L'EcoChip :
une plate-forme de capteurs sans fil pour la
surveillance bio-environnementale
Mémoire
Matthieu Sylvain
Maîtrise en génie électrique - avec mémoire
Maître ès sciences (M. Sc.)
L’EcoChip: Une plate-forme de capteurs sans fil pour
la surveillance bio-environnementale
Mémoire
Matthieu Sylvain
Sous la direction de:
Benoit Gosselin, directeur de recherche Younès Messaddeq, codirecteur de recherche
Résumé
Le système proposé dans le cadre de ce travail est une plate-forme de capteurs sans fil per-mettant de mesurer la croissance de cultures de micro-organismes dans leur habitat natu-rel tout en effectuant diverses mesures environnementales. L’évaluation de la croissance des micro-organismes dans les 96 puits individuels du système est réalisée à l’aide d’un système de mesure d’impédance puisqu’il est possible de relier l’impédance d’une colonie de micro-organismes à sa population en fonction du temps. Ces différentes informations sont très utiles afin d’évaluer l’état de santé d’un milieu donné et en particulier d’un milieu nordique pour ce projet. Les mesures d’impédance effectuées permettent d’identifier les puits où une crois-sance s’est produit et donc de les isoler plus facilement pour analyse future, ce qui simplifie le processus.
Ce système effectue des mesures à intervalles régulier et peut transmettre ces mesures par un système de communication sans fil à un récepteur proche en plus de sauvegarder localement les données. Le système présente une consommation électrique très faible ce qui lui permet une autonomie de plusieurs mois avec une batterie dans des régions isolées. La conception en plusieurs puits de culture permet d’isoler plusieurs échantillons et de prendre des mesures séparées sur chacun de ceux-ci.
Le projet est effectué dans le cadre de la stratégie Sentinelle Nord de l’Université Laval qui vise à améliorer la compréhension de l’environnement nordique. Le système proposé est unique en son genre au moment d’écrire ce mémoire puisqu’il permet simultanément la culture de micro-organismes in situ et l’évaluation de la croissance de ces derniers. La plate-forme proposée offre ainsi plusieurs opportunités pour les chercheurs en biologie et en microbiologie d’obtenir des informations sur ces milieux isolés. Des essais sur le terrain dans la région du Nord-du-Québec à Kuujjuarapik et au Lac à l’Eau Claire ont d’ailleurs permis de valider le fonctionnement du dispositif dans les conditions d’utilisations désirées en plus de démontrer, suite à une analyse du contenu des puits de culture, qu’il est possible de faire prospérer des micro-organismes dans ces derniers.
Abstract
The proposed system consist of a wireless multi-sensors platform that can measure the growth of multiples microorganism populations inside their natural habitat while also measuring various environmental parameters. An impedance measuring circuit is used to evaluate the growth of the microorganisms inside the 96 culture wells of the EcoChip. This method is used since the impedance of these colonies is directly related to the number of microorganisms in the growth medium. These impedance measurements over time are then used to evaluate if microbial growth is normal and this can be used to give an idea of the overall health state of a given environment, which for this project is a nordic one. These impedance measurements are also used to produce growth curves that can be used to isolate wells inside which there was an increase in microorganism concentration and then easily screen them for further analyses. The designed system is programmed to scan the culture wells at regular intervals and to transmit the results to a nearby base station via a wireless link. These data are also saved on the on-board memory to ensure that they can be recovered later when there are no nearby receivers. The multi-well conception of the system also allows to isolate multiple samples and to conduct individual measurements on each of them. Since the platform is autonomous and is powered with a battery, it is designed to have a very low power consumption which allows for a long lifetime while in an isolated location.
This project is done as part of the Sentinel Nord Strategy of Université Laval which aims to improve our understanding of the northern environment. At the time of the redaction of this thesis, the proposed system is unique in its kind since it allows the culture of microor-ganisms in situ and the evaluation of the culture growth with an electronic system while in the wild. The platform offers many opportunities for scientists in biology and microbiology since it enables them to obtain information on various isolated places where environmental data and microorganism samples can be hard to get. Field tests at Kuujjuarapik and Clearwa-ter Lake (Nord-du-Québec) with the device have proven that the system allows the growth of microorganism colonies in its wells while conducting successful impedance analyses.
Table des matières
Résumé iii
Abstract iv
Table des matières v
Liste des tableaux vii
Liste des figures viii
Remerciements xi
Introduction 1
1.1 Contexte du projet et stratégie Sentinelle Nord . . . 3
1.2 Objectifs . . . 4
1.3 Défis reliés à la réalisation du projet . . . 5
1.4 Contributions . . . 6
1.5 Structure de ce mémoire . . . 6
2 Revue de littérature 8 2.1 Mesure d’impédance . . . 8
2.1.1 Principes de base de mesure d’impédance . . . 8
2.1.2 Méthodes de mesure . . . 9
2.1.2.1 Transformation de Fourrier discrète . . . 9
2.1.2.2 Analyse de réponse en fréquence . . . 9
2.2 Impédance et environnement des micro-organismes . . . 10
2.2.1 Modèle électrique et analyse d’impédance . . . 10
2.2.2 Interprétation des mesures d’impédance et de croissance bactérienne 13 2.2.3 Micro-organismes en environnement froids . . . 17
2.3 Systèmes existants. . . 19
2.3.1 Culture de bactéries . . . 19
2.3.1.1 iChip . . . 19
2.3.1.2 e-Plate . . . 20
2.3.2 Systèmes de mesure d’impédance . . . 21
2.3.2.2 Système de mesure de croissance cellulaire par J.J.
Montero-Rodriguez et al, 2017 . . . 22
2.3.2.3 Système de mesure d’impédance sur réseau sans fil par S.A. Ghaffari et al, 2015 . . . 24
2.3.2.4 Système de mesure d’impédance portable par MM. Grossi et al, 2017 . . . 25
2.3.2.5 Système de mesure automatique de l’impédance dans le lait par C.J. Fourie, 2007 . . . 26
3 Système proposé 27 3.1 Conception mécanique . . . 27
3.2 Conception électronique . . . 30
3.2.1 Microcontrôleur et modes de fonctionnement . . . 30
3.2.2 Système de mesure d’impédance . . . 32
3.2.3 Système de communication sans fil. . . 37
3.2.4 Système d’alimentation et de gestion de la puissance . . . 38
3.2.4.1 Conception logicielle et électronique . . . 38
3.2.4.2 Batteries . . . 40
3.2.5 Capteurs environnementaux . . . 43
3.2.6 Robustesse de l’électronique à l’environnement . . . 43
3.3 Conception logicielle . . . 44
3.3.1 Architecture logicielle . . . 44
3.3.2 Gestion des données de mesure . . . 47
3.3.3 Interface de récupération des données . . . 49
4 Résultats et tests expérimentaux 52 4.1 Résultats de tests . . . 52
4.1.1 Performances du système . . . 52
4.1.2 Mesure d’impédance de cultures de bactéries connues en laboratoire 53 4.2 Essais sur le terrain . . . 56
4.2.1 Août 2017 . . . 56
4.2.2 Août 2018 . . . 58
Conclusion 62
A Schémas électriques EcoChip 65
B Schémas électriques récepteur EcoChip 74
C Fonction de récupération de l’identifiant d’analyse 77
Liste des tableaux
2.1 Caractéristiques du xCelligence RTCA Analyzer. . . 22
2.2 Caractéristiques du système conçu par J.J. Montero-Rodriguez et al, 2017 . . 24
2.3 Caractéristiques du système par S.A. Ghaffari et al, 2015 . . . 25
2.4 Caractéristiques du système par par MM. Grossi et al, 2017 . . . 25
3.1 Comparaison entre des impédances connues et mesurées par le système . . . 36
3.2 Mesures et informations à sauvegarder ainsi que leur type . . . 47
Liste des figures
1.1 Conceptualisation du projet EcoChip . . . 3
2.1 Circuit équivalent complet pour deux électrodes métalliques en contact avec la solution de culture . . . 11
2.2 Circuit équivalent . . . 11
2.3 Circuit équivalent simplifié . . . 12
2.4 Contributions à l’impédance du circuit équivalent selon la fréquence . . . 13
2.5 Courbe de croissance d’une population bactérienne en relation avec l’impé-dance mesurée . . . 16
2.6 Vue détaillé de l’iChip . . . 20
2.7 Plaquette de culture e-Plate . . . 20
2.8 Vue des électrodes d’une e-Plate . . . 21
2.9 Système de mesure RTCA SP. . . 22
2.10 Circuit utilisée pour une mesure avec la méthode ABBM . . . 23
2.11 a) Représentation vectoriel des signaux, b) Diagramme en bloc du système . . 23
2.12 Représentation du système portable conçu par MM. Grossi et al, 2017 . . . . 26
3.1 Deuxième prototype de l’EcoChip à être allé sur le terrain. . . 28
3.2 a) Les 96 électrodes microfabriquées, et b) Vue rapprochée des électrodes . . 29
