route à vous, à souvent j’espère !
Un énorme merci aux côpaings bien sûr. Merci de votre patience et de vos encouragements.
Merci de m’écouter vous conter la magie d’une couille de souris sans broncher. Merci à Franck, Frank et Xav’ de m’avoir supporté ces derniers mois. La vie tourangelle est douce et confortable et délicieusement facile grâce à vous. Vous êtes es’trordinaires ! à Dicresc et Alain, pour la fantaisie de la vie à vos côtés.
à Bonob’, pour le bon et le bien. Le milieu n’est pas si loin.
à Laurette. Merci de croire en moi, d’être quelqu’un de bien, de m’écouter et de me comprendre. Ma vie serait bien vide sans toi.
Un immense merci à mes parents et mes frangines pour tout le bien que vous me faites et tout le soutien dont vous m’avez entouré. Vos attentions de tous les instants ces derniers mois m’ont porté plus loin et vos encouragements depuis toujours m’ont mené jusque-là, je vous dois tant.
Résumé
Chez la plupart des êtres vivants, le métabolisme énergétique exerce une influence importante sur la capacité de reproduction. Chez la femelle comme chez le mâle, une chute de la couverture énergétique ou, au contraire, un excès dans l’apport des besoins nutritionnels induisent des modulations des synthèses hormonales et de la production de gamètes viables.
Différents signaux métaboliques, comme le système insuline/IGF-1 ou les adipocytokines, possèdent des récepteurs sur les cellules régulatrices et effectrices régulant la reproduction.
Mais les voies cellulaires activées dans ces cellules sont encore peu étudiées. L’objectif de ce travail était 1) de définir le rôle de l’AMPK, AMP-activated protein kinase, un senseur cellulaire des réserves énergétiques de l’organisme, dans la reproduction chez le mâle ; 2) d’étudier l’implication de mTORC1, mammalian target of rapamycin complex 1, un autre indicateur du métabolisme, dans les cellules du système nerveux central régulant la reproduction.
Un premier travail a étudié et caractérisé les conséquences hypophysaires et testiculaires d’une invalidation du gène codant pour la sous unité catalytique α1 de l’AMPK, sous unité majoritairement exprimée dans le testicule, dans une lignée de souris transgéniques. Chez ces souris α1AMPK-/-, une baisse de la fertilité a été observée, associée à une hyperandrogénie d’origine testiculaire sans modification claire de la structure des gonades. De plus, les spermatozoïdes α1AMPK-/- présentent un défaut de mobilité, un dysfonctionnement des mitochondries qu’ils comportent et une augmentation (x2) des anomalies de leur structure comparés aux mâles contrôles. La deuxième approche de cette étude a consisté à analyser les conséquences d’une exposition in utero à la metformine, un activateur pharmacologique de l’AMPK, sur le développement testiculaire. La metformine a été administré à des souris gestantes durant la première moitié de la gestation. Ce protocole induit une baisse du volume testiculaire des souriceaux exposés et une diminution du nombre de cellules de Sertoli. De plus, la concentration en testostérone intratesticulaire des fœtus issus de mères traitées par la metformine (J17 post coïtum) est diminuée comparé aux fœtus mâles issus de mères non exposées, mais cette baisse n’est plus visible à la naissance.
Dans la deuxième partie de ce travail, notre approche a consisté à inactiver l’expression de la protéine Raptor par ARN interférent dans les cellules adjacentes au troisième ventricule à proximité de l’hypothalamus. Les résultats montrent que l’inactivation de Raptor n’induit pas de modification de la durée moyenne de l’œstrus ni de la durée du cycle œstrien chez les souris injectées avec un lentivirus ciblant la protéine Raptor. Pourtant le nombre moyen de
petits par portée tend à augmenter chez les souris shRaptor d’environ 15%, associé à une hausse de la sécrétion de la FSH et de la folliculogenèse terminale comparés aux souris shcontrôle. Une augmentation de la fréquence d’apparition de kystes ovariens a également été observée chez les souris shRaptor.
En conclusion, ce travail confirme le rôle de l’AMPK dans l’organisation du testicule embryonnaire et dans son fonctionnement chez l’adulte. Il met également en évidence l’implication de mTORC1 dans la régulation centrale de la reproduction. Il semble donc que ces deux complexes protéiques, senseurs cellulaires du métabolisme énergétique, soit important dans la fonctionnalité aussi bien des gonades que de l’axe hypothalamo- hypophysaire.
Mots clés : reproduction, axe gonadotrope, AMPK, metformine, mTORC1.
Résumé en anglais
In most living beings, the energy metabolism exerts an important influence on reproductive capacity. In females as in males, either a drop or an excess of the nutritional supplies induce modulations of the hormonal synthesis as well as the production of viable gametes. Different metabolic signals, such as the insulin/IGF-1 system or adipocytokines, have receptors on regulatory and effector cells regulating reproduction. However the activated signaling pathways in these cells are still poorly studied. Our objective was 1) to define the role of AMPK, the AMP-activated protein kinase, a cell sensor of the energy reserves of the body, in male reproduction. 2) to study the involvement of mTORC1, the mammalian target of rapamycin complex 1, another indicator of metabolism, in the cells of the central nervous system that regulate the reproduction.
A first work has studied and characterized the pituitary and the testis consequences of an α1AMPK deficient mice line, the most expressed catalytic subunit of the AMPK complex in the testis. In α1AMPK-/- mice, we noticed a decrease of fertility, linked with a testicular hyperandrogenia without clear modifications of the gonad's structure. Moreover, α1AMPK-/- spermatozoa are less motile and present structural abnormalities and a decrease in mitochondrial activity compare to the control mice. The second approach of this study was to analyze the consequences of in utero exposure to metformin, a pharmacological activator of AMPK, on the testis embryonic development. Metformin was administered to pregnant mice during the first half of gestation. This protocol induced a decrease in testicular volume on exposed offspring and decreased the number of the Sertoli cells. Moreover, the intratesticular testosterone concentration of fetuses from mothers treated with metformin (J17 post coïtum) is reduced compared to male fetuses from mothers not exposed, but this decrease is not visible at birth.
