RECHERCHE DES ENTEROBACTERIES PATHOGENES DANS LES ECHANTILLONS DE SELLES DESTINES A L’EXAMEN PARASITOLOGIQUE

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Réalisé et soutenu par Amiratou-Laye A. AMADOU Page 1

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MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

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UNIVERSITE D’ABOMEY CALAVI

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ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY CALAVI

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DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE

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OPTION : ANALYSES BIOMEDICALES

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RAPPORT DE STAGE DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE

Présenté et soutenu par :

Amiratou-Laye A.AMADOU Sous la direction de :

Ce 29 Décembre à 15h devant le jury composé de : Président: Prof. Honoré S. BANKOLE

Membres: Docteur ATCHADE S. Pascal Docteur DOUGNON Victorien

Tuteur : Superviseur :

Mr. François DEHOUMON Prof. Honoré S. BANKOLE

Technicien supérieur de laboratoire Microbiologiste

CHUDO-P Maître de Conférences des Universités

EPAC/ UAC

Année Académique 2015-2016 9^ème promotion

RECHERCHE DES ENTEROBACTERIES PATHOGENES DANS LES

ECHANTILLONS DE SELLES DESTINES A L’EXAMEN PARASITOLOGIQUE

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REPUBLIQUE DU BENIN

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MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI

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ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI

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DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE

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DIRECTEUR : Professeur Mohamed SOUMANOU

DIRECTEUR ADJOINT : Professeur Clément AHOUANNOU

CHEF DE DEPARTEMENT : Docteur Pascal S. ATCHADE

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ENSEIGNANTS PERMANENTS

N° Noms et Prénoms Matières enseignées

1- AHOYO Théodora Angèle Microbiologie générale/ Microbiologie Médicale

2- AKPOVI D. Casimir Biologie Cellulaire/ Physiologie Humaine/

Biochimie Clinique

3- ANAGO Eugénie Biochimie Structurale/ Biochimie Métabolique/

Biologie Moléculaire

4- ATCHADE Pascal Parasitologie générale/ Parasitologie Médicale 5- BANKOLE Honoré Bactériologie/ Virologie

6- DOUGNON Victorien Microbiologie générale/ Microbiologie Médicale/ Méthodologie de recherche/

7- LOKO Fréderic Biochimie clinique

8- LOKOSSOU Gatien Immunologie/ Immuno-Pathologie

9- LOZES Evelyne Immunologie/ Immuno-Pathologie/

Equipements Biomédicaux

10- SEGBO A. G. Julien Biochimie Métabolique/ Biochimie Moléculaire

11- YOVO K. S. Paulin Pharmacologie/ Toxicologie

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ENSEIGNANTS VACATAIRES

N° Noms et Prénoms Matières enseignées 1- ABLEY Sylvestre Déontologie Médicale

2- ADOMOU Alain Physique

3- AGBANGLA Clément Génétique Moléculaire

4- AGOUA Jean Informatique

5- AKAKPO B. Huguette Education Physique et Sportive 6- AKOGBETO Martin Entomologie Médicale

7- ALITONOU Alain Guy Chimie Générale/Chimie Organique 8- ANAGONOU Sylvère Education Physique et Sportive 9- AVLESSI Félicien Chimie Générale/ Chimie Organique 10- DARBOUX Raphael Histologie Appliquée

11- DESSOUASSI Noel Biophysique

12- DOSSEVI Lordson Techniques instrumentales

13- DOSSOU Cyriaque Techniques d’Expression et Méthodes de Communication

14- HOUNNON Hyppolite Mathématiques

15- HOUNSOSSOU Hubert Biostatistique et Epidémiologie 16- LALLY Armel Législation et Droit du Travail 17- MASSOULOKONON Vincent Histologie Générale

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Réalisé et soutenu par Amiratou-Laye A. AMADOU Page iii 19- SECLONDE Hospice Transfusion Sanguine

20- SENOU Maximin Histologie appliquée

21- TOPANOU Adolphe Hématologie/ Hémostase et pharmacologie

22- SOEDE Casimir Anglais

23- TOHOYESSOU Zoe Soins infirmiers

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DEDICACE

À tous les scientifiques qui œuvrent pour le bien-être des populations.

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Je témoigne ma gratitude et ma profonde reconnaissance à tous ceux qui de loin ou de près ont participé à la présente œuvre :

 A Allah le Tout Miséricordieux Pour avoir veiller sur moi durant tout mon cursus, durant tout ce travail et sans qui ce travail n’aurait jamais été possible.

 A mon père EL Hadji Fatai AMADOU et à ma mère EL Hadja Affoussath AMINOU pour qu’ils y voient la consécration de tous les efforts consentis à mon égard. Qu’Allah veille sur vous et vous permet de jouir des fruits de vos efforts.

 Au Professeur Honoré BANKOLE, pour avoir accepté superviser ce travail et pour m’avoir accompagné tout au long de cette expérience professionnelle avec beaucoup de patience et de pédagogie. Malgré vos multiples occupations, vous avez accepté veiller sur ce travail. Votre esprit de synthèse a été précieux dans l’élaboration de ce travail. Que Dieu vous prête longue vie !