3.3 Vue en coupe des puits . . . 29
3.4 Diagramme en bloc de l’EcoChip. . . 30
3.5 Détails de la consommation de courant du MSP430F5529 selon ses différents modes de basse puissance . . . 31
3.6 Schéma simplifié du système de mesure d’impédance implémenté . . . 33
3.7 Représentation simple de la mesure d’impédance avec l’équivalent électrique du contenu des puits de culture . . . 35
3.8 Distribution des traces des 48 électrodes . . . 36
3.9 Module USB de réception de données sans fil de l’EcoChip . . . 37
3.10 Consommation en courant du système complet pour une mesure . . . 39
3.11 Circuit du système d’alimentation de l’EcoChip . . . 41
3.12 Caractéristiques de décharge d’une cellule Lithium-ion à un taux de 5C . . . 41
3.13 Diagramme présentant les étapes du fonctionnement logiciel . . . 45
3.14 Structure de sauvegarde en mémoire des données d’un cycle d’analyse . . . . 48
3.15 Exemple de réception de données . . . 50
4.1 Module de l’impédance de 8 échantillons de E. Coli et 8 échantillons de B.
Subtilisen fonction du temps . . . 54
4.2 Évolution de l’impédance et de la concentration de E. Coli et B. Subtilis dans
2 puits distincts de l’EcoChip . . . 56
4.3 Premier prototype de l’EcoChip a avoir été essayé sur le terrain en août 2017 57
4.4 Mesures de température et de luminosité sur un peu plus de 10 jours à
Kuuj-juarapik comme mesuré par l’EcoChip . . . 58
4.5 Résultats du séquençage d’ADN suite à l’essai. a) Résumé de la méthode
ex-périmentale, b) Proportion des différentes bactéries retrouvées dans un puits de l’EcoChip, c) Taille des assemblages pour les différents genres de
bacté-ries retrouvés . . . 59
Remerciements
Je tiens d’abord à remercier particulièrement mon superviseur de recherche, le Professeur Benoit Gosselin de l’Université Laval pour son précieux support qu’il m’a apporté au cours de ma maîtrise. Son aide et ses conseils ont été indispensables au bon déroulement de mon projet de recherche et à l’atteinte de mes objectifs, ce pour quoi je suis particulièrement heureux d’avoir eu la chance de l’avoir comme directeur. J’aimerais aussi remercier le Professeur Younès Messaddeq d’avoir été mon codirecteur de recherche.
Je remercie aussi les nombreuses personnes impliquées dans le projet Sentinelle Nord qui m’ont apporté du support technique et logistique lors de mon projet. Je tiens spécifiquement à remercier Eric Bharucha et Jean-Marie Trudeau de la plate-forme technologique de déve-loppement d’instruments de Sentinelle Nord pour leur soutien tout au long du dévedéve-loppement de l’EcoChip. Je remercie aussi Denise Tremblay et Sylvain Moineau pour leur aide avec les tests en laboratoire effectués ainsi que Félix Faucher et Denis Sarrazin pour avoir conduit les expérimentations sur le terrain.
Je tiens aussi à remercier ma famille et amis qui m’ont supporté et encouragé au cours des deux dernières années. Parmi ceux-ci, j’aimerais particulièrement remercier Francis Lehoux pour son aide précieuse et de ses commentaires lors de mon projet.
Introduction
L’étude de notre environnement et de ses habitants offre des moyens permettant d’évaluer l’état de santé de notre planète et des différents organismes l’habitant. Ce type de recherche est d’autant plus critique ces dernières années avec les changements climatiques et les im-pacts potentiels qu’ils auront sur les habitants de la planète. Particulièrement au Canada, il est rapporté qu’entre 1948 et 2013 la température moyenne annuelle du pays a augmenté
de 1.6◦C, soit un taux plus élevé que dans plusieurs autres parties du monde [1]. Les
ef-fets de ces changements se font par contre ressentir différemment dans différents endroits et des environnements particulièrement sensibles à ces changements sont les environnements
nordiques du pays qui représentent plus de 40% du sol canadien [2]. Ces milieux sont aussi
caractéristiquement difficiles d’accès et donc il peut être compliqué d’y mener des recherches et ce particulièrement dans les mois hivernaux. Ceci est évidemment un problème puisque la recherche dans ces endroits pourrait permettre de mieux comprendre les changements en cours ainsi que leurs impacts sur les différents êtres vivants de ces régions qui recouvrent une grande proportion du territoire canadien.
Suite à ces préoccupations, de plus en plus d’études sont effectuées sur ces régions et les problèmes que les changements climatiques y causent. Environnement et Changement cli-matique Canada a publié un rapport complet sur les différents changements mesurés sur le climat du Canada ainsi que des prévisions sur les futurs changements qui affecteront le pays
[3]. Ce document prévoit d’ailleurs, par simulation, un réchauffement du pergélisol de
l’arc-tique ainsi qu’un déclin d’environ 16% à 20% de la surface décrite ainsi d’ici à 2090 par rapport aux références de 1990. Cette dégradation risque potentiellement d’avoir un grand impact sur les régions nordiques et les êtres vivants s’y trouvant.
Lors de changements dans un habitat donné, les premiers impacts sont souvent ressentis par les micro-organismes et ces derniers sont souvent méconnus. Ces micro-organismes pour-raient pourtant être la clé à plusieurs problèmes de la société moderne. Par exemple, il est connu que de plus en plus de bactéries dangereuses pour l’être humain développent des
résis-tances aux antibiotiques utilisés aujourd’hui [4]. Une piste de solution à ce problème est de rechercher dans la nature différents organismes produisant des composés ayant des proprié-tés antibiotiques pouvant être utilisés comme alternative aux options actuelles par l’industrie
pharmaceutique [5]. Le microbiome des régions nordiques étant assez méconnu il pourrait
ainsi être possible que certains micro-organismes l’habitant présentent de telles caractéris-tiques.
Ces micro-organismes pourraient aussi avoir des applications en bioremédiation de
conta-minants tels que les produits de pétrole lors de catastrophes écologiques [6]. En effet,
cer-taines bactéries possèdent des enzymes leur permettant de dégrader différents contaminants et ainsi les utiliser comme source de nourriture. Il existe déjà beaucoup d’études à propos de micro-organismes nordiques pouvant utiliser du pétrole et des produits dérivés comme source d’énergie, propriété très intéressante en cas de déversement de ce type de substance
[7], [8]. Il est aussi à noter qu’avec l’augmentation de l’activité humaine dans l’arctique ainsi
que la perspective d’exploitation pétrolière de ces régions, le risque d’un déversement est bel et bien réel. Identifier ces micro-organismes et les utiliser pourrait alors possiblement offrir une solution dans le cas d’un tel problème écologique.
Les régions nordiques offrent donc beaucoup d’opportunités pour la découverte de nou-veaux micro-organismes intéressants au niveau pharmaceutique et industriel et de plus en plus d’études y sont consacrées. La recherche sur les micro-organismes est d’ailleurs aussi un domaine bien développé dans un contexte de laboratoire et plusieurs équipements existent déjà afin de faire la culture de bactéries en laboratoire comme des boîtes de Petri ou même
pour de la recherche sur le terrain comme l’iChip [9]. Malheureusement, puisque ces
ré-gions sont souvent inhospitalières et que la recherche sur les micro-organismes demande des équipements spéciaux, ces organismes sont assez méconnus en partie à cause du manque de solutions technologiques adaptées à ce contexte de recherche. Ce manque d’équipement ferme donc possiblement la porte à la découverte de composés pouvant avoir des applications médicales ou industrielles importantes. C’est ce manque d’équipement et la volonté de mieux connaître les environnements nordiques qui ont motivé la réalisation du projet présenté dans ce mémoire.