In the second part of this work, our approach has been to inactivate the Raptor protein expression by interferent RNA in the adjacents cells of the third ventricule, near the hypothalamus. The results show that inactivation of Raptor does not induce changes in the average duration of the estrous or the duration of the estrous cycle in mice injected with a lentiviral vector targeting Raptor. However, the average number of pups per litter tends to increase by about 15 % in shRaptor mice, linked to a rise of the FSH secretion and of the
terminal folliculogenesis. An increase of the ovarian cysts frequency was also observed in shRaptor mice.
In conclusion, this study confirms the role of AMPK in the embryonic and adult testis organization and functionality. It also highlights the involvement of mTORC1 in the central regulation of the reproduction function. Therefore it seems that these two complexes, energetic cellular sensors, are important on the functionality of the gonads and of the hypothalamo-pituitary level.
Keywords: reproduction, gonadotrope axis, AMPK, metformin, mTORC1.
Table des matières
Abréviations
Introduction ... 1
Synthèse bibliographique ... 4
I- Rappel de l’axe hypothalamo-hypophyso-gonadique ... 5
A- Généralités ... 5
B- L’axe hypothalamo-hypophysaire ... 5
C- Fonction gonadique : testicule & spermatogenèse ... 9
D- Fonction gonadique : ovaire & folliculogenèse ... 16
II- Interactions de la fonction de reproduction et du métabolisme énergétique ... 21
A- Chez la femelle ... 21
B- Chez le mâle ... 24
III- L’AMPK, AMP-activated protein kinase ... 29
A- Généralités et structure ... 29
B- Activation et régulation ... 30
C- Actions cellulaires et tissulaires ... 32
• Actions cellulaires ... 32
• Fonctions physiologiques ... 34
IV- mTOR, mammalian target of rapamycin ... 37
A- Généralités et structures des complexes mTORC1 et mTORC2 ... 37
B- Le complexe mTORC1 ... 38
• Activation et régulation ... 38
• Actions cellulaires ... 40
• Fonctions physiologiques ... 41
C- Le complexe mTORC2 ... 43
• Activation et régulation ... 43
• Actions cellulaires ... 43
• Fonctions physiologiques ... 43
V- Etats des lieux du rôle de la voie AMPK/mTOR dans la fonction de reproduction ... 45
A- AMPK & reproduction ... 45
B- mTOR & reproduction ... 54
Objectifs de travail ... 67
Matériels et Méthodes ... 70
Résultats expérimentaux ... 85
Article 1 : L’inhibition de la sous unité α1 de l’AMPK et conséquences sur la fertilité de souris mâles. ... 86
Article 2 : Quelles conséquences sur le développement testiculaire de l’exposition à un activateur de l’AMPK, la metformine, in utero ? ... 108
Article 3 : Baisse de l’expression de mTORC1 dans le système nerveux central et conséquences sur le cycle œstrien chez la souris. ... 127
Discussion générale & perspectives ... 140
Liste des publications et communications ... 152
Liste des figures ... 154
Liste des tableaux ... 156
Liste des annexes ... 157
Bibliographie ... 158
Annexes ... 180
Abréviations
4E-BP1, eIF4E-Binding Protein1 ou eukaryotic translation initiation factor 4E-Binding Protein1
ABP, Androgen Binding Protein ACC, Acétyl-coA Carboxylase
ACTH, Adréno Cortico Trophic Hormone ADN, Acide Désoxyribonucléique
AgRP, Agouti-Related Peptide
AICAR, 5-amino-1-β-D-ribofuranosyl-imidazole-4-carboxamide
Akt, V-Akt Murine Thymona Viral Oncogene Homolog ou Protein Kinase B AMH, Anti Müllerian Hormone
AMP, Adénosine MonoPhosphate
AMPK, AMP-Activated Protein Kinase (ou PRKA) ARC, Noyau Arqué de l’Hypothalamus
ARN, Acide Ribonucléique ATP, Adénosine TriPhosphate Bax, Bcl-2-Associated X protein
CaMKK, CaMK Kinase ou Ca2+ Calmodulin-dependent protein Kinase Kinase CRH, Corticotropin-Releasing Hormone
DEPTOR, DEP domain containing mTOR-interacting protein EGF, Epidermal Growth factor
ERRα, Estrogen-Related Receptor α FGF, Fibroblast Growth Factor FIV, Fécondation in vitro
FKBP12, FK506 (tacrolimus)- Binding Protein 12 kDa FRAP, FKBP12 Rapamycin-Associated Protein
FRB, FKBP12/Rapamycin Binding domain FRET, Förster resonance energy transfer FSH, Follicle-Stimulating Hormone G6Pase, Glucose-6-Phosphatase GH, Growth Hormone
GHRH, Growth-Hormone-Releasing Hormone GLUT, Glucose Transporter
GnRH, Gonadotropin-Releasing Hormone hCG, human Chorionic Gonadotropin
HEAT, Huntingtin, elongation factor 3 (EF3), protein phosphatase 2A (PP2A), and the yeast kinase TOR1
HIF 1α, Hypoxia Inducible Factor 1α IGF-I, Insulin Growth Factor I
IMC, Indice de Masse Corporelle InsL3, Insulin-like 3
IRS-1, Insulin receptor substrate 1 jpc, jour post-coïtum
jpp, jour post- partum LH, Luteinizing Hormone LKB1, Liver Kinase B1
MDCK, Madin-Darby Canine Kidney Epithelial Cells mLST8, mammalian lethal with sec-13 protein 8 (ou GβL)
mSin1, mammalian stress-activated map kinase-interacting protein 1 mTOR, mammalian Target Of Rapamycin (ou FRAP ou RAFT) NPY, Neuropeptide Y