 A Mr François DEHOUMON, merci de m’avoir encadré durant mon stage effectué dans les locaux du laboratoire du Centre Hospitalière Universitaire Départementale de l’Ouémé-Plateau.

 A tout le personnel du laboratoire, pour tout votre soutien et vos précieux conseils.

 A Mesdames Ella QUENUM et Rafath SALAOU, merci pour tout ce que vous avez fait pour moi durant ce stage.

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 Aux autorités et enseignants de l’Ecole Polytechnique d’Abomey Calavi recevez ici l’expression de ma profonde gratitude pour la qualité de la formation.

 A tous mes camarades de promotion merci pour les moments passés ensemble puisse Dieu nous unissent d’avantage.

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 A son Excellence, le Président du Jury

En acceptant de présider mon jury de soutenance de rapport de fin de formation, vous me faite un grand honneur. Par vos observations, j’espère améliorer ce travail. Je vous prie de croire en l’expression de mon profond respect.

 Aux Honorables Membres du Jury

Je suis très heureuse de vous avoir dans notre Jury. Vos remarques sont indispensables à ce travail. Hommages respectueux.

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LISTE DES TABLEAUX

Tableaux Pages

Tableau I : Répartition des échantillons de selles en fonction du sexe des patients.

19 Tableau II : Répartition de la population d’étude en fonction des tranches

d’âges.

20

Tableau III : Répartition des patients selon qu’ils sont instruits ou pas. ²¹ Tableau IV : Répartition des patients en fontion des plaintes. ²¹ Tableau V : Répartition des échantillons de selles en fonction de la

consistance.

22

Tableau VI : Répartition des échantillons de selles en fonction de la présence de leucocytes.

23

Tableau VII : Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de l’examen parasitologique.

24

Tableau VIII: Répartition des échantillons de selles en fonction des tranches d’ages et du résultat de l’examen parasitologique.

25

Tableau IX : Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de l’examen parasitologique et du sexe des patients.

26

Tableau X : Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de l’examen parasitologique et des plaintes des patients.

27

Tableau XI :Repartition des échantillons de selles en fonction du résultat de l’examen parasitologique et selon que les patients soit instuits ou non.

28

Tableau XII : Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de la coproculture.

29

Tableau XIII : Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de la coproculture et des tranches d’ages.

30

Tableau XIV : Répartition des échantillons de selles en fonction des

résultats de la coproculture et selon que les patients sont instruits ou non.

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Tableau XV : Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de la coproculture et du résultat de l’examen parasitologique

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SOMMAIRE

INTRODUCTION……….P1 CHAPITRE I: SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE………..P3 CHAPITRE II: MATERIEL ET METHODES………P10 1-CADRE………..P11 2-MATERIEL………..……P12 3-METHODES……….…P14 CHAPITRE III: RESULTATS ET COMMENTAIRES……….P18 1-RESULTATS………P19 2-COMMENTAIRES………..P33 CONCLUSION ET SUGGESTIONS………P35

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RESUME

Au Bénin, l’examen parasitologique des selles est l’examen de laboratoire le plus demandé par les cliniciens dans le cas des diarrhées et de la constipation. Le résultat de cet examen, revenant en général négatif, il se pose un problème du choix d’examen à prescrire par les cliniciens. Le présent travail a eu alors pour objectif d’améliorer le diagnostic des diarrhées.

Entre juin et septembre 2016, le laboratoire de l’hôpital de Porto-Novo au Bénin, a reçu 253 échantillons de selles pour demande d’examen coprologique chez des patients souffrant de diarrhées ou de constipations. Parallèlement à l’examen parasitologique des selles, tous ces échantillons ont fait l’objet de la coproculture par la méthode conventionnelle. Au terme de cette étude, 92,5% des échantillons étaient négatifs pour la coprologie. A la coproculture, aucun de ces échantillons n’a montré la présence d’entérobactérie à potentiel pathogène. Toutefois la présence d’Escherichia coli mérite une étude plus poussée afin de détecter les pathotypes éventuels.

Mots clés : Coproculture, coprologie, diarrhées, hôpital de Porto-Novo, Bénin.

ABSTRACT

The majority of parasitologics tests whrite by cliniciens is negatif but patients do a diarrhea against. In our objectif to contribuate to help in a diagnostic of diarrhea causes, we collecte 40 echantillons of selles in a Departmental Hospital of Oueme-Plateau at Porto- Novo. We do a parasitologic and bacteriologic tests. In their echantillons, they are 92,5% parasitologic test negatif.

They not a Salmonella and Shigella souche but they Escherichia souche.

Key words : bacteriologic test, parasitologic test, souche, diarrhea, hospital of Porto-Novo, Benin.

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INTRODUCTION

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Dans les pays sous-développés, on note une recrudescence des maladies oro- fécales dites maladies des mains sales entrainant des troubles gastro-intestinaux dont la principale manifestation est la diarrhée [9, 10].