Le système proposé permet de combler ce manque d’équipement en offrant une plate-forme autonome munie de multiples capteurs environnementaux, de puits de culture de micro-organismes et d’un système de mesure d’impédance permettant l’évaluation de la croissance de ces cultures. Ce système, nommé EcoChip, permet de réaliser des études sur les micro-biomes isolés du Nord avec une intervention humaine minimale et à faible coût. La méthode
proposée permet, à l’aide de ses multiples puits de croissance isolés, d’identifier rapidement et de façon simple la présence de micro-organismes dans le milieu de culture et donc de fa-ciliter les analyses ultérieures permettant d’identifier ces organismes, d’en faire la culture ou d’étudier leur réaction à des contaminants.
Pour bien comprendre les différentes étapes ayant menées à la réalisation du projet et les impacts de ce travail, cette introduction présente donc le contexte du projet, la problématique lié à la conception d’un tel système, les objectifs attendus par cette recherche et les différentes contributions amenées. La structure de ce mémoire est aussi exposée en fin de chapitre.
FIGURE1.1 – Conceptualisation du projet EcoChip
1.1
Contexte du projet et stratégie Sentinelle Nord
Ce projet de recherche s’inscrit dans le cadre global de la stratégie Sentinelle Nord de l’Uni-versité Laval qui vise à étudier les environnements nordiques et d’améliorer notre
compré-hension des écosystèmes de ces régions [10]. Ce vaste programme de recherche
transdiscipli-naire, regroupant 34 départements, vise aussi à développer de nouvelles technologies dirigées vers les régions nordiques en plus d’étudier les impacts de cet environnement sur les être hu-mains y résidant. Le programme comprend trois chantiers thématiques regroupant les 21 dif-férents projets qui touchent autant aux nouvelles technologies qu’à l’optique et photonique, la biologie ou la santé des habitants des territoires nordiques. Le projet de l’EcoChip s’inscrit dans le chantier thématique 3 nommé : Microbiomes : Sentinelles de l’environnement et de
la santé dans le nord. L’objectif principal de ce chantier est de déterminer les rôles des mi-crobiomes dans les écosystèmes nordiques et, plus particulièrement pour l’EcoChip, de com-prendre comment les perturbations touchant ces écosystèmes affectent les micro-organismes s’y trouvant.
Afin d’atteindre cet objectif, l’EcoChip sera utilisé de façon à fournir un milieu de culture in
situpour les micro-organismes des régions nordiques puisque ceux-ci sont difficiles à cultiver
avec des moyens classiques. Le système va permettre d’évaluer le processus de croissance des différentes colonies microbiennes dans leur milieu naturel en plus de recueillir des données sur l’environnement dans lequel il est installé. Il est prévu de déployer des modules EcoChip sur un vaste territoire de façon à permettre de recueillir le plus de résultats possible d’un maximum de régions différentes ce qui permettra d’évaluer les variations entre ces régions. Pour ce faire, il est prévu de de collaborer avec le réseau SILA du Centre d’études nordiques
(CEN) pour utiliser leurs sites de recherche qui s’étalent sur plus de 30 degrés de latitude
[11].
L’EcoChip est ainsi un élément clé de ce projet de la stratégie Sentinelle Nord puisque le système est à l’origine de la culture des micro-organismes et de la récolte des données qui permettront d’évaluer l’impact des changements et perturbations climatiques sur les micro-organismes et les régions nordiques. Le système permettra donc de faciliter une meilleure compréhension des micro-organismes des régions nordiques et de les valoriser comme orga-nismes sentinelles marqueurs des changements dans leur environnement.
1.2
Objectifs
Pour ce projet de recherche, l’objectif est de réaliser la conception électronique et la concep-tion du logiciel embarqué d’un système permettant la mesure de croissance de colonies de micro-organismes à l’aide de mesures d’impédance en plus de mesurer plusieurs paramètres environnementaux. Les mesures d’impédance dans les puits de culture sont effectuées de fa-çon à évaluer la population microbienne dans ces derniers puisque ces deux paramètres sont reliés par une relation bien connue et déjà utilisée dans plusieurs industries. Ainsi, mesu-rer directement et à intervalles réguliers l’impédance dans les puits permet de produire une évaluation de la taille des colonies de micro-organismes se développant dans les puits de
culture. De plus, comme mentionné à la section 1.1, l’objectif du système est d’étudier ces
micro-organismes directement dans leur habitat naturel afin d’évaluer les effets des diffé-rents changements auxquels ces organismes sont soumis. Pour ce faire, l’EcoChip doit être déployé directement dans les régions où les cultures doivent être effectuées et doit donc être
autonome.
Plus en détails voici les requis généraux du système :
— Permettre des mesures d’impédance individuellement dans 96 puits de culture. — Conception électronique d’un système pouvant réaliser les fonctions suivantes :
• Posséder un système de communication sans fil. • Permettre la sauvegarde locale des données de mesure.
• Mesurer la température ambiante, l’humidité relative de l’air ainsi que la lumino-sité reçue par le système.
• Être électriquement autonome sur le terrain.
• Posséder une consommation électrique faible maximisant la durée de vie d’une batterie.
• Avoir le coût de production le plus faible possible.
— Valider lors d’essais sur le terrain et en laboratoire les fonctionnalités du système. — Mesurer les performances du système.
Le prototype réalisé devrait permettre à long terme de faciliter la prise de mesure sur les micro-organismes dans les milieux difficiles d’accès et ainsi favoriser l’étude de ses régions en fournissant un outil unique aux chercheurs en microbiologie. Ce système permet aussi d’étudier les différents organismes sentinelles des régions nordiques qui sont des bons indi-cateurs de l’impact des perturbations subies par les écosystèmes dont ils sont les habitants.
1.3
Défis reliés à la réalisation du projet
La conception d’un système devant opérer dans des conditions environnementales générale-ment difficiles apportent son lot de difficultés et de défis devant être relevés afin d’assurer le bon fonctionnement et la fiabilité du système. Un des problèmes critique du projet est bien évidemment les conditions hostiles auquelles le système sera exposé que ce soit au niveau du
froid atteignant une moyenne hivernale allant jusqu’à -24.6◦C durant certains mois dans
cer-taines régions [12]. En effet, la perte de capacité de la majorité des types de batteries lors de
leur exposition à une température froide impose une limitation supplémentaire sur l’énergie disponible pour le système, ce qui demande un système de gestion de la puissance efficace
donc à la posibilité infiltration d’eau et à l’accumulation d’humidité, deux facteurs pouvant causer d’important problèmes aux produits électroniques.
Un autre défi est l’intégrité des données de mesure recueillies par le système. Le projet vise à terme de disposer plusieurs dizaines de modules dans les régions nordiques du Québec afin de couvrir le maximum de terrain, ce qui produit évidemment beaucoup de données qu’il est nécessaire de classer. Il est donc nécessaire de concevoir un système de sauvegarde de données permettant une récupération facile de ces mesures et un classement de celles-ci qui est efficace et automatisé le plus possible pour permettre, encore une fois, une utilisation simple des modules EcoChip.
1.4
Contributions
Ce projet présente un nouveau système permettant le suivi de l’évolution de micro-organismes dans leur environnement naturel ne nécessitant pas d’intervention humaine suite à son dé-ploiement. Ce module ouvre de nouvelles avenues de recherche en microbiologie dans les milieux inhospitaliers en offrant une plate-forme autonome et facile d’utilisation. L’EcoChip propose une nouvelle façon d’étudier in situ le microbiome d’une région et permet de re-cueillir plusieurs informations de l’environnement à l’aide de sa combinaison de capteurs et d’environnement de culture unique.
L’EcoChip a fait l’objet de deux publications scientifiques rédigées principalement par l’au-teur de ce mémoire. Le système est présenté dans l’article de conférence suivant :
— M. Sylvain et al., "The EcoChip : A Wireless Multi-Sensor Platform for Comprehen-sive Environmental Monitoring," 2018 IEEE International Symposium on Circuits and Systems (ISCAS), Florence, May 2018.
