Thèse
Pour l’obtention du Grade de Docteur de l’Université de Poitiers. (Faculté des sciences fondamentales et appliquées)
(Diplôme national – arrêté du 7 août 2006)
École Doctorale : Sciences pour l’Environnement Gay Lussac.
Secteur de Recherche : Biologie des organismes ; Biotechnologies animales, végétales et microbiennes
Travaux de thèse cofinancés par la Région Poitou-Charentes et l’ADEME
Présentée par Audrey ABOT Le 19 novembre 2010
Caractérisation des fibres longues de chanvre (Cannabis
sativa) en vue de leurs utilisations dans des matériaux composites
Travaux dirigés par Fabienne Dédaldéchamp (MCF, HDR) et Rémi Lemoine (DR)
Jury d’évaluation des travaux de thèse :
Bernard Kurek (DR) : UMR FARE, Reims, Rapporteur Claudine Morvan (CR) : Glycomev EA 4558, Rouen, Rapporteur
Alain Boudet (Pr émerite) : UMR 5546, Toulouse, Examinateur Fabienne Dédaldéchamp (MCF, HDR) : UMR 6305, Poitiers, Examinatrice
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Remerciements
J’adresse mes premiers remerciements à la région Poitou-Charentes et l’ADEME pour m’accorder la confiance nécessaire en finançant ces travaux.
Je remercie Bernard Kurek et Claudine Morvan pour avoir accepté d’être rapporteurs de ces travaux de thèse. Je remercie les examinateurs extérieurs : Simon Hawkins et Alain Boudet pour accepter d’évaluer ces travaux. Je remercie Hilaire Bewa pour le suivi de ces travaux pour l’ADEME depuis ces trois années de thèse.
J’adresse mes remerciements à Rémi Lemoine pour m’avoir accueilli dans son laboratoire et m’avoir accordé sa confiance et son soutien dans la direction de mes travaux. Un grand merci Rémi aussi pour toute la patience que vous avez su m’accorder. Je remercie Fabienne Dédaldéchamp pour sa participation à la direction de mes travaux, son aide à la rédaction, à la confection de poster scientifique et le partage des « clés » d’enseignement qu’elle a su me communiquer. Je suis d’accord, face aux plus jeunes, nous sommes souvent considérés comme « parole d’évangile » et qu’il faut être d’autant plus prudent quant à ses propos. On ne se le répétera jamais assez ...
Je remercie Grégory Mouille et Herman Höfte pour m’avoir accueillie dans leurs locaux. Je remercie tout particulièrement Greg pour m’avoir initiée au vaste domaine de la FT-IR sous fond de « Rage Against the Machine ». Un grand merci à Arnaud et Aurélia qui m’ont beaucoup aidée lors de mes déplacements à Versailles. Un grand merci et bravo à Aurélie Urbain pour ses travaux novateurs ! (Plate-forme de Chimie du Végétal PFCV, INRA Centre de Versailles/Grignon). Et un grand merci à Diana, Elisabeth, Kian, Michael, Serge, Madeleine, Virginie, Samantha... et je suis certaine que j’en oublie tant la liste des versaillais « Inraniens » sympas est longue !
-Merci à Sylvie Dinant pour nos conversations histologiques et le prêt précieux du Esau -. J’espère que tu garderas longtemps les effets « Pop Arts » de la coupe de chanvre sur ta porte de bureau !
Je remercie David Legland, qui, en plus d’être un super formateur en analyse d’image, fut aussi un super hôte lors de mes sessions versaillaises (dont on se souviendra ! -) !!!
Je remercie les partenaires de CompoChanvre : Fabienne Touchard, Laurence Chocinski, Claire Bonnafous (tiens bon c’est bientôt fini !) du LMPM ; mais aussi Cédric Devers et Frédéric Bataille de Valagro ; Gaëlle Alise, Annette Leroy et Benjamin Masseteau
(courage pour ton éco-avion). Merci à Marie et son époux, de Lin et L’autre, pour la découverte passionnante de ce métier ancestral de tisserand.
Je remercie tout particulièrement Florence Thibault, qui, bien plus qu’une aide technique, apporte de nombreuses solutions de « bon sens » pour remédier aux difficultés rencontrées (Merci aussi pour le PQ : sans toi, je serai au bout du rouleau). Je remercie Magalie Lallemand (Mag’Hyver ^^) pour son soutien dans les soucis de loupe, pour son enthousiasme à se former avec moi aux techniques d’analyse d’image et pour sa rigueur « hygiénique et sécuritaire » non dénuée de sympathie.
Je remercie Pierrette Fleurat-Lessard pour m’avoir communiqué une partie de son grand savoir en cytologie. C’est une chance de pouvoir travailler avec elle et ses collaborateurs de Limoges. Merci de m’avoir notamment permis de rencontrer Raphaël avec qui je partage des échanges fructueux sur les méandres des parois végétales et leurs valorisations potentielles.
Je remercie Anne Cantereau pour l’aide technique apportée sur les acquisitions en microscopie confocale ainsi que son aide pour des pistes de réflexion bien utiles en analyses d’image (Laboratoire Institut de Physiologie et de Biologie Cellulaire, Poitiers).