La diarrhée constitue la deuxième cause de mortalité et de morbidité surtout chez les jeunes enfants [7, 9, 10,]. Les étiologies sont essentiellement infectieuses : agents viraux, agents bactériens ou agents parasitaires [4]. Au Bénin, les étiologies parasitaires sont les plus investiguées en routine quotidienne dans les laboratoires d’analyses biomédicales. Au cours de notre stage au Centre Hospitalier Universitaire Départemental de l’Ouémé Plateau, le laboratoire a reçu en 2016, de juin à septembre, 253 demandes d’examens parasitologiques contre aucun cas d’examen bactériologique. Sur les 253 demandes, 95% ont montré un résultat négatif à l’examen parasitologique malgré que les malades présentaient des épisodes de diarrhées. Face à cet état de choses, n’y a-t-il pas des erreurs dans les demandes d’examens chez ces malades ? Pourquoi les cliniciens ne demandent-ils pas l’examen parasitologique des selles, associé à un examen bactériologique ?

Le présent travail s’est donné comme objectif général de contribuer à l’amélioration du diagnostic des diarrhées. Spécifiquement il s’est agit de :

 Réaliser sur demande des cliniciens, l’examen parasitologique des selles chez 40 patients ;

 Faire la coproculture sur ces mêmes échantillons de selles.

Le présent document est rédigé, en dehors de l’introduction et de la conclusion, en trois chapitres. Le premier aborde les notions générales sur les diarrhées infectieuses. Dans le deuxième chapitre, le matériel et les méthodes utilisés ont été décrits. Le dernier chapitre présente les résultats et le commentaire.

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Chapitre I

Revue de littérature

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1- DIARRHEES INFECTIEUSES 1-1-Diarrhées bactériennes

Ces diarrhées sont dues à l'implantation de bactéries pathogènes dans l'intestin. Une diarrhée aiguë se définit par la survenue brutale de plus de trois émissions fécales, molles ou liquides, par jour. Ces émissions peuvent être soit glaireuses et plus ou moins sanglantes, soit se présenter sous forme de diarrhée hydrique. Ces caractères sont un premier élément de diagnostic vers une infection à germe invasif ou à germe toxinogène [1, 2, 4 ,6].

1-1-1- Bactéries invasives

Les germes invasifs sont souvent responsables du syndrome dysentérique.

Ces germes pénètrent et se multiplient dans les entérocytes et provoquent des lésions muqueuses visibles en coloscopie. Le mécanisme est un défaut de réabsorption et de sécrétion. La fièvre est fréquente, les évacuations sont fréquentes, souvent afécales, glaireuses et sanguinolentes, associées à des douleurs violentes et habituellement a des signes d’irritation de la muqueuse rectale. Les rifts essentiels sont la perforation intestinale et colectasie, le syndrome infectieux général, les rectorragies sévères. Mais il n’y a pas habituellement de déshydratation.

1-1-2- Bactéries entérotoxinogènes

Les germes entérotoxinogènes sont responsables du syndrome cholériforme.

L’exemple type est le choléra. Les germes sont adhérents à la muqueuse mais ne la pénètrent pas et ne la laissent pas, ils agissent par sécrétion de toxine entéropathogène qui agit au niveau de l’intestin grêle et provoque une hypersécrétion hydroélectrique par stimulation de l’AMP cyclique. En endoscopie, il n’y a donc pas de lésion cholique et l’histologie est pratiquement normale. Il s’agit d’une diarrhée aqueuse, brutale, très abondante. Peu ou pas de douleurs abdominales, pas de syndrome rectale et pas de fièvre. Par contre les signes de déshydratation sont souvent présents. La déshydratation peut aller au maximum jusqu’au collapsus.

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Les parasitoses sont le plus souvent responsables de diarrhées chroniques.

Elles sont évoquées devant une diarrhée aigüe fébrile au retour d’un pays tropical.

Dans les pays tropicaux, les parasitoses sont en générale dues aux agents suivants : Entamoeba coli, Giardia intestinalis, pour ne citer que ceux-là. La pathogénicité des parasites dépend de la diversité de ces derniers, de leurs localisations, migrations, métabolismes, aux différents stades de leur développement. Rarement isolés, différents types d’action sont souvent impliqués [6, 11, 12].

1-2-1-Action spoliatrice

Le parasite vivant aux dépens de son hôte, est spoliateur par définition. Les spoliations souvent mineures s’expriment davantage si les parasites sont nombreux ou lorsqu’ils détournent à leur profit certaines substances. La spoliation sanguine est le résultat d’hémolyse, agénérative centrale.

1-2-2-Action mécanique-traumatique

Cette action est fréquente en fonction de la taille des parasites, de leurs localisations, et leurs éventuelles migrations ectopiques. Elle peut être microscopique ou macroscopique bruyante comme l’occlusion lymphatique, biliaire ou intestinale par un paquet d’ascaris.

1-2-3-Action irritative

Elle peut être réflexe mais elle va surtout à plus long terme entraîner la formation de granulomes inflammatoires autour des œufs ou larves parasitaires ou des foyers de scléro-fibrose, restant suspect dans la genèse de complications néoplasiques.

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1-2-4-Action infectieuse

La coexistence entre un parasite et une bactérie, est parfois mise à juste titre en évidence dans le couple bilharzies-salmonelles ou la salmonelle enchâssée dans le schistosome échappe à la thérapeutique curative complète. Elle est plus discutable dans la relation entre l’appendicite et l’oxyure.