P450scc, cytochrome P450 side-chain cleavage
p70S6K, p70 ribosomal S6 kinase (présente sous deux isoformes S6K1 et S6K2) PCOS, Polycystic Ovarian Syndrome (ou SOPK)
PEPCK, Phosphoénolpyruvate Carboxykinase
PGC-1α, PPARγ coactivator-1α ou peroxysome proliferator activator receptorγ coactivator-1α PGF2α, Prostaglandin F2α
PI3K Phosphatidylinositol-3-kinase
PIKK, PI3K-related Kinase ou Phosphatidylinositol-3-kinase-related Kinase PKCα, Protein Kinase Cα
POMC, Propiomelanocortin
PPARγ, Peroxysome Proliferator Activator Receptor γ PRAS40, Proline-rich Akt Substrate 40 kDa
PRKA, Protein Kinase AMP-Activated PRL, prolactine
protor, protein observed with rictor PTEN, Phosphatas and Tensin homolog
PUMA, p53 Upregulated Modulator of Apoptosis RAFT, Rapamycin and FKBP Target
Raptor, Regulatory associated protein of mTOR Rictor, Rapamycin-insensitive companion of mTOR RISC, RNA-induced silencing complex
ROS, Reactive Oxygen Species SGF, Seminiferous Growth Factor
SGK1, Serum- and Glucocorticoid-induced protein kinase 1 SHBG, Sex hormone-Binding Globulin
SNC, Système Nerveux Central
SOPK, Syndrome des Ovaires Polykystiques (ou PCOS) SREBP1/2, Sterol Regulatory Element-Binding Protein 1/2 StAR, Steroidogenic acute Regulatory protein
Tel2 ou TELO2, Telomere length regulation protein TEL2 homolog TGF, Transforming Growth Factor
TOR, Target Of Rapamycin
TRH, Thyrotropin-releasing Hormone TSC1-TSC2, Tuberous Sclerosis Protein 1-2 TSH, Thydroïd Stimulating Hormone
Tti, Tel2 interacting protein 1
Introduction
Chez la plupart des êtres vivants, le métabolisme énergétique et la reproduction sont deux systèmes intimement liés. En effet, chez les petits ruminants, l’ajout d’un supplément énergétique avant la saison de reproduction permet d’améliorer les performances des mâles comme des femelles. Chez la brebis, cette supplémentation provoque une augmentation du taux d’ovulation et de la taille des portées. Chez les béliers, le poids des testicules et la production de spermatozoïdes sont plus élevés. De même, chez l’homme, une obésité, généralement associée à un diabète non-insulino dépendant, provoque une baisse de la concentration d’androgènes et de la concentration en spermatozoïdes par éjaculat.
Ces différentes observations sous-tendent l’existence d’un dialogue sensible entre la nutrition, le métabolisme énergétique et les trois étages de l’axe hypothalamo-hypophyso- gonadique. Plusieurs messagers du métabolisme ont fait l’objet de travaux depuis ces soixante dernières années afin de déterminer leurs rôles dans cette interface. Divers hormones, comme l’insuline, l’IGF-1 et les adipocytokines sont capables de moduler la fertilité. Mais les mécanismes cellulaires, transmetteurs de cette information métabolique dans les cellules régulatrices et effectrices de la reproduction, sont encore peu connus.
L’AMPK (AMP-activated protein kinase) est un complexe protéique de la cellule, indicateur des réserves énergétiques de l’organisme. Il est activé en cas de déficit énergétique et de stress et permet le maintien de l’homéostasie énergétique. Ce travail de thèse a pour objectif principal d’étudier l’implication de l’AMPK dans la fonction de reproduction chez la souris mâle.
Nous nous sommes également intéressés à un autre senseur énergétique, le complexe mTORC1 (mammalian target of rapamycin complex 1) et à son rôle dans la régulation centrale de la reproduction. A l’inverse de l’AMPK, ce complexe est activé par des signaux favorables à la croissance cellulaire.
L’étude bibliographique développée dans la première partie de ce travail se structure autour d’une description concise de la physiologie de la reproduction et de l’exposition de quelques exemples de dysfonctionnements du métabolisme énergétique associés à des dérégulations de l’axe hypothalamo-hypophyso-gonadique. La régulation et les fonctions cellulaires de l’AMPK ainsi que des complexes mTORC sont ensuite brièvement développées. Enfin, les implications connues de l’AMPK et de mTOR dans les organes régulant la fonction de reproduction sont exposées.
Les résultats expérimentaux de ce travail sont rapportés dans la seconde partie sous la forme de trois articles puis la dernière partie tire les conclusions des résultats obtenus et analyse les perspectives découlant de ce travail.
Synthèse bibliographique
I- Rappel de l’axe hypothalamo-hypophyso-gonadique
A- Généralités
La fonction de reproduction sert à assurer la formation et la libération de gamètes viables afin de permettre la conception d’un embryon. La production de gamètes femelles, les ovocytes, et de gamètes mâles, les spermatozoïdes, par les gonades est sous le contrôle du système nerveux central, précisément de l’hypothalamus, ainsi que de l’hypophyse, glande endocrine située sous le cerveau.