Ainsi que dans l’article de journal suivant :
— M. Sylvain et al., "The EcoChip : A Wireless Multi-Sensor Platform for Comprehen-sive Environmental Monitoring," IEEE Transactions on Biomedical Circuits and Sys-tems, vol. 12, no. 6, pp. 1289-1300, Dec. 2018.
1.5
Structure de ce mémoire
Ce travail présente dans le chapitre2une revue de littérature présentant les bases des mesures
de l’étude des micro-organismes sont aussi abordés. Différents systèmes effectuant des me-sures similaires ou permettant la culture de ces êtres vivants ainsi que leurs performances sont présentés. Cette section présente aussi différentes études sur les environnements nordiques et leurs microbiomes.
Le chapitre 3 présente la conception de l’EcoChip au niveau électronique et logiciel. Les
différents circuits électroniques composant le systèmes sont détaillés ainsi que les raisons derrière leur conception. L’architecture logicielle du micro-programme est aussi présentée et les différentes stratégies d’économie d’énergie, de transmission de données et d’utilisation de la mémoire y sont détaillées.
Le chapitre 4 aborde quant à lui les différents résultats des tests effectués avec le système
autant dans un environnement contrôlé en laboratoire que sur les deux différents essais menés sur le terrain dans la région du Nord du Québec. Les différentes performances électriques du dispositif sont aussi présentées.
Chapitre 2
Revue de littérature
Cette section présente les principes de base des mesures d’impédance, différentes méthodes d’analyse des réponses des circuits et les particularités des mesures d’impédance sur des colonies bactériennes. Les différentes étapes de croissance bactérienne et leur influence sur l’impédance d’un milieu de croissance sont aussi discutées en plus de certains détails sur la croissance de micro-organismes dans les régions froides visées par le projet de l’EcoChip.
2.1
Mesure d’impédance
2.1.1
Principes de base de mesure d’impédance
La spectroscopie de bio-impédance est généralement pratiquée en appliquant un faible po-tentiel alternatif à un composant à tester ou, dans notre cas, le milieu de culture contenant les organismes puis en mesurant le courant qui circule dans celui-ci, bien que le contraire est
aussi possible [14]. La tension typiquement appliquée pour des analyses sur des organismes
vivants est de l’ordre de quelques millivolts (5 mV à 100 mV environ) de façon à ne pas causer de dommages à ces organismes. De plus, en utilisant un faible signal la réponse en courant obtenue à une excitation sinusoïdale peut être approximée comme linéaire et
corres-pondant à un sinus déphasé du signal d’excitation utilisé [15], [16]. Une tension d’excitation
sinusoïdale aura donc une expression présentée par l’équation2.1et une réponse en courant
représentée par l’équation2.2où le décalage fréquentiel est représenté par φ .
It= I0sin(ωt + φ ) (2.2)
À partir de là et en utilisant la loi d’Ohm on peut obtenir l’expression2.3qui définie
l’impé-dance pour un signal alternatif.
Z= Et It = E0sin(ωt) I0sin(ωt + φ ) = Z sin(ωt) sin(ωt + φ ) (2.3)
2.1.2
Méthodes de mesure
2.1.2.1 Transformation de Fourrier discrète
Une des méthodes permettant d’obtenir l’impédance à mesurer est d’utiliser une technique
par transformation de Fourrier discrète (DFT). LaDFTdu signal de réponse mesuré est
calcu-lée en effectuant l’acquisition d’un certain nombre de valeurs du signal à intervalles réguliers
à l’aide d’un convertisseur analogique à numérique [17]. L’équation générale de laDFTest
présentée à l’équation 2.4, cette dernière nous permet de calculer les différents coefficients
définissant le signal échantillonné de N échantillons et d’ensuite le traiter. En utilisant la
for-mule d’Euler on peut modifier cette équation pour obtenir l’expression 2.5 qui représente
clairement la partie réelle dans son premier terme et la partie imaginaire dans le deuxième
terme du signal analysé [18], [19]. De façon à obtenir les valeurs de ces deux paramètres il est
ensuite nécessaire d’effectuer une corrélation avec un cosinus et ensuite une corrélation avec un sinus pour trouver les composantes réelles et imaginaires du signal pour cette fréquence d’excitation donnée. En ayant obtenu ces deux informations, on peut facilement retrouver la valeur du module de l’impédance ainsi que de sa phase.
X(k) = N−1
∑
n=0 x(n)e− j2πknN (2.4) X(k) = N−1∑
n=0 x(n)cos(2πkn N ) − j N−1∑
n=0 x(n)sin(2πkn N ) (2.5)2.1.2.2 Analyse de réponse en fréquence
La mesure d’impédance par analyse de réponse en fréquence (FRA) consiste à effectuer une
corrélation avec un sinus et un cosinus à la fréquence du signal d’excitation avec le signal de réponse mesuré après l’avoir échantillonné. Le signal mesuré est ensuite intégré sur une
période du signal afin d’obtenir les parties réelles et imaginaires de l’impédance comme
présenté à l’expression2.6[20], [21]. L’avantage principal de laFRAest que cette méthode
permet de retirer de façon efficace le bruit du système de mesure en effectuant l’analyse à la fréquence précise du signal d’excitation en augmentant le nombre de périodes d’intégration. De cette façon, on s’assure d’éliminer le contenu fréquentiel non désiré. Un autre avantage de cette méthode est son temps d’analyse rapide.
Re(E) = 1 T Z T 0 Esin(ωt + φ )sin(ωt)dt = E 2cos(φ ) Ie(E) = 1 T Z T 0 Esin(ωt + φ )cos(ωt)dt =E 2sin(φ ) (2.6)
2.2
Impédance et environnement des micro-organismes
Cette section présente en détail les liens entre les mesures d’impédance et les micro-organismes en expliquant comment obtenir les paramètres du circuit équivalent d’un milieu de culture en plus de lier la courbe de variation d’impédance aux différentes étapes de vie d’une colonie bactérienne.
2.2.1
Modèle électrique et analyse d’impédance
Afin de déterminer les paramètres de l’impédance d’un milieu de culture contenant les micro-organismes il est d’abord nécessaire de recueillir le signal de réponse du milieu et de le com-parer avec le signal d’excitation afin d’en extraire ses paramètres comme présenté à l’équation
2.3. Pour arriver à ce résultat, quelques étapes sont d’abord nécessaires. Tout d’abord,
l’ins-tallation d’électrodes dans le milieu de culture permet d’exposer le milieu au signal
d’excita-tion et de mesurer la réponse du système complet. La figure2.1présente le circuit équivalent
complet dans le cas où deux électrodes métalliques sont en contact direct avec la solution de culture. À partir de cet équivalent on peut calculer l’impédance complète du système à l’aide
de l’équation2.7[22]. ZSolution= Ri+ Rs 1 + ω2R2 sCs2 − j 1 ωCdl + ω R2sCs 1 + ω2R2 sCs2 (2.7)
Ce système complexe représentant les électrodes et l’environnement de culture, peut être re-présenté dans une forme plus simple par une équivalence série d’une résistance et de deux
condensateurs en parallèle avec un autre condensateur comme présenté à la figure2.2 [23].
FIGURE2.1 – Circuit équivalent complet pour deux électrodes métalliques en contact avec la
solution de culture
entre une électrode et le milieu (c’est pourquoi on le retrouve deux fois dans le schéma
équi-valent) et finalement Cdi correspond à la capacité diélectrique du milieu. Pour des fréquences
inférieures à 1 MHz on peut estimer la capacité diélectrique du milieu Cdi est inactive et on
peut l’ignorer. Dans le cadre du projet, des fréquences entre 750 Hz et 10 kHz seront utilisées et on peut donc éliminer cette capacité du circuit équivalent pour le simplifier. Il est ensuite
possible de mettre en commun les deux condensateurs Cdl puisqu’il est impossible de les
dif-férencier avec une simple mesure d’impédance. On les regroupe alors ensemble pour obtenir
le schéma simplifié final présenté à la figure2.3[24].