1-3- Diarrhées virales

Elles sont des gastro-entérites à symptomatologie polymorphe très fréquentes chez les enfants, et les nourrissons. Elles représentent plus de 80% des diarrhées infantiles. Les manifestations cliniques sont l’hyperthermie, les douleurs abdominales, les céphalées, les myalgies, les vomissements, la lymphocytose inconstante avec risque de déshydratation bénignes, en dehors d'une atteinte méningée associée [9].

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Dans les pays en voie de développement l’incidence des diarrhées aiguës infantiles est nettement plus élevée. Le nombre d’épisodes vari de 3 à 9 par an et par enfant. Les maladies diarrhéiques sont encore plus fréquentes et plus sévères dans les parties les plus pauvres de ces pays, surtout dans les régions tropicales et subtropicales. Un rapport de l’OMS établi en 1992, avançait le chiffre de 3,3 millions de décès par diarrhée aiguë chez des enfants de moins de 5 ans en Afrique, en Asie et en Amérique latine. Cependant grâce aux campagnes de prévention ce chiffre était nettement inférieur à celui rapporté en 1980 qui faisait état de 4,6 millions de décès dans les mêmes régions. La prévalence des différents agents pathogènes ainsi que leur recrudescence saisonnière est éminemment variable dans les différentes régions du monde. Le climat semble être le facteur le plus important à l’origine de ces variations. Dans les pays nordiques et froids, les infections virales prédominent par rapport aux infections bactériennes et sont plus fréquentes pendant la période hivernale, à l’exception remarquable de l’adénovirus qui est plus fréquent en période estivale. Les étiologies bactériennes, à l’inverse, sont plus fréquentes dans les pays chauds et les épidémies sévissent surtout en été et en automne [6].

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2 -DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE DES DIARRHEES INFECTIEUSES 2-1- Diarrhées bactériennes

Le diagnostic est essentiellement basé sur la coproculture .Des tests de diagnostics rapides par immunochromatographie sont développés pour Vibrio cholerae dans les selles. Les méthodes moléculaires sont actuellement les plus sensibles, spécifiques et rapides [5, 8, 1].

2-2- Diarrhées parasitaires

Le diagnostic biologique des parasitoses repose sur la mise en évidence des parasites dans les selles. Il est constitué de l'examen direct ainsi que des techniques de concentration. Ce diagnostic peut être également basé sur des méthodes immunologiques ou moléculaire [3, 11, 13].

2-3-Diarrhées virales

Le diagnostic de ces diarrhées est basé sur les méthodes immunologiques.

Des tests de diagnostic rapide par immunochromatographie sont développés pour les rotavirus, les adénovirus et les norovirus [9, 11].

2-4-Diarrhées mycosiques

Le diagnostic biologique des mycoses qu’elles soient profondes ou superficielle est basé sur la mise en évidence du champignon dans le produit pathologique. L’agent pathogène responsable de la mycose peut être mis en évidence également par la culture et par la sérologie en faisant la recherche des antigènes libérés par le champignon ou d’anticorps produite par l’hôte [3, 5,12].

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3-1- Mesures prophylactiques

La prophylaxie concerne le respecte des règles d'hygiènes, la lutte contre le péril fécal, la surveillance vétérinaire, la consommation des viandes bien cuites et le traitement de toute la communauté en cas d'épidémie ou en cas du portage d'une bactérie à haut risque de contamination [9].

3-2-Mesures curatives

Les mesures curatives sont essentiellement les traitements par des antiparasitaires, des anti-diarrhéiques, des antibiotiques, la pratique du repos et la réhydratation selon les manifestations cliniques et le germe ou parasite identifié [1, 8].

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Chapitre II

Matériel et Méthodes

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1-1-Cadre institutionnel

L’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC), constitue notre cadre institutionnel. Elle comporte plusieurs départements dont le département de Génie de Biologie Humaine (GBH), notre département d’origine. Le département de Génie de Biologie Humaine forme en trois ans, des techniciens supérieurs en analyses biomédicales.

1-2-Cadre technique

Notre stage s’est déroulé au laboratoire du Centre Hospitalier Universitaire Départemental de l’Ouémé-Plateau. Ce laboratoire est pluridisciplinaire et comporte les sections suivantes : la biochimie, l’hématologie, la parasitologie, la sérologie et la bactériologie.

1-2-1-Section de biochimie

Dans cette section les paramètres sanguins dosés sont : le glucose, l’urée, la créatine, l’acide urique, les cholestérols, le calcium, le magnésium, les

triglycérides, les transaminases, les bilirubines, le gamma-gt…

1-2-2-Section d’hématologie

Les examens réalisés dans cette section sont : la numération formule sanguine, la numération des leucocytes, la vitesse de sédimentation, le taux de CD4, la sérologie HIV.

Cette section s’occupe également d’une partie de la parasitologie en réalisant la goutte épaisse et la densité parasitaire.

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1-2-3-Section de sérologie

Les examens réalisés sont : le sérodiagnostic de Widal, le TPHA et VDRL, la recherche des anticorps anti-streptolysine O, la recherche de l’antigène du virus de l’hépatite B et C, la recherche de la protéine C réactive, la recherche des IgM anti -rubéoleuses.