La production de gamètes est donc régulée par l’hypothalamus et l’hypophyse qui intègrent différentes informations de l’organisme et de l’environnement. Par la sécrétion de GnRH, l’hypothalamus induit la sécrétion des hormones gonadotropes (la LH pour hormone lutéinisante et la FSH pour hormone folliculo-stimulante) par l’hypophyse. Ces deux hormones contrôlent le fonctionnement gonadique et leur synthèse de stéroïdes sexuels. Ceux- ci, via la circulation générale, induisent un rétrocontrôle négatif ou positif sur l’étage central (hypothalamus et hypophyse) et leurs sécrétions.
B- L’axe hypothalamo-hypophysaire
L’hypothalamus est situé à la base du troisième ventricule, délimité par le chiasma optique et les corps mamillaires (Fig.1). Il est constitué de noyaux regroupant des groupes de neurones et de fibres qui étendent leurs axones jusqu’au système porte dans l’éminence médiane et régulent le fonctionnement hypophysaire en relargant différentes neurohormones : la TRH (Thyrotropin-releasing hormone), la CRH (Corticotropin-releasing hormone), la GHRH (Growth hormone-releasing hormone) et la GnRH (Gonadotropin-releasing hormone).
L’hypothalamus est également la région du cerveau qui contrôle la prise alimentaire et la thermorégulation d’un organisme.
Figure 1 : organisation de l’hypothalamus dans le cerveau humain et murin.
En haut à gauche, schéma d’une coupe sagittale d’un cerveau humain. En haut à droite, représentation agrandie du rectangle de gauche : organisation des noyaux hypothalamiques (en vert), délimités par la commissure antérieure (CA), le chiasma optique (Ch) et les corps mamillaires (CM). L’hypothalamus est organisé (dans le sens antéro-postérieur) en : noyau préoptique médian (NPOM), noyau paraventriculaire (NPV), hypothalamus antérieur (HA) puis viennent l’hypothalamus dorsomédian (HDM) et l’hypothalamus ventro- médian (HVM). L’hypophyse (Hyp) est reliée à l’hypothalamus par l’éminence médiane (EM) et la tige pituitaire. En bas à gauche, schéma d’une coupe sagittale d’un cerveau de souris. En bas à droite, coupe frontale correspondant à la marque de gauche, au niveau du noyau arqué (ArcD et ArcL) de l’hypothalamus, - 1,70 par rapport au bregma. L’agrandissement montre les noyaux hypothalamiques dorso-médian (DM) et ventro-médian dorso (VMHDM)-centraux (VMHC) et ventro-latéraux (VMHVL), le noyau arqué (dorso et latéral) et l’éminence médiane (ME) bordant le troisième ventricule (3V). D’après Thibault et al., 2001 et Paxinos et al., 2001.
Les neurones à GnRH sont situés dans l’hypothalamus médio-basal (chez les primates) et dans l’aire préoptique (non primates). Leurs axones se terminent dans l’éminence médiane, un organe neurohémal, dans la partie postérieure de la base du troisième ventricule. La GnRH est un décapeptide qui stimule la sécrétion de la LH et de la FSH par l’hypophyse. La sécrétion de la GnRH intègre un grand nombre de messages parvenant de l’organisme via différentes afférences du système nerveux central (SNC) : les informations propres à la fonction de
reproduction mais également les composantes endogènes et exogènes Ainsi, les neurones à GnRH sont régulés, entre autres, par les neurones à kisspeptide, (relais du rétrocontrôle des stéroïdes sexuels), par les neurones à NPY (neuropeptide Y, peptide aux effets orexigènes), à AgRP (Agouti-related peptid, peptide aux effets orexigènes) et à POMC (proopiomelanocortin, peptide aux effets anorexigènes). Les neurones à NPY, AgRP, POMC et kisspeptide présentent des récepteurs à la leptine, hormone sécrétée par le tissu adipeux indispensable à la fertilité d’un individu. Ces neurones sont interconnectés entre eux, permettant une régulation fine et une interaction centrale de l’état physiologique et nutritionnel de l’organisme sur la sécrétion de GnRH (Fig.2). De même, l’hypothalamus est le centre intégrateur d’autres messagers du métabolisme énergétique (insuline, ghréline-sécrétée par l’estomac-, glucose, acides gras, acides aminés) mais également de facteurs extérieurs (photopériode, température, interactions sociales, disponibilité des aliments).
Ce peptide est sécrété dans les capillaires du système porte de manière pulsatile, et les variations de sa fréquence vont moduler la fonction hypophysaire et privilégier la synthèse de la LH ou de FSH Chez la femelle, sa sécrétion varie selon le cycle œstrien, la grossesse ou l’allaitement. Chez le mâle, la GnRH présente un profil de sécrétion constant.
Figure 2 : schéma des régulations des neurones à GnRH par les stéroïdes, les neurones à kisspeptide, à NPY, à AgRP, à POMC et par la leptine chez les rongeurs.
ARC : noyau arqué de l’hypothalamus, AVPV : noyau antéroventral périventriculaire ou aire préoptique
Le troisième ventricule est bordé par des cellules épendymaires, les tanycytes (Fig.3). Ces cellules sont impliqués dans les interactions cellulaires des neurones à GnRH dans l’éminence médiane mais également dans le relargage de cette neurohormone dans le système porte (pour revue : Prevot et al., 2010).
Figure 3 : identification des cellules tanycytaires par immunofluorescence sur des coupes frontales de cerveau de souris.
A, les corps cellulaires des tanycytes (vimentine positifs en rouge) et leurs projections sont visibles dans la partie basale de la bordure du troisième ventricule (3V) à proximité du noyau ventro-médian (VMH) et du noyau arqué (ARH) de l’hypothalamus et très représentés dans l’éminence médiane. B, sous le troisième ventricule (3V), les vaisseaux du système porte (MECA 32 positifs en bleu, marqués d’un astérisque) s’organisent dans l’éminence médiane (ME). C et D, les tanycytes (flèches blanches) sont connectés aux vaisseaux du système porte (astérisque). D’après Mullier et al., 2010.