FIGURE2.2 – Circuit équivalent
Cette simplification nous permet ensuite de déterminer la résistance et la capacité équivalente du milieu de culture et des bactéries qu’on y retrouve. Puisque la la valeur du module et de la phase de l’impédance sont connues suite à l’utilisation d’une des méthodes présentées à la
FIGURE2.3 – Circuit équivalent simplifié
représentant le milieu de culture des micro-organismes avec les expressions 2.8. On peut
ensuite estimer la croissance des organismes à l’intérieur en prenant une mesure d’impédance au début de la culture qui nous servira de point de repaire initial. Les mesures suivantes comparées à cette valeur de départ permettent ensuite d’évaluer l’évolution dans le temps de
la population de micro-organismes dans le milieu de croissance [24].
Zeq= Req+ 1 jωCeq Req= |Zeq|cos(φ ) Ceq= 1 2π f |Zeq|sin(φ ) (2.8)
Puisque ces valeurs mesurées dépendent directement de la fréquence du signal d’excitation il est important de sélectionner celle-ci de façon à ce qu’elle soit adéquate pour conduire
ce type d’analyse. La figure2.4 tirée de [25] permet d’évaluer la contribution des différents
éléments du circuit équivalents de la figure 2.2 selon la fréquence du signal d’excitation
utilisé. Cette figure montre qu’utiliser une fréquence supérieure à 10 kHz ne donne pas de changement significatif de l’impédance puisque la valeur de la résistance du milieu devient dominante et que celle-ci n’est bien évidemment pas fonction de la fréquence. Afin d’obtenir une mesure d’impédance qui présente des changements significatifs et détectables ont peut alors conclure qu’il est nécessaire d’opérer avec des fréquences d’excitation inférieures à 10 kHz où la capacité a une plus grande contribution. Cette zone a aussi l’avantage que l’impédance varie de façon très linéaire avec la fréquence.
FIGURE2.4 – Contributions à l’impédance du circuit équivalent selon la fréquence
2.2.2
Interprétation des mesures d’impédance et de croissance
bactérienne
La croissance d’une population bactérienne s’effectue de façon binaire, c’est-à-dire que chaque cellule se divise en deux cellules distinctes lors du processus de division cellulaire. En effet, une fois qu’une cellule atteint une taille deux fois plus grande que sa taille initiale elle se
divise en deux copies, ce qui produit une copie d’elle même ayant un ADN identique. Ce
type de multiplication de population implique donc directement une croissance exponentielle
du nombre d’organismes dans une population [26]. Par contre, cette croissance exponentielle
ne représente qu’une phase particulière du cycle de vie complet d’une telle colonie. Les prin-cipales phases de ce cycle de vie sont : la phase de latence, la phase exponentielle, la phase
stationnaire et la phase de déclin ou phase de mort comme détaillé dans [27] et [28].
1. Phase de latence :
La phase de latence correspond à une phase d’adaptation où les bactéries vont principa-lement s’adapter au milieu où elles se trouvent. La durée de cette période varie selon la différence entre leur environnement précédent et leur nouvel environnement selon plu-sieurs facteurs comme la température ou le pH. Ainsi des colonies transférées entre des milieux identiques risquent de ne pas avoir de phase de latence, ou bien une phase très
courte par rapport à un changement vers un milieu où les différentes conditions sont très différentes. Cette première étape ne présente pas de division cellulaire, bien que les cellules commencent à augmenter en taille progressivement à mesure qu’elles se nourrissent. C’est aussi à ce moment que les différents organismes commencent à syn-thétiser des enzymes qui seront utiles pour utiliser les ressources nutritives du milieu de culture.
2. Phase exponentielle :
C’est durant cette seconde phase que la colonie va connaître sa phase de croissance exponentielle où le nombre d’individus va augmenter très rapidement dans des bonnes conditions. C’est à ce moment que les cellules vont commencer à se diviser de fa-çon prévisible et qu’il devient alors possible de déterminer le taux de croissance de la population en évaluant le nombre de bactéries (duquel l’impédance découle) selon le temps écoulé depuis la phase précédente. On définit le temps nécessaire pour qu’une population bactérienne double comme étant le temps de génération noté G. Ce temps varie selon les différentes espèces de micro-organismes et aussi selon les conditions
auxquelles les colonies sont exposées. L’équation 2.9présente le temps de génération
Goù t est l’intervalle de temps et n est le nombre de générations durant cette intervalle
[29].
G= t
n (2.9)
Afin de trouver le paramètre n on commence à partir de l’équation 2.10 où Bn et B0
représentent respectivement le nombre d’organismes après n générations et le nombre
d’organismes initial. Si on isole n dans cette équation on obtient alors le résultat2.11
permettant de calculer le nombre de générations à partir des comptes d’organismes
dans le milieu de culture. En combinant cette dernière formule et 2.9 on retrouve la
formule complète 2.12 permettant de calculer le temps génération d’une population
bactérienne à partir de la population initiale et finale ainsi que l’intervalle de temps
entre ces mesures [30].
Bn= B0· 2n (2.10) n=logBn− logB0 log2 (2.11) G= t n = t· log2 logBn− logB0 (2.12)
3. Phase stationnaire :
À partir d’un certain moment, la croissance exponentielle de la colonie ne peut se poursuivre suite à un ou plusieurs problèmes tels que le manque de nutriments, l’accu-mulation de déchets dans le milieu de culture ou simplement un manque d’espace. À partir de ce point, le nombre de cellules qui meurent est normalement égal au nombre de nouvelles cellules, ce qui provoque un taux de croissance nul et donc une période où la population n’augmente plus qu’on dit alors stationnaire. Durant cette phase, il est possible qu’une des conditions problématiques soient résolues, par exemple un nouvel apport en nutriment, et donc que la colonie retourne à la phase de croissance expo-nentielle pour un certain temps. C’est aussi lors de cette phase et suite au changement de l’environnement que les cellules peuvent s’adapter et se mettre à produire des mé-tabolites secondaires. Un métabolite secondaire est défini comme étant une molécule qui est non essentielle à la croissance ou au développement d’un organisme. Fait in-téressant, ces métabolites ont, par exemple, la possibilité d’être agressifs ou toxiques pour d’autres espèces de bactéries et peuvent donc avoir des propriétés antibiotiques pour certaines maladies causées par ces organismes. Ceci est évidemment un aspect très important pour la recherche effectuée en microbiologie pour le développement de nouveaux composés utiles dans l’industrie pharmaceutique.
4. Phase de déclin :
Finalement, on atteint la phase finale du cycle de vie d’une colonie qui correspond à la mort généralisée des organismes. Le nombre de cellules dans la colonie se met à décroître rapidement. Il est intéressant de noter qu’il est rare que l’entièreté de la popu-lation disparaisse. Dans quelques cas, certains individus peuvent muter pour s’adapter au nouvel environnement et pourront ainsi survivre dans ces conditions.
La figure2.5présente la courbe de croissance classique d’une population bactérienne
super-posée à la courbe de variation d’impédance équivalent à cette croissance [25], [31]. Cette
figure permet donc de mettre en relation les étapes de vie d’une population présentées pré-cédemment et les mesures d’impédance de cette dernière. À partir de cette information et des mesures d’impédances on peut alors lier ces mesures aux différents événements s’étant produit dans le milieu de culture lors du test.
Maintenant que les différentes étapes de la croissance des colonies de bactéries ont été présen-tées, il est possible d’expliquer les phénomènes reliant ces phases avec les variations d’impé-dance mesurables. En effet, les changements mesurés sur ce paramètre d’un milieu de culture sont directement liés aux comportements des micro-organismes dans celui-ci. En effet, des
FIGURE 2.5 – Courbe de croissance d’une population bactérienne en relation avec l’impé-dance mesurée
substances telles que NH3, NH2 et CO2 sont produites par la métabolisation des bactéries
et vont avoir un impact sur la conductivité du milieu [32]. Les micro-organismes vont entre
autres, lors de leur vie, créer des paires d’ions suite à leurs activités métaboliques telles que
la conversion de différents composés vers d’autres produits [33], [34]. Ces ions conducteurs
sont donc relâchés dans le milieu de culture et viennent contribuer à changer la conductivité de ce dernier, affectant donc l’impédance du milieu. Plus précisément, il a été déterminé que
ces ions proviennent de deux source distinctes lors de la croissance des colonies [31]. La
pre-mière correspond au mécanisme de métabolisation d’énergie où une bactérie consomme de l’oxygène et des sucres pour produire du gaz carbonique et des acides lactiques. Ces acides lactiques sont par la suite décomposés en ions de bicarbonate qui est un bon conducteur io-nique ce qui va provoquer un changement d’impédance de la solution. La deuxième source est représentée par l’échange d’ions au travers des membranes cellulaires des organismes. Par contre, cette dernière source contribue moins au changement de conductivité du milieu que la métabolisation d’énergie.