1-2-4- Section de bactériologie

Les examens réalisés sont les suivants : l’examen cytobactériologique des urines, l’examen cytobactériologique des secrétions cervico- vaginales et l’examen bactériologique du pus. Tout ceci peut être suivi d’un antibiogramme. Il est réalisé également dans cette section l’examen bactériologique et parasitologique des selles.

2- MATERIEL 2-1-Echantillons

Le matériel biologique est constitué de 40 échantillons de selles. Ces échantillons proviennent des patients à qui un examen parasitologique a été demandé.

2-2- Milieux de culture

• Gélose Hektoen

• Gélose Kligler Hajna

• Gélose mannitol-mobilité

• Gélose Citrate de Simmons

• Bouillon urée- indole

• Bouillon d’enrichissement Rappaport Vassiliadis

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• Violet de gentiane

• Lugol

• Fuschine

• Alcool à 95˚

• Réactif de Kovacs

• Réactif d’oxydase

• Réactif de Willis : solution de NaCl saturée

• Réactif de Bailenger

• Ether

• Tampon acétoacétique

 Acétate de sodium cristallisé...15g

 Acide acétique...3,6ml

 Eau distillée ...1000ml

 Ajuster à pH 5 avec de l’acide acétique 2-4-Appareils

 Etuve

 Microscope

 Autoclave

 Poupinel

 Réfrigérateur

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 Balance manuelle 2-5-Autre matériel

• Bec bunsen

• Anse de platine

• Lames et lamelles

• Tubes à hémolyses stériles

• Pots stériles

• Spatule 3-METHODES

3-1-Préparation des milieux de cultures

Les milieux de cultures ont été préparés tout en suivant les indications des fabricants (Annexe 1).

3-2-Manipulations au laboratoire 3-2-1-Première journée

Cette journée a été consacrée à la réception des échantillons de selles, à la réalisation de l’examen parasitologique, la coloration de Gram, l’ensemencement de la gélose Hektoen et du bouillon Rappaport Vassiliadis.

3-2-1-1-Examen parasitologique

 Examen macroscopique

L’examen macroscopique parasitaire des selles étudie les caractéristiques suivantes :

 Consistance : en billes, dures, fermes pâteuses, molles, liquides, afécale

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l’œil nu

 Présence ou non de pus ; de mucus ; de sang et de glaire

 Présence éventuelle d’éléments parasitaires adultes : oxyures, ascaris, anneaux de tænias, plus rarement de trichocéphale, d’ankylostome, douves de l’intestin

 Les éléments surajoutés non fécaux

 Examen microscopique direct

 Prendre une lame propre et bien dégraisser

 Déposer une goutte d’eau physiologique selon la consistance de la selle

 Mettre une quantité de la selle sur la lame

 Emulsionner le tout et recouvrir d’une lamelle

 Passer à l’observation au microscope à l’objectif (10 X) et ensuite à l’objectif (40 X)

 Examen direct après coloration au lugol

A la préparation précédente, on ajoute une goutte de lugol à l’un des bords de la lamelle. Laisser diffuser puis observer directement à l’objectif 40 X. Les noyaux des kystes et les vacuoles iodophiles sont colorés sous l’action du lugol ce qui rend facile la recherche parasitaires.

 Méthodes de concentration

 Méthodes de Willis

 Mettre une quantité de la solution de Willis dans un flacon de pénicilline (au ¼ du flacon au moins)

 Ajouter 1 à 2 g de selles dans la solution de Willis

 Bien homogénéiser le mélange de façon à obtenir une pâte homogène

 Augmenter la solution jusqu’à ras-bord du flacon en formant un ménisque

 Déposer délicatement à la surface du ménisque une lamelle de façon à éviter l’emprisonnement de bulles d’air

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 Au bout de 10 à 15 minutes retirer la lamelle avec précaution et la poser sur une lame propre déjà identifiée et examiner la préparation au microscope à l’objectif 10x pour la recherche puis au 40x pour l’identification. (annexe).

 La méthode de Bailenger

 Deux à trois grammes de selles sont dilués dans 5ml de tampon acétoacétique

 Laisser sédimenter 1min

 Ajouter 5ml d’éther

 Agiter pour bien mélanger

 Centrifuger le tout à 2500 tours par minute pendant 10min

 Enlever le culot et l’examiner entre lame et lamelle.

3-2-1-2-Examen bactériologique

 Examen après coloration de Gram

Un frottis mince, réalisé à partir de chacun des échantillons de selles, a été coloré au Gram (Annexe 2) et observé à l’objectif à immersion pour apprécier l’équilibre de la flore digestif.

 Ensemencement de la gélose Hektoen

Une plaque de gélose Hektoen a été ensemencée par épuisement pour chaque échantillon. Elle a été ensuite incubée à l’étuve pendant 24h à 37°C.

 Pré-enrichissement des selles

Pour chacun des échantillons, un bouillon Rappaport-Vassiliadis a été ensemencé et incubé à 37°C pendant 24h.

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Après la lecture sur les milieux ensemencés la veille, une nouvelle plaque de gélose Hektoen a été ensemencée à partir du bouillon Rappaport-Vassiliadis et incubée 24h à 37°C à l’étuve.