Sous l’hypothalamus, l’éminence médiane et la tige hypophysaire (ou système porte) permettent de faire le lien entre le cerveau et l’hypophyse. L’hypophyse est une glande endocrine, constituée de l’adénohypophyse et de la neurohypophyse.
La neurohypophyse est un ensemble de neurones « sécréteurs », le prolongement de ces axones permet la libération de l’ocytocine et de la vasopressine. L’adénohypophyse secrète, en plus de la LH et de la FSH, les hormones suivantes : ACTH (Adrenocorticotropic hormone, ou hormone corticotrope), TSH (Thyroid-stimulating hormone), la prolactine (PRL) et l’hormone de croissance (GH, Growth hormone). Les cellules gonadotropes représentent 10 à 15% de l’adénohypophyse, elles possèdent des récepteurs à la GnRH à leur surface. La LH
et la FSH possèdent une sous unité α commune et une sous unité β qui leur est spécifique. La sensibilité de ces deux hormones à l’expression de la GnRH est différente. L’usage d’antagonistes à la GnRH induit une diminution plus lente de la libération de la FSH contrairement à la LH qui est sévèrement réduite. Ainsi, une fréquence de stimulation rapide de la GnRH privilégiera la synthèse de la sous unité β de la LH et son relargage, au contraire de fréquences plus lentes qui entraîneront la synthèse et le relargage de la FSH.
Ces hormones hypophysaires rejoignent la circulation périphérique et vont agir au niveau des gonades puisque ce sont quasiment les seuls cellules possédant des récepteurs spécifiques de ces deux gonadotropines à leur surface (leurs cibles et leurs actions sont détaillées dans les parties I-C et I-D).
C- Fonction gonadique : testicule & spermatogenèse
Le testicule est le lieu de production des gamètes mâles. Il s’organise en tubes séminifères, unité de production des spermatozoïdes, dont l’ensemble des tubes converge vers le Rete testis (Fig.4). Cette structure se prolonge en canaux efférents puis en épididyme. Le transit épididymaire est primordial pour la maturation des spermatozoïdes, ils y acquièrent motilité et pouvoir fécondant. Les gamètes rejoignent ensuite le système urinaire par le canal déférent.
Les tubes séminifères sont constitués des cellules de Sertoli, elles entourent les cellules germinales pendant toute la méiose et synchronisent la spermatogenèse de manière centripète (de la périphérie vers la lumière au centre du tube). Entre les tubes séminifères, dans le tissu interstitiel, on trouve les capillaires sanguins et les cellules du système immunitaire ainsi que les cellules de Leydig qui s’organisent en ilots (Fig. 4).
Figure 4 :
organisation du testicule.
A gauche, schéma d’une coupe de testicule et de la tête de l’épididyme. A droite, photo d’une coupe transversale de testicule mettant en évidence les tubes séminifères et le tissu interstitiel. D’après Thibault et al., 2001.
Les cellules de Sertoli sont des cellules importantes à la spermatogenèse : ce sont les cellules nourricières et protectrices des cellules germinales, elles structurent les tubes séminifères et sécrètent des molécules régulant la spermatogenèse.
Permettant l’organisation spatiale des tubes séminifères, elles s’organisent les unes à côté des autres et, de par leur structure pyramidale polarisée, forme l’ossature du tube (Fig. 5).
Elles sont déterminées à leur base par une lame basale et au pôle apical, par la lumière du tube séminifère. Deux zones sont définies : un compartiment basal où sont retrouvées les cellules germinales souches (spermatogonies) et les spermatocytes jusqu’au stade préleptotène (début de méiose), et une région centrale ou adluminale où les spermatocytes en cours de méiose et les spermatides se différencient en spermatozoïdes (Fig.6). Ces deux compartiments sont délimités par un ensemble de jonctions serrées entre les cellules de Sertoli qui forme la barrière hématotesticulaire. Cette structure permet de protéger les gamètes en formation des infections virales ou bactériennes et du système immunitaire de l’individu. En plus de cette barrière, il existe des liaisons entre les cellules de Sertoli et les cellules germinales permettant à celles-ci de migrer dans l’épithélium du tube séminifère. Ces interactions seront également importantes pour le modelage du noyau et de la pièce intermédiaire de la spermatide allongée (Fig.6).
Figure 5: photo d’une coupe d’un tube séminifère et représentation associée.
D’après Borg et al., 2010
Figure 6:
représentation schématique de la migration des cellules germinales et de la barrière hématotesticulaire (BTB).
D’après Wagner et al., 2008.
Les cellules de Sertoli définissent donc l’arrangement et la dynamique de la spermatogenèse. Leur fonctionnement est régulé par la FSH et elles participent aux régulations paracrines et hormonales de la méiose. En effet, ces cellules synthétisent plusieurs molécules dont:
• l’inhibine et l’activine qui contrôlent la sécrétion de FSH par l’hypophyse (rétrocontrôle négatif et positif), la stéroïdogenèse et l’entrée en méiose des gamètes
• des protéines de transport telles que l’Androgen binding protein (ABP) et la transferrine
• des facteurs de croissance comme l’Insulin Growth Factor 1 (IGF-1), les Transforming growth factor (TGF) α et β, les Fibroblast growth factor (FGF)
• l’Anti Müllerian Hormone (AMH) durant l’embryogenèse permettant la régression du tractus génital femelle
• des substances nutritives nécessaires aux cellules germinales : le pyruvate et le lactate
Les cellules de Leydig se trouvent à l’extérieur du tube séminifère, groupées en ilots autour des capillaires sanguins. Elles synthétisent et libèrent la testostérone dès l’embryogenèse.