La croissance d’une colonie de bactérie est couramment décrite avec des CFU/mL, soit des
Colony Forming Unitspar millilitres. Cette mesure permet une approximation du nombre de
bactéries dans une culture en utilisant le nombre de colonies différentes s’étant formées à
plupart des cultures on commence d’abord par effectuer une dilution d’une source de bacté-ries d’origine, un échantillon de sol ou un échantillon obtenu d’un laboratoire par exemple. Cette solution d’origine est ensuite diluée suivant un certain facteur et sa concentration d’ori-gine pour obtenir idéalement un nombre assez faible de micro-organismes dans le milieu de test. Suite à la croissance des colonies dans le milieu de culture il est possible de compter visuellement ce nombre de colonies et donc d’avoir une estimation du nombre total de bac-téries dans l’échantillon. Cette mesure est particulièrement intéressante puisque l’impédance du milieu est directement liée à la concentration d’organismes dans cet espace et donc on peut transposer l’évaluation du nombre de bactéries sur la courbe d’impédance pour obtenir une estimation du nombre d’organismes par rapport au temps. Puisque la multiplication de ce genre d’organismes est binaire, il est souvent pratique de représenter cette concentration avec un logarithme en base 2 afin d’obtenir une courbe de croissance linéaire. L’expression
2.13présente comment calculer la concentration enCFU/mL d’un échantillon.
CFU/mL =Nombre de colonies· Facteur de dilution
Volume du milieu de culture (2.13)
2.2.3
Micro-organismes en environnement froids
Peu de recherches on été menées sur le microbiome nordique, et encore moins pour celui spécifique aux régions nordiques du Québec et du Canada. La plupart des études discutant de bactéries dans des températures touchent plus les bactéries pathogènes dans les aliments réfrigérés et ceux-ci ne sont pas vraiment intéressants dans le cadre du projet de l’EcoChip
[36]. Par contre, il existe bien des études sur les micro-organismes dits psychrophiles
survi-vant à des températures allant de -20◦C à +10◦C. Ces environnements sont principalement
représentés par les sols gelés à l’année, la glace polaire ou encore les eaux arctiques. Ce sol gelé d’année en année est appelé pergélisol (ou permafrost en anglais) est très présent dans le nord du Canada. En effet, le pergélisol peut représenter jusqu’à 40% à 50% du sous-sol du
territoire canadien [37]. Son épaisseur peut varier de quelques dizaines de centimètres à
plu-sieurs centaines de mètre à certains endroits selon l’emplacement géographique, l’altitude, la température ainsi que l’accumulation de neige au sol. Bien que cet environnement présente des conditions difficiles pour la vie avec des températures sous zéro et peu d’eau liquide, plusieurs bactéries réussissent à y survivre malgré tout. En fait, des études ont permis jusqu’à maintenant d’identifier un peu plus d’une trentaine de genres différents de bactéries habitant
le pergélisol arctique [38].
halocryophilus Or1, pouvant croître et se diviser à -15◦et pouvant métaboliser à des
tempéra-tures allant jusqu’à -25◦C dans le pergélisol [39]. Dans cette étude, les chercheurs ont utilisé
du sol provenant de l’île d’Ellesmere dans le haut arctique Canadien dans le but de trouver des bactéries pouvant résister au froid de ces milieux. L’étude révèle que ces bactéries ont dé-veloppé plusieurs adaptations pour leur permettre de survivre dans ces conditions très froides. Parmi ces adaptations on peut noter grande flexibilité et stabilité de ses protéines ainsi qu’une enveloppe cellulaire particulièrement adaptée pour résister au froid. L’une des solutions que les membres de l’équipe ont trouvé afin de permettre une culture de ces bactéries a été de développer un milieu de culture qui ne gèle pas à ces températures. Un milieu gelant entre
-16◦C et -18◦C a donc été développé et est essentiel pour ce genre de culture, surtout si on
veut en mesurer l’impédance durant le développement bactérien comme ce serait le cas pour l’EcoChip.
Toujours dans [39], on rapporte que pour la bactérie découverte, le temps de génération
pré-senté à l’équation2.9 est de 1 heure à 25◦C et est respectivement de 40 et 50 jours à -10◦C
et -15◦C. Le temps de génération, rappelons le, correspond au temps nécessaire afin que la
population double. L’étude indique aussi que ces temps de générations concordent avec ceux
trouvés de d’autres espèces psychrophiles, soit de 12 jours à -12◦C qui est aussi mentionné.
Pour les tests de croissance à -10◦C et -15◦C les résultats obtenus présentent des colonies
de 105 CFU/mL pour des populations viables. Il est aussi à noter qu’aucune croissance n’a
été démontrée à moins de -15◦C, bien que les cellules métabolisaient tout de même à cette
température. Comme présenté à la section2.2.2, le changement d’impédance est causé par la
métabolisation des cellules dans le milieu de culture, ce qui indique que si celui-ci n’est pas gelé, on peut s’attendre à une variation d’impédance pour des bactéries dans le permafrost. D’autres études ont permises de découvrir d’autres espèces de bactéries prometteuses. En effet, à partir d’eau de mer provenant de l’Antarctique en 2002 et en 2003, une équipe a dé-couvert une bactérie psychrophiles présentant des caractéristiques lui permettant de décom-poser des composés pétroliers et donc possiblement d’offrir une solution contre ce type de
pollution [40]. D’autres études ont aussi étés menées sur les capacités des micro-organismes
des régions nordiques à pouvoir utiliser des produits pétroliers comme source d’énergie [7],
[8]. En effet, ces différentes bactéries retrouvées dans les environnements arctiques possèdent
des enzymes leur permettant de décomposer et utiliser ces produits. Il est aussi connu depuis longtemps que des bactéries psychrophiles seraient très intéressantes dans plusieurs appli-cations industrielles à cause qu’elles pourraient être utilisées avec des températures froides
2.3
Systèmes existants
Cette section présente différents systèmes existants autant pour faire la culture de micro-organismes sur le terrain qu’en laboratoire ainsi que plusieurs systèmes de mesure d’impé-dance pour des applications similaires.
2.3.1
Culture de bactéries
2.3.1.1 iChip
L’iChip est un système permettant la culture de micro-organismes dans leur milieu naturel. L’idée de ce système vient du fait que beaucoup de bactéries ne peuvent pas être cultivées en laboratoire à cause du manque de certains éléments et nutriments se retrouvant
principa-lement dans leur habitat naturel [41]. L’iChip a donc été conçu par une équipe de chercheurs
de l’université Northeastern afin de faciliter la culture de micro-organismes en milieu naturel
[42]. Ce dispositif est développé afin de permettre la culture de ces organismes et évaluer
si certains de ceux-ci ne pourrait pas posséder des caractéristiques intéressantes. Comme on
peut le voir sur la figure 2.6, l’iChip est composé de trois plaques principales fabriquées à
partir de plastique et assemblées ensemble. Ces plaques présentent des trous servant comme puits de culture pour les micro-organismes. Chacun de ces puits est d’un diamètre de 1 mm et on en retrouve 192 sur chacune des deux plaques extérieures, pour un total de 384 trous. Des membranes semi-perméables sont installées sur ces plaques afin de prévenir le déplacement des organismes hors des puits mais aussi pour permettre les échanges de nutriments et de substances diverses entre les milieux de culture et l’environnement.