3-2-3- Troisième journée 3-2-3-1 Lecture

Le troisième jour, les milieux ensemencés la veille ont été examinés pour détecter la présence ou non de culture. Sur chacune des plaques de géloses, les colonies caractéristiques ont fait l’objet d’une identification par la galerie de Leminor. Sur les géloses Hektoen, Shigella donne des colonies incolores tandis que Salmonella donne des colonies incolores à centre noir.

3-2-3-2- Identification

L’identification a été réalisée par ensemencement de la galerie de Leminor et par la recherche de la catalase et du cytochrome oxydase.

3-2-4-Quatrièeme journée

La galerie de Leminor a été lue. A l’aide du tableau résumant les caractères biochimiques d’identification des entérobactéries, les bactéries mise en causes ont été identifiées.

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Chapitre III

Résultat et Commentaire

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1-1-Répartition des échantillons en fonction du sexe, des tranches d’âges, selon si les patients sont instruits ou pas et des plaintes signalées.

1-1-1- Répartition des échantillons de selles en fonction du sexe des patients.

Tableau I : Répartition des échantillons de selles en fonction du sexe des patients.

Sexe Effectif Pourcentage

Masculin 7 17,5%

Féminin 33 82,5%

Total 40 100%

La majorité de la population d’étude (82,5%) est constituée de femmes.

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1-1-2- Répartition de la population en fonction des tranches d’âges.

Tableau II : Répartition de la population d’étude en fonction des tranches d’âges

Tranches d’âges Effectif Pourcentage

[18-22[ 09 22,5%

[22-26[ 12 30%

[26-30[ 00 00%

[30-34[ 10 17,5%

[34-38] 09 22,5%

Total 40 100%

Dans la population d’étude, le patient le moins âgé a 18 ans et les plus âgés 38 ans.

Aucun échantillon de selles n’a été obtenu des patients appartenant à la tranche d’âges de 26 à 30 ans.

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Tableau III : Répartition des patients selon qu’ils sont instruits ou pas.

Instruit Effectifs Pourcentage

Oui 34 85%

Non 6 15%

Total 40 100%

Les échantillons de selles proviennent en majorité (85%) des patients instruits.

1-1-4-Répartition des patients en fonction des plaintes.

Tableau IV : Répartition des patients en fontion des plaintes.

Plaintes Nombre Pourcentage

Maux de ventre 36 90%

Constipation 04 10%

Total 40 100%

Les maux de ventre constituent les 90%(36/40) des plaintes des patients

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1-2-Répartition des échantillons de selles en fonction de la consistance, de la présence de leucocytes et du résultat de l’examen parasitologique.

1-2-1-Répartition des échantillons de selles en fonction de la consistance.

Tableau V : Répartition des échantillons de selles en fonction de la consistance.

Consistance Nombre Pourcentage

Liquide 01 2,5%

Molle 14 35%

Pâteuse

Dure

Total

09

16

40

22,5%

40%

100%

Les échantillons de selles dures viennent en tête (40%), suivis des échantillons de selles molles (35%).

(35)

leucocytes.

Tableau VI : Répartition des échantillons de selles en fonction de la présence de leucocytes.

Leucocytes Effectifs Pourcentage

Présence 40 100%

• Rares 33 82,5%

• Quelques 05 12,5%

• Nombreux 02 5%

Absence 00 00%

Total 40 100%

Tous les échantillons de selles contenaient des leucocytes. Mais ils étaient rares dans 82,5% (33/40) des échantillons de selles.

(36)

1-2-3-Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de l’examen parasitologique.

Tableau VII : Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de l’examen parasitologique.

Parasites Effectifs Pourcentage

Positif 03 7,5%

Kystes 03 7,5%

Entamoeba histolytica 03 7,5%

Œufs 00 00%

Larves 00 00%

Négatif 37 92,5%

Total 40 100%

L’examen parasitologique a été négatif pour 92,5% (37/40) des échantillons de selles.

(37)

parasitologique, des tranches d’âges, du sexe, des plaintes et selon que les patients sont instruits ou non.

1-3-1-Répartition des échantillons de selles en fonction des tranches d’âges et du résultat de l’examen parasitologique.

Tableau VIII: Répartition des échantillons de selles en fonction des tranches d’ages et du résultat de l’examen parasitologique.

Tranches d’âges

Examen parasitologique

positif

Examen parasitologiqu

e négatif Total

Nombre % Nombre %

[18-22[ 02 66,66 07 18,91 09

[22-26[ 00 00 12 81,08 12

[26-30[ 00 00 00 00 00

[30-34[ 01 33,33 09 24,32 10

[34-38] 00 00 09 24,32 09

Total 03 100 37 100 40

Trois cas d’examens parasitologiques positifs ont été observés respectivement dans les tranches d’âges de 18 à 22 ans 66,66%(02/03) et de 30 à 34 ans 33,33%(01/03).

(38)

1-3-2-Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de l’examen parasitologique et du sexe des patients.

Tableau IX : Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de l’examen parasitologique et du sexe des patients.

Examen

parasitologique

Sexe

Total

Masculin Féminin

Positif 01

(14,28%)

02 (06,06%)

03 (7,5%)

Négatif 06

(85,71%)

31 (93,93%)

37 (92,5%)

Total 07

(100%)

33 (100%)

40 (100%)

Des examens parasitologiques positifs ont été observés au niveau des deux sexes.