Elles sont à l’origine de 95% de la testostérone plasmatique, le restant provenant de la synthèse surrénalienne ou d’une conversion périphérique de l’androsténedione. Les cellules de Leydig et leur synthèse d’androgènes sont stimulées par la LH (et par l’hCG lors du développement embryonnaire) et la testostérone induit un rétrocontrôle négatif au niveau de l’axe hypothalamo-hypophysaire sur les sécrétions de la GnRH et des hormones gonadotropes
(LH et FSH). La testostérone est une hormone indispensable à la mise en place et au maintien de la spermatogenèse. En effet, deux périodes de sécrétion de cette hormone sont distinguées : durant l’embryogenèse puis à la puberté.
Organogenèse du testicule
La première étape de l’organogenèse testiculaire est marquée par la différenciation du blastème gonadique en cellules de Sertoli, cellules de soutien des futurs gonocytes. Elles s’organisent par des jonctions adhérentes et englobent les cellules germinales primordiales, reposant sur une lame basale: ce sont les cordons séminifères qui s’organisent. Cette unité de structure donnera le futur tube séminifère à la puberté. La différenciation de ces cordons se fait à 12 jours post-coïtum (jpc) chez la souris et à 6 semaines de gestation chez l’humain. A la suite, les cellules de Leydig fœtales commencent à synthétiser la testostérone, hormone primordiale à la masculinisation de l’appareil reproducteur. Durant l’embryogenèse, sa concentration testiculaire est maximale entre le 13e et le 14e jpc chez la souris et entre la 8e et la 12e semaine de gestation chez l’humain (Fig.7)
Figure 7 : courbes représentatives de l’évolution du nombre de cellules de Leydig et des taux testiculaire et plasmatique de testostérone chez le fœtus humain.
D’après Rouiller-Fabre et al., 2008.
Autour de 14 jpc chez la souris et de la 7e semaine de gestation chez l’humain, les cellules de Sertoli commencent à synthétiser l’AMH. Cette molécule permet la régression des canaux de Müller (ébauche du tractus génital femelle). Les canaux de Wolff se différencient en épididyme, en canaux déférents et en vésicules séminales sous influence de la testostérone (Tableau1).
Evènements Souris (en jpc) Humain (en semaines de gestation)
Différenciation des cellules de Sertoli et mise en place des cordons séminifères
12 6
Synthèse d’AMH par les cellules de Sertoli 14 7
Différenciation des cellules de Leydig 13 8
Pic de la synthèse de testostérone testiculaire par les cellules de Leydig
13-14 8-12
Synthèse de testostérone par l’embryon De 11,5 à après la naissance De 8 à 37 Régression des canaux de Müller sous
l’influence de l’AMH
14 8
Masculinisation des organes génitaux externes sous l’effet de la testostérone
16 9-10
Tableau 1 : chronologie de la différenciation du tractus génital mâle chez la souris et l’humain.
D’après Rouiller-Fabre et al., 2008 et Thibault et al., 2001.
Ainsi la mise en place du tractus génital mâle est dépendante de ces deux hormones testiculaires : l’AMH et la testostérone, et leur présence est indispensable durant cette fenêtre de sensibilité au cours du développement testiculaire. En effet, dès 1947, A. Jost démontre l’action de la testostérone dans le maintien des canaux de Wolff et la présence d’une autre hormone (maintenant identifiée comme l’AMH) présente dans le testicule pour entrainer la régression des canaux de Müller chez un fœtus femelle de lapin (Fig8).
Figure 8: schéma des expériences de Jost A.
A gauche, quel que soit le sexe génétique, le retrait des gonades avant la différenciation induit un tractus génital féminin. Au centre, la greffe d’un testicule chez un fœtus femelle induit un tractus de type masculin
(régression du canal de Müller du côté de la greffe-en pointillés- et maintien des canaux de Wolff). A droite, la présence de testostérone n’induit que le maintien des canaux de Wolff (faute de la présence d’AMH, les canaux de Müller se maintiennent). D’après Thibault et al., 2001 et Jost 1991.
Plus récemment, Welsh et coll. mettent en évidence l’existence d’une fenêtre de sensibilité du tractus génital à la testostérone. L’inhibition de la testostérone synthétisée par les cellules de Leydig embryonnaires induit des défauts du développement de l’appareil reproducteur mâle (cryptorchidie et hypospadias) (Welsh et al., 2008). Les canaux de Müller perdent eux leur sensibilité à l’AMH dès 15jpc chez la souris et après la 8e semaine de gestation chez le fœtus humain.
À la puberté, la spermatogenèse est mise en place : elle permet la production et la différenciation de spermatozoïdes à partir de spermatogonies souches. Ce processus est divisé en quatre étapes clés : 1) la spermatogoniogenèse. Les spermatogonies de type A, se situant à la base des tubes séminifères, se divisent régulièrement permettant le maintien du stock de cellules souches et la production régulièrement de spermatogonies de type B. 2) La différenciation. La méiose permet la division d’un spermatocyte I (issu d’une spermatogonie de type B) en deux spermatocytes II (=division réductionnelle), puis ceux-ci en deux spermatides (=division équationnelle/haploïdie). 3) La spermiogenèse : les spermatides se différencient en spermatozoïdes. Plusieurs modifications morphologiques permettent d’aboutir à de petites cellules allongées. Les grandes étapes sont :
• la réorganisation et la compaction du noyau : la chromatine se condense.
• l’élimination du cytoplasme : une grande partie inutile est phagocytée par la cellule de Sertoli sous la forme d’un corps résiduel.
• le développement de l’acrosome : les vésicules golgiennes migrent à proximité du noyau, du côté basal du tube séminifère permettant d’orienter le futur spermatozoïde, et forment ainsi un sac lysosomal indispensable.