L’iChip peut être utilisé dans n’importe quel milieu autant en laboratoire qu’en nature et ce dans plusieurs environnements différents. L’iChip n’est normalement jamais laissé dans la nature plus de 15 jours. Il est composé d’une première membrane semi-perméable avec des pores de 0.00001 µm à 10.0 µm sur le dessus. La deuxième membrane possède des pores de 0.2 µm à 10 µm sur le dessous. Les membranes peuvent être collées sur le boîtier ou
installées sous la forme d’un « ballon » autour de l’appareil [41]. L’utilisation de l’iChip pour
la culture de micro-organismes à déjà fait l’objet de plusieurs articles depuis son introduction dans le milieu scientifique et est très prometteur. En effet, en 2015 une équipe de chercheurs a pu identifier à l’aide de ce système un potentiel nouvel antibiotique nommé Teixobactin
[43], [44]. L’iChip n’est toutefois qu’un appareil de culture et ne possède pas de système
électronique permettant de suivre la croissance bactérienne ou de mesurer les paramètres environnementaux qui ont permis la croissance des bactéries cultivées.
FIGURE2.6 – Vue détaillé de l’iChip
2.3.1.2 e-Plate
Les e-Plate de ACEA Biosciences Inc. sont des plaquettes permettant la croissance de
bac-téries en laboratoire, la figure 2.7 présente le modèle à 96 trous. Les plaquettes de 96 puits
sont équipées d’électrodes permettant un contact électrique avec le milieu de culture dans
chacun des puits afin de permettre des analyses d’impédance avec un système adéquat [45].
Bien que le fabricant indique de ces plaquettes sont bonnes pour seulement une fois, il a été démontré qu’il est possible de stériliser les plaquettes et de les réutiliser plusieurs fois sans
compromettre les résultats [46].
FIGURE 2.7 – Plaquette de culture e-Plate
La figure 2.8 présente une vue détaillée du réseau d’électrodes interdigitées retrouvées au
utilisée dans le domaine de la mesure d’impédance de colonies bactérienne à cause de ses per-formances pour ce type de mesure. En effet, cette configuration offre une sensibilité beaucoup plus élevée qu’une configuration standard. Cette différence est principalement expliquée par le fait qu’il n’y a pas seulement une paire d’électrodes mais bien plusieurs paires qui s’en-trelacent comme les doigts de la main d’où son nom. Ces paires sont aussi beaucoup plus
rapprochées les unes des autres que dans un système classique à deux électrodes [23].
FIGURE2.8 – Vue des électrodes d’une e-Plate
2.3.2
Systèmes de mesure d’impédance
2.3.2.1 xCelligence RTCA
Le système xCelligence RTCA de ACEA Biosciences Inc. est un appareil commercial de
mesure d’impédance utilisant les e-Plate présentées à la section 2.3.1.2 comme milieu de
culture. L’appareil permet d’effectuer en temps réel des analyses d’impédance sur les 96 puits d’une e-Plate standard. Le système est conçu pour permettre l’analyse en laboratoire et
en incubateur, celui-ci ne convient donc pas à une utilisation sur le terrain [47]. Le tableau
2.1présente les différentes spécifications de ce système particulier [48]. Le système complet
est composé de deux modules, un module permettant d’accueillir la ou les e-Plate (selon
le modèle) présenté à la figure 2.9 et un système analysant les données et s’occupant de
la génération des signaux. Les deux parties communiquent ensemble via un lien RS-232 standard permettant de communiquer les signaux à la plate-forme de base. Un ordinateur est aussi nécessaire afin de contrôler l’ensemble du système. Le dispositif offre des mesures très précises mais est par contre assez dispendieux dû à toutes les composantes requises.
TABLE2.1 – Caractéristiques du xCelligence RTCA Analyzer
Paramètre Valeur
Alimentation 100-240 VAC
Consommation de puissance 25 W max
Tension du signal d’excitation 22 mV rms
Fréquences d’analyses disponibles 10, 25 et 50 kHz
Plage d’impédance mesurable 10 Ω à 5 kΩ
Précision de la mesure d’impédance ±(1.5% + 1 Ω)
Durée d’analyse pour 96 puits 15 secondes
Dimensions 40.0 cm x 40.0 cm x 9.0 cm
FIGURE2.9 – Système de mesure RTCA SP
2.3.2.2 Système de mesure de croissance cellulaire par J.J. Montero-Rodriguez et al,
2017
Un système développé par une équipe de l’institut de technologie du Costa Rica est présenté ici. Le système utilise la technique de mesure d’impédance dite par Auto-balancing bridge
method (ABBM). La figure2.10 présente le circuit d’un montage typiquement utilisé pour
cette méthode et les équations2.14présentent les différentes relations du circuit [49]. Le
cou-rant Ixprovenant du générateur de signal est appliqué à l’impédance que l’on désire connaître.
Ce courant est identique au courant Ixdû à la configuration d’amplificateur opérationnel
uti-lisée. Ce courant produit la tension Vxaux bornes de la résistance Rx, tension qui est ensuite
mesurée. Cette résistance Rxpermet de déterminer la plage de valeur d’impédance mesurable
FIGURE 2.10 – Circuit utilisée pour une mesure avec la méthode ABBM Vr= Ir∗ Rr= Ix∗ Rr Ix= Vx Zx Zx=Vx Ix ∗ Rr= Vx Vr (2.14)
L’impédance est ensuite calculée en effectuant l’acquisition des signaux. La figure2.11tirée
de [49] présente un circuit permettant d’effectuer cette fonction. La tension Vx est d’abord
mesurée et un circuit de détection de phase est utilisé pour déterminer la partie réelle et la
partie imaginaire du signal. La même chose est aussi faite pour le signal Vr. Une fois ces
valeurs connues, on peut utiliser les équations2.15pour calculer l’impédance à partir de ces
mesures.
Rx= Rr ac+ bd c2+ d2 Xx= Rr bc− ad c2+ d2 (2.15)
Le système présenté ne permet pas directement la culture des micro-organismes et ne peut
analyser que deux échantillons à la fois comme précisé dans l’article [50]. L’appareil est
conçu à partir de pièces obtenues en vente libre, d’un circuit imprimé conçu spécifiquement pour cette application et d’une plate-forme de développement utilisant Linux. C’est ce sys-tème qui effectue tout le traitement de signal nécessaire pour les calculs de l’impédance ainsi que la sauvegarde en mémoire des données mesurées. Le système de mesure d’impédance permet d’utiliser une plage de fréquence assez large allant d’un niveau DC jusqu’à une fré-quence d’excitation de 125 kHz.
TABLE2.2 – Caractéristiques du système conçu par J.J. Montero-Rodriguez et al, 2017
Paramètre Valeur
Tension du signal d’excitation 0-100 mV
Fréquences d’analyses disponibles jusqu’à 125 kHz
Précision de la mesure d’impédance <5%
2.3.2.3 Système de mesure d’impédance sur réseau sans fil par S.A. Ghaffari et al,
2015
Le système réalisé ici utilise un convertisseur de réseau AD5933 pour mesurer l’impédance de l’échantillon. Cette pièce électronique mesure l’impédance à l’aide d’une transformation
de Fourrier discrète comme présenté à la section 2.1.2.1. Le système réalisé est fabriqué à
bas coût à partir de pièces facilement accessibles sur le marché et est conçu pour fonctionner
sur un réseau de plusieurs systèmes sans fil [51]. Le tableau2.3présente les performances de
ce système de mesure d’impédance. Il bénéficie aussi d’un système de calibration composé de plusieurs résistances avec des valeurs connues permettant de limiter les problèmes dus au décalage de phase causé par le système interne du AD5933, il est d’ailleurs détaillé qu’il est mieux d’utilisé une impédance purement résistive pour la calibration afin de diminuer l’impact de ce phénomène. La consommation en courant du système est dominé par la com-munication sur le réseau sans fil ZigBee utilisé pour le système, ce système possède un mode veille lui permettant toutefois de diminuer sa consommation lorsqu’il n’est pas en opération active.