Je remercie M. Bonnemain pour son aide bibliographique et son aide dans la caractérisation histologique de la tige de chanvre. Merci aussi pour l’aide précieuse accordée à la relecture de l’introduction bibliographique de ce manuscrit.
Je remercie Olivier Béhérec de la Fédération Nationale des Producteurs de Chanvre (FNPC) pour toute l’aide apportée concernant les pistes à approfondir, celles à éviter... et pour m’avoir intégrée dans la filière chanvre en me conviant aux journées portes ouvertes. Nos échanges sont toujours très enrichissants.
Je remercie Ecochanvre 86 et tout particulièrement François Michaud pour son aide admirable à la mise en place des tests en champs et son soutien technique pour le suivi
Je tiens à remercier tout particulièrement Jenny, pour son soutien moral au cours de ces trois ans de thèse et sa solution « miracle » pour calmer mon exéma ! Sans nul doute, tu as tout d’une mère !
-Je remercie les stagiaires pour leur aide technique et pour l’apprentissage du « management » qu’ils m’ont poussés à réaliser.
Je remercie tout particulièrement les doctorants du laboratoire, qui ont su agrémenter mon quotidien de leur sympathie : Doc Pineau (désormais « Jeanne-massien » en mode Safaroux) ; une exception pour le feu Post-doc Willy (dit L’ourson) merci à toi et à très vite à Paris ; Fils (Cyril garde confiance, Jean-Philippe saura élever un peu ta conscience... ça aura été un plaisir, en plus des bonnes tranches de rigolades, de vivre en collocation de bureau avec toi -Honnêtement, J. R ^^) ; Virginie (merci, merci, merci pour les stat’s et dans la vie : tu me manques la Ninie !) ; Yves (From the States, qui ne fait pas que des « arc en ciel » sur les murs ^^), DaB et Anna (Gardez courage ! on aura su en traverser des choses ensemble ! Merci Dab pour nos fidèles déjeuner et nos récits de la télé ^^) ; enfin, Dany et Pauline : la relève incontestée et incontestable des doctorants au PhyMoTS.
Je remercie les doctorants de France et de Navarre qui sont passés par chez nous : Alexandre, Amélie, Hannan et ses collègues Oranaises, Pauline, Olivia, etc...
Je remercie les voisins et voisines : Sandrine et Marie-Anne, nos instants Sushis resteront mémorables, sans compter les autres ! Et ceux à venir... -
Je remercie les partenaires de Valagro : Particulièrement Oz et Alex et toute leur « team » de gens débrouillards sans qui j’aurais eu les mains broyées et je ne saurais toujours pas utiliser une clé à pipe... Merci Damien pour tes réactions exothermiques qui ont su dévier l’attention de mes bourdes à répétition...
Je remercie tous les autres collègues qui ont su me soutenir : Thierry F. pour nos côtés « balances stressées » partagés ; Nathalie, pour tous les bons conseils et l’écoute prodiguée pendant ces trois années ; Pierre, pour nos partages de jeux de mots grivois toujours dans la bonne humeur (Pense à t’hydrater avec de l’eau -) ; Les levuristes du 3ème : Matthieu et Thierry B. avec lesquels la cohabitation de l’étage fut toujours agréable ; Les « petites mains » de passage Virginie et Titi, pour leur jovialité ; Rossi, pour l’attention que tu as su me porter concernant notamment ma « frêle petite santé » et nos échanges autour du « culturel et sa pluridisciplinarité » ; Geneviève et Sylvie pour les « papiers » et les « papiers » (et encore les « papiers »... procéduriers à souhaits)... et l’agrafeuse récalcitrante, et les
reliures enquiquinantes... Andrée, merci pour tes traductions de l’occitan (bon je n’ai pas réussi à placer le coup de « la castration des bœufs avec les cordes en chanvre » <<< quoique ^^) ; Mireille, pour les livres qu’elle m’a prêtés et pour sa gentillesse couronnée de sourires appropriés ; Cécile, la sportive, pour son courage et son dynamisme indispensable au laboratoire ; Lucie, alias MiiiP-MiiiP, pour sa bonne humeur et ses bons goûters ; Maryse, pour les côtés révoltés que je partage plutôt, pas qu’à moitié ; Sylvain, pour son dynamisme bien approprié ; Laurence, pour son cynisme à toute épreuve et ses côtés « grande blasée » (ça me manquera « les bébés congelés ») ; Benoît, le cafetier en chef sans qui ces instants partagés seraient fades car sans café ; Bruno, Didier, « Touche-touche » (Jim Mitchell : Un petit Riff ?) et Jacky pour votre aide sur la manutention des chanvres. Encore à tous : Un grand merci de m’avoir accompagnée et pour avoir réussi à me supporter ! -
Je remercie l’école doctorale Gay Lussac, qui a su m’encadrer et m’ouvrir de belles opportunités. Notamment pour la rencontre de Laurent et Laurence et la découverte des ateliers de l’Ecole de l’ADN, j’ai énormément apprécié travailler avec vous. Mais aussi, pour la rencontre avec François Baty-Sorel : mon « coach » de vie qui a su m’apprendre le DESC, et optimiser mes chances de m’insérer dans la vie active avec tous les outils qu’il sait déployer pour valoriser