• l’extension du flagelle : à partir du centriole distal, au pôle opposé du système acrosomique, se développent et s’organisent neuf doublets de microtubules périphériques autour d’un doublé de microtubules central. Les mitochondries se regroupent autour délimitant ainsi la pièce intermédiaire à la base de la tête du spermatozoïde. (Fig.9)
4) La spermiation, c'est-à-dire le relargage des spermatozoïdes dans la lumière du tube séminifère. Le cycle de la spermatogenèse est défini comme la succession chronologique des différents stades de maturation d’une génération de cellules germinales, en un point fixe du tube. Cette durée est constante pour une espèce : elle est de 74 jours chez l’homme et de 35 jours chez la souris.
Figure 9: photo en microscopie électronique à transmission de l’ultrastructure d’un spermatozoïde épididymaire de souris.
Les trois principales parties sont visibles à droite : la tête, la pièce intermédiaire et le flagelle. A gauche, le détail de la tête et de la pièce intermédiaire permet d’observer l’acrosome, le noyau compacté et la gaine de mitochondries. A droite, à la jonction de la tête et de la pièce intermédiaire, un résidu du cytoplasme, ou gouttelette cytoplasmique, est encore visible. D’après Yan et al., 2009.
Les cellules de Sertoli et de Leydig sont sous la dépendance des sécrétions gonadotropes.
En effet, une hypophysectomie induit un arrêt de la production de spermatozoïdes, et l’injection de testostérone à ces animaux est inefficace pour rétablir la spermatogenèse (sauf chez le rat où le rendement sera tout de même diminué). La FSH régule la synthèse d’un grand nombre de molécules par les cellules de Sertoli. La LH contrôle la synthèse de testostérone. En retour, celle-ci agit sur l’hypothalamus et sur l’hypophyse pour freiner la synthèse des hormones gonadotropes et la sécrétion de la GnRH. De même, les cellules de Sertoli agissent négativement sur l’étage central via la sécrétion d’inhibine et positivement par la synthèse d’activine.
D- Fonction gonadique : ovaire & folliculogenèse
L'ovaire est le lieu de production d'ovocytes, aptes à être fécondés. C'est une structure formée d'une médulla centrale où sont disposés les nerfs et les vaisseaux lymphatiques et sanguins, et à l'extérieur, d'un cortex renfermant les follicules en croissance (Fig.10).
Figure 10:
représentation
schématique de l’ovaire humain.
D’après Thibault et al., 2001
Un follicule est une structure évolutive où mature un ovocyte (la cellule germinale) entouré de cellules somatiques. Il existe différents stades évolutifs de ce follicule (Fig.11):
• le follicule primordial, renfermant l'ovocyte entouré d'une couche aplatie de cellules de la granulosa.
• le follicule intermédiaire puis le follicule primaire, dont la couche de cellules de la granulosa est cuboïdale.
• le follicule secondaire où une deuxième couche de cellules cuboïdales est visible. Une autre assise de cellules, la thèque interne, se distingue à l'extérieur du follicule et la zone pellucide (enveloppe glycoprotéique) se forme autour de l'ovocyte. Puis les cellules de la granulosa accélèrent leur mitose pour former plusieurs couches autour de l’ovocyte, c’est le follicule préantral.
• Le follicule tertiaire ou follicule à antrum est également appelé follicule préovulatoire quand il est prêt à ovuler. Les cellules de la granulosa se différencient et se multiplient intensément et une cavité est observable dans cet amas cellulaire: l'antrum, rempli du liquide folliculaire. Une lame basale s'est développée entre les cellules de la granulosa et les cellules de la thèque, qui se sont différenciées en thèque interne et thèque externe.
Figure 11: représentation de follicules en croissance.
A, Follicule primordial entouré d’une couche de cellules de la granulosa aplaties. B, Follicule primaire, les cellules de la thèque se mettent en place. C, Follicule secondaire, les cellules de la granulosa sont cuboïdales et les cellules de la thèque sont en place. D, Follicule préantral, les cellules de la granulosa se sont multipliées ainsi que les cellules de la thèque. E, Coupe histologique d’un follicule à antrum félin (échelle=70µ m). D’après Nilsson et al., 2001 et Reynaud et al., 2003.
Chez les mammifères, durant la vie embryonnaire, les ovogonies se multiplient rapidement puis entrent en prophase méiotique, enchainant les stades leptotène, zygotène, pachytène et s'arrêtent au stade diplotène. Cette phase de l’ovogenèse commence, chez la souris, à 13-14 jpc et chez la femme à 9 semaines post conception pour s’achever quelques jours/semaines plus tard lorsque la folliculogenèse se met en place. La méiose ne reprendra qu’au moment de l’ovulation lorsque l’ovocyte sera expulsé du follicule.
La folliculogenèse est « la succession des différentes étapes du développement du follicule : du stade primordial jusqu'au follicule pré-ovulatoire et à sa rupture ou lors de son involution (atrésie folliculaire) qui touche 99% des follicules. Elle s’effectue en continu à partir d’un stock estimé de 400 000 ovocytes bloqués en prophase de méiose I chez la femme à la naissance (pour revue : Monget et al., 2012).
Deux phases sont distinguées:
• La croissance folliculaire basale correspond à la croissance lente et continue des follicules primordiaux vers le stade secondaire. Elle se met en place durant la vie embryonnaire chez la femme (14 semaines post conception) et à la naissance chez la souris (3 jours post natal), et se poursuivra jusqu’à la ménopause qui sera marquée par l’épuisement du stock de follicules primordiaux.