TABLE2.3 – Caractéristiques du système par S.A. Ghaffari et al, 2015
Paramètre Valeur
Tension d’alimentation du système 3.3V
Consommation de puissance (actif) 250 mW
Consommation de puissance (veille) 16.5 mW
Tension du signal d’excitation 200 mV
Plage de fréquence disponible pour le signal d’excitation 5 kHz à 100 kHz
Résolution de la fréquence 0.2 Hz
Durée d’analyse d’une mesure <2 secondes
2.3.2.4 Système de mesure d’impédance portable par MM. Grossi et al, 2017
Une équipe de l’Université de Bologne a réalisé en 2017 un système de mesure portable de
la concentration bactérienne [52]. Le système permet de placer quatre échantillons à
ana-lyser dans un boîtier adapté équipé d’éléments chauffant régulés permettant d’obtenir une
température de culture idéale de 37◦C. L’utilisation d’éléments chauffant pour atteindre cette
température assure que les bactéries sont dans des conditions de croissance idéales ce qui
ac-célère le processus. Un écranLCDest aussi présent sur le système afin de faire les différents
réglages et un port mini-USB permet de transférer les données recueillies sur un ordinateur pour des analyses ultérieures. Des multiplexeurs analogiques sont utilisés pour distribuer de
façon séquentielle le signal d’excitation aux différents puits de test. La figure 2.12 présente
le système qui est assez volumineux, comme présenté avec les autres spécifications dans le
tableau 2.4. Ce système permet donc de faire des analyses sur le terrain mais nécessite un
opérateur et une certaine puissance pour les éléments chauffants. Le système n’est aussi pas conçu pour être laissé sur le terrain ou pour la culture de plus de quatre échantillons à la fois.
TABLE2.4 – Caractéristiques du système par par MM. Grossi et al, 2017
Paramètre Valeur
Puissance des éléments chauffants 50 W
Tension du signal d’excitation 10 à 100 mV
Fréquences d’analyses disponibles 100 Hz, 500 Hz et 1 kHz
FIGURE 2.12 – Représentation du système portable conçu par MM. Grossi et al, 2017
2.3.2.5 Système de mesure automatique de l’impédance dans le lait par C.J. Fourie,
2007
Ce système permet la mesure sur 16 canaux de l’impédance d’échantillons de lait et permet
d’en évaluer la concentration bactérienne [53]. Le système utilise des paires d’électrodes
standard immergées dans le lait afin de faire ses mesures, le signal d’excitation est distribué aux 16 électrodes à l’aide d’un multiplexeurs analogique d’une résistance interne très faible de 0.6 Ω par canal. Un capteur de température est aussi intégré au système. Une mémoire embarquée sur le système permet de sauvegarder les données des analyses effectuées à toutes les heures pour une durée de 10 jours. Le système est alimenté par une batterie, mais sa consommation énergétique et ses dimensions ne sont pas précisées.
Chapitre 3
Système proposé
Ce chapitre présente les différents aspects de la conception de l’EcoChip autant au niveau de la mécanique, de l’électronique et du logiciel. Les différents sous-systèmes du projet y sont donc détaillés de façon à présenter complètement le système proposé.
3.1
Conception mécanique
La figure 3.1présente la version finale de l’EcoChip avec son boîtier et une partie du circuit
imprimé (PCB) à quatre couches sur lequel les différents circuits sont montés. C’est cette
version de l’EcoChip qui a été utilisée pour un essai sur le terrain en août 2018 dont les
résultats sont présentés à la section 4.2.2. Le système électronique est contenu de façon à
limiter le nombre de connecteurs et minimiser la distance entre les électrodes des puits et le système de mesure d’impédance. Ce design permet de réduire les coûts de fabrication, de simplifier le système en éliminant des fils et des connecteurs et permet aussi de réduire l’influence de différentes connexions sur les mesures d’impédances. Le boîtier du module est
réalisé par impression 3D avec un plastique Acrylonitrile Butadiene Styrene (ABS) et permet
d’isoler l’électronique de l’environnement. La structure épaisse en plastique et des anneaux de caoutchouc disposés aux points d’ancrage des vis permettent de limiter la pénétration d’humidité dans le système.
Avec cette version, les contacts électriques des puits sont reliés au circuit imprimé à l’aide
d’une couche de film conducteur anisotrope comme présenté à la figure 3.2. Les puits sont
arrangés par banques de 4 où une trace est utilisée pour le retour de courant commun aux 4 puits, une architecture possible puisque les mesures sont effectuées de façon séquentielles. Les traces de cuivre reliant les électrodes au système de mesure d’impédance sont distribuées également sur trois différentes couches du circuit imprimés afin de diminuer la taille de ce
FIGURE3.1 – Deuxième prototype de l’EcoChip à être allé sur le terrain
dernier et donc d’obtenir un boîtier moins large. La vue rapprochée des puits présente aussi
la structure interdigité des électrodes comme présenté à la section2.3.1.2, ce qui permet une
sensibilité accrue des électrodes qui sont en contact avec la solution contenant les
micro-organismes dans les puits [24].
La figure 3.3présente une vue en coupe de la structure contenant les puits de culture où on
peut voir ses différentes parties. Comme illustré, le boîtier est directement en contact avec
le sol. En dessous de chaque puits, un trou est percé et un filtre MF-Millipore [54] ayant
des pores d’une dimension de 0.1µm et d’une épaisseur de 105µm est placé entre le boîtier et les puits afin de permettre un transfert de certains éléments du sol vers les puits tout en empêchant la solution de culture et les micro-organismes d’en sortir. Ce filtre permet donc aux micro-organismes d’avoir accès aux différents nutriments nécessaires à leur croissance.
FIGURE 3.2 – a) Les 96 électrodes microfabriquées, et b) Vue rapprochée des électrodes
Une fenêtre en Plexiglas vient refermer le dessus du système afin de permettre à la lumière de pénétrer dans les puits. Les puits sont isolés les uns des autres de façon à permettre à différentes solutions de test d’être essayées dans des puits indépendants puisqu’un des objec-tifs du projet est aussi de tester la réaction des micro-organismes à différents contaminants. Il est ainsi possible d’introduire différentes solutions de cultures et contaminants dans les différents puits lors d’un même essai sur le terrain.
3.2
Conception électronique
Cette section présente les différents blocs composant le système électronique de l’EcoChip, leur fonctionnement ainsi que les différents composants utilisés. Les schémas électriques
complet du système proposés sont disponibles à l’annexe A. La figure3.4 présente quant à
elle un diagramme en bloc présentant les différents modules et pièces utilisées.
FIGURE 3.4 – Diagramme en bloc de l’EcoChip
3.2.1
Microcontrôleur et modes de fonctionnement
Un microcontrôleur MSP430F5529 de Texas Instruments est utilisé pour l’EcoChip, ce mi-crocontrôleur est optimisé pour les systèmes basse consommation et est donc idéal pour le projet. Le MSP430F5529 présente plusieurs modes de basse puissance permettant de désac-tiver différentes horloges et périphériques afin de réduire la consommation de puissance lorsque ces derniers ne sont pas nécessaires à l’opération voulue du système. Il est aussi possible d’alimenter le microcontrôleur avec une tension entre 1.8V et 3.6V avec différentes
valeurs de tension sélectionnables pour alimenter le coeur et donc diminuer la consomma-tion encore une fois. Dans le cas de l’EcoChip, afin de limiter ce paramètre, le coeur est alimenté avec une tension de 1.8V. Le microcontrôleur permet aussi de sélectionner la fré-quence d’opération entre cinq différentes valeurs, ce paramètre permettant d’effectuer encore des économies d’énergie. Dans le but de limiter la consommation de puissance et puisqu’une fréquence d’horloge élevée n’est pas nécessaire, une fréquence de 8 MHz est utilisée. Cette fréquence d’opération offre un excellent compromis entre la vitesse d’exécution nécessaire et la consommation en puissance du système.
La figure 3.5 présente la consommation en courant du MSP430F5529 selon la température
ambiante, la tension d’alimentation et le mode de puissance sélectionné [55]. Comme il est
observable dans le tableau, six modes de puissances différents sont disponibles et chacun réduit les besoins énergétiques, bien que dans les modes supérieurs à LPM3 les économies de courant sont beaucoup moins significatives que par exemple entre le LPM0 et LPM2. Il est aussi intéressant de remarquer que le microcontrôleur est fonctionnel à une température de
-40◦C ce qui nous donne une bonne indication de la consommation estimée pour les conditions
d’utilisation de l’EcoChip.
FIGURE3.5 – Détails de la consommation de courant du MSP430F5529 selon ses différents