(39)

parasitologique et des plaintes des patients.

Tableau X : Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de l’examen parasitologique et des plaintes des patients.

Plaintes Examen parasitologique Total

Positif Négatif

Maux de ventre 02

(5,56%)

34 (94,44%)

36 (100%)

Constipation 01

(25%)

03 (75%)

04 (100%)

Total 03

(7,5%)

37 (92,5%)

40 (100%)

Des examens parasitologiques négatifs ont été observés chez la plupart (94,44%) des patients ayant les maux de ventre comme chez les patients (75%) souffrant de la constipation.

(40)

1-3-4-Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de l’examen parasitologique et selon si les patients sont instruits ou pas.

Tableau XI :Repartition des échantillons de selles en fonction du résultat de

l’examen parasitologique et selon que les patients sont instuits ou non.

Instruit Examen parasitologie Total

Positif Négatif

Oui 01

(02,94%)

33 (97,05%)

34 (100%)

Non 02

(33,33%)

04 (66,66%)

06 (100%)

Total 03

(07,5%)

37 (92,5%)

40 (100%)

Des examens parasitologiques positifs ont été obtenus dans les deux catégories de patients.

(41)

coproculture et des tranches d’ages.

1-4-1-Répartition des échantillons de selles en fonction des résultats de la coproculture.

Tableau XII : Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de la coproculture.

Coproculture Nombre de souche Pourcentage

Potentiels pathogènes 00 00%

• Salmonella spp 00 00%

• Shigella spp 00 00%

Autres

• Citrobacter spp 04 10%

• Escherichia coli 20 50%

• Klebsiella spp 15 37,5%

• Proteus spp 01 2,5%

Tous les échantillons de selles ont montré une culture positive. Aucune souche de Shigella et de Salmonella n’a été isolée.

(42)

1-4-2- Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de la coproculture et des tranches d’ages.

Tableau XIII : Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de la coproculture et des tranches d’ages.

Ages Salmonella et /ou Shigella Autres

[18-22[ 00 00 09 100

[22-26[ 00 00 12 100

[26-30[ 00 00 00 00

[30-34[ 00 00 09 100

[34-38] 00 00 10 100

Total 00 00 40 100

Aucune entérobactérie à potentiel pathogène n’a été isolée. Dans chacune des autres tranches d’âges ou il y a eu des échantillons de selles, nous avons noté la présence d’autres entérobactéries.

(43)

coproculture et selon que les patients sont instruits ou non.

Tableau XIV : Répartition des échantillons de selles en fonction des résultats de la coproculture et selon que les patients sont instruits ou non.

Instruit Salmonella ou Shigella Autres

Oui 00 00 19 47,5

Non 00 00 21 52,5

Total 00 00 40 100

Les entérobactéries ont été isolées aussi bien chez les patients instruits que chez les patients non instruits.

(44)

1-4-4-Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de la coproculture et du résultat de l’examen parasitologique.

Tableau XV : Répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de la coproculture et du résultat de l’examen parasitologique.

Examen

parasitologique

Coproculture Total

Positif Négatif

Positif 03

(07,5%)

00 (00%)

03 (07,5%)

Négatif 37

(92,5%)

00 (00%)

37 (92,5%)

Total 40

(100%)

00 (00%)

40 (100%)

Aucun échantillon de selles n’a donné de résultats positifs à la fois à la coproculture et à la coprologie.

(45)

La présente étude a eu pour objectif général de contribuer à l’amélioration du diagnostic des diarrhées. La population d’étude était constituée en majorité des femmes (82,5%). Cette situation pourrait s’expliqué par le fait que les maux de ventre sont souvent plus observés chez les femmes, dans la mesure où (90%) des patients se plaignaient des maux de ventre.

Les infections parasitaires sont souvent le résultat d’un manque d’hygiène.

Le respect des règles d’hygiène demande une maturité et un peu d’instruction. L’un des paramètres qui permet d’évaluer la maturité de la population est l’âge. La répartition en fonction des tranches d’âges montre que les patients les moins âgés avaient 18 ans, et que 85% de la population d’étude étaient instruits. Ceci prouve que la grande majorité avait la notion d’hygiène. Ces deux paramètres liés donc à l’âge et l’instruction pourraient expliquer la faible proportion (7,5%) des patients affectés

Tous les 40 patients qui composent la population d’étude avaient manifesté une plainte qui constitue la raison fondamentale de la prescription de l’examen parasitologique par le clinicien. Après l’examen parasitologique, la grande majorité (92,5%) avait montré un résultat négatif. A l’analyse de ce résultat, on est en droit de se demander s’il n’y a pas eu un problème au niveau du diagnostic clinique.

A la culture, tous les échantillons de selles ont montré un résultat positif.

Toutefois, aucune souche de Shigella et de Salmonella n’a été isolée. Les espèces bactériennes isolées et identifiées sont Escherichia coli, Citrobacter spp, Klebsiella spp et Proteus spp. Il s’agit toutes, des entérobactéries, hôtes normaux de la flore digestive humaine.