Chez les souris invalidées pour la sous unité β de la FSH ou pour son récepteur (Kumar et al., 1997 ; Abel et al., 2000 ; Dierich et al., 1998), la folliculogenèse se déroule normalement jusqu’au stade préantral. Cette croissance folliculaire basale n’est donc pas dépendante des gonadotropines. Pourtant les cellules de la granulosa de ces follicules présentent déjà à leur
surface des récepteurs à la FSH qui pourraient jouer un rôle dans la multiplication de ces cellules. A partir de la mise en place de la folliculogenèse, tous les jours, des follicules primordiaux, intermédiaires et les plus petits primaires quittent la réserve folliculaire (qui représente 95% des follicules présents dans un ovaire) et entrent en croissance.
• La croissance folliculaire terminale est caractérisée par la dépendance des follicules aux gonadotropines d’origine hypophysaire (FSH puis LH). Les cellules de la granulosa présentent des récepteurs à la FSH à leur surface et les cellules de la thèque interne des récepteurs à la LH. Cette dépendance apparaît chez les follicules de 200µm chez la souris et de 2 mm chez la femme. Pendant cette période, une cohorte de follicules recrutés va croître et mâturer : le volume de l’antrum s’agrandit et la mitose des cellules de la granulosa décroit, la vascularisation est augmentée et les cellules somatiques (de la granulosa et de la thèque) se différencient en cellules stéroïdogènes.
Ce recrutement est dépendant de la sensibilité à la FSH des follicules recrutés. La FSH va induire l’augmentation de l’expression de gènes impliqués dans la production de stéroïdes comme CYP19 (aromatase), CYP11A1 (dit P450scc), CYP17 et de la protéine StAR qui transporte le cholestérol dans la mitochondrie. Ainsi, à partir de cette phase de recrutement, la maturation synchrone des cellules somatiques du
follicule permet la synthèse d’androgènes par la thèque, aromatisés en oestradiol par la granulosa (Fig.12).
Figure 12: stéroïdogenèse.
A gauche, la voie de synthèse des stéroïdes et des enzymes associées. A droite, schéma de la coopération entre cellules de la thèque produisant les androgènes, aromatisés ensuite dans les cellules de la granulosa en œstrogènes. D’après Williams CJ sur www.endotext.org.
Durant cette phase, la FSH va également stimuler la production d’inhibine par les cellules
de la granulosa et augmenter la biodisponibilité de l’IGF-I (insulin-like growth factor I).
L’IGF-I augmente la sensibilité des cellules du follicule à la FSH et permet d’accroitre la taille de la cohorte de follicules recrutés, et l’inhibine, tout comme l’oestradiol, induit un rétrocontrôle négatif sur l’hypophyse, diminuant ainsi le taux de FSH plasmatique. Cette réduction de la concentration de FSH marque l’étape de sélection du/des follicules destiné(s) à être ovulé(s). L’hypothèse courante pour expliquer ce phénomène est que seul(s) le/les follicules le(s) plus sensibles à la FSH (donc les plus différenciés) vont pouvoir être stimulé(s) par la FSH malgré cette baisse, les plus petits follicules quant à eux vont régresser par atrésie.
Cette sélection est suivie par une phase de dominance des follicules destinés à être ovulés.
Cette dominance est caractérisée par l’apparition de récepteurs à la LH en surface des cellules de la granulosa et par une augmentation de la biodisponibilité de l’IGF-I qui sensibilise les cellules de la thèque et de la granulosa à la LH et la FSH. Ceci entraîne une augmentation des sécrétions d’oestradiol et d’inhibine. Cette nouvelle élévation de l’oestradiol plasmatique déclenche « la décharge ovulante » de gonadotropines qui va induire l’ovulation, c'est à dire la rupture du follicule et la libération de l’ovocyte et des quelques cellules de la granulosa qui l’entourent (le cumulus oophorus). Elle se produit 12-13 heures après le pic de LH/FSH chez la souris et 35 heures après chez la femme.
La méiose reprend lors de l’ovulation. L’ovocyte, pendant les quelques heures qui séparent la décharge ovulante de son expulsion, finit la première division méiotique et commence la deuxième, se bloquant en métaphase II (expulsion d’un globule polaire et alignement des n chromosomes à 2 chromatides). Cette méiose ne sera achevée que s’il y a fécondation de l’ovocyte.
Les cellules de la granulosa et de la thèque du/des ovocyte(s) ovulé(s) dégénèrent en cellules lutéales et forment un corps jaune qui est une structure stéroïdogène indispensable pour le maintien de la gestation. Ces cellules sécrètent massivement de la progestérone sous l’action de la LH, marquant ainsi la phase lutéale du cycle œstrien. S’il n’y a pas de fécondation suite à l’ovulation, la lutéolyse (régression du corps jaune) est induite par la synthèse de prostaglandine F2α (PGF2α) par l’endomètre.
La chute du taux de progestérone parallèlement à la régression du corps jaune lève le rétrocontrôle négatif que subissait l’hypophyse. La sécrétion de FSH ré-augmente graduellement réinitialisant la croissance des follicules, un nouveau cycle commence.
Chez la souris, un frottis vaginal quotidien permet de distinguer les différents stades du cycle œstrien (Fig.13) :
• le prœstrus (ou la phase de croissance folliculaire) est caractérisé par la présence de petites cellules épithéliales rondes et polynucléées (Fig. 13A).
• A l’œstrus (ou à l’ovulation), des cellules épithéliales cornifiées regroupées sont observées (Fig. 13B).
• Durant le diœstrus (ou durant la phase lutéale du cycle), de nombreux lymphocytes sont visibles. Selon la terminologie, cette phase peut parfois être divisée en métaœstrus et diœstrus (Fig. 13C et D).
Figure 13: populations cellulaires dominantes et observations correspondantes des différents stades du cycle œstrien de la souris : A) prœstrus B) œstrus C) métaœstrus D) diœstrus.
D’après Byers et al., 2012.