(46)

Toutefois, avec le problème d’émergence des pathotypes, les souches d’Escherichia coli méritent des analyses plus poussées avant d’affirmer leur non pathogénicité. Cela nécessite des moyens matériels à mettre à la disposition des laboratoires.

La répartition des échantillons de selles en fonction du résultat de la coproculture et des tranches d’âges a montré quel que soit le niveau d’instruction, la présence d’entérobactéries, hôtes normaux du tube digestif, chez tous les patients. Cette situation parait normale dans la mesure où il s’agit de la flore normale du tube digestif.

(47)

Conclusion et Suggestion

(48)

Au terme de cette étude, aucune souche de Salmonella et de Shigella n’a été isolée des échantillons de selles des patients. Cependant, la présence d’Escherichia coli peut toujours présager de l’existence de pathotypes de cette entérobactérie, aussi virulents et pathogènes que les souches de Salmonella et de Shigella.

Afin de contribuer à l’amélioration du diagnostic des diarrhées, il revient alors d’interpeler les cliniciens pour qu’ils prescrivent la coproculture en plus de l’examen parasitologique des selles.

(49)

Références Bibliographiques

(50)

1-Antibioclic.com/question/30 : trois tableaux cliniques, consulté le 23 novembre 2016 à 10h.

2- Association Française des Enseignants de Parasitologie et Mycologie (ANOFEL) 2014.Parasitologie médicale : Généralités et définitions. 16p.

3-Catherine DUPERON, les diarrhées aigües bactériennes : causes et mécanismes, développement et santé avril 1997 P : 128.

4-Coproweb.free.fr : examen des matières fécales : la coproculture, consulté le 01 décembre 2016 à 11h30.

5- Chapitre 2-grèle-colon:pathologie de l’intestin grêle, du colon et proctologie.pdf 6- Diagnostic bactériologique d’une infection : DCEM 1.pdf

7- Les diarrhées aigües bactériennes : causes et mécanismes.pdf

8-Liu L, Johnson HL, Cousens S, Perin J, Scott S, Lawn JE, Rudan I, Campbell H, Cibulskis R, Li M, Mathers C, Black RE. 2012. Global, regional, and national causes of child mortality: an updated systematic analysis for 2010 with time trends since 2000. The Lancet, 379(9832): 2151-2161.

9- Michel J.M. AGBLA (2016). Etude épidémiologique des rotavirus responsables des diarrhées infantiles par la technique immuno-moléculaire à Cotonou. Mémoire de master, Bénin. 63 P

10- Mwenda JM, Tate J, Parashar U, Mihigo R, Agócs M, Serhan F and Nshimirimana D. African Rotavirus Surveillance Network.Pediatr Infect Dis J.

2014; 33: S6–S8.

(51)

chez l’adulte. p28.

12-Pierre Aubry, Bernard-Alex Gaüzère.2016.Diarrhées infectieuses. Actualités 2016. 7p

13- Service de médecine de premier recours – HUG – DMCPRU. Diarrhées aiguës.

(52)

ANNEXES

(53)

Composition de la galerie de Leminor est composée de :

La gélose Kligler Hajna, la gélose mannitol mobilité, la gélose au citrate de simmonce, le bouillon urée indole et l’eau peptonée exempte d’indole.

 La gélose Kligler Hajna

 Verser 55g de poudre dans un litre d’eau distillée ;

 Porter à l’ébullition jusqu'à dissolution complète de la poudre ;

 Répartir en flacons puis stériliser à l’autoclave à 121⁰C pendant 15 minutes.

 Le milieu du citrate de Simmons

 Verser 23g de poudre dans un litre d’eau distillée ;

 Mélanger et chauffer en agitant fréquemment ;

 Laisser bouillir pendant une minute ;

 Répartir en flacons et stériliser à l’autoclave à 121⁰C pendant 15 minutes ;

 Laisser refroidir en position inclinée.

 Milieu Mannitol-Mobilité

 Mettre 28g de poudre dans un litre d’eau distillée, attendre 5 minutes puis mélanger jusqu'à obtention d’une suspension homogène ;

(54)

 Chauffer lentement en agitant fréquemment, laisser bouillir jusqu'à dissolution complète ;

 Répartir en tubes de façon à obtenir un culot de 6-7 cm ;

 Stériliser à l’autoclave à 121⁰C pendant 15 minutes.

 Eau peptonée exemple d’indole

 Mettre 20g de poudre dans un litre d’eau distillée ;

 Mélanger en chauffant jusqu'à obtention d’une suspension homogène ;

 Répartir et stériliser à 121⁰C pendant 15 minutes.

Annexe 2 : Réalisation de la coloration de Gram - Recouvrir le frottis du violet de Gentiane ; - Laisser agir pendant une minute ;

- Rincer à l’eau de robinet et égoutter ; - Recouvrir le frottis du Lugol ;

- Laisser agir une minute ; - Rincer à l’eau de robinet ;

- Décolorer le frottis à l’alcool pendant une minute ; - Rincer à l’eau et égoutter ;

- Recouvrir le frottis de fuchsine phéniquée ; - Laisser agir pendant 20 secondes ;

- Rincer à l’eau de robinet et égoutter ; - Laisser sécher à l’air ;

- Observer à l’objectif X100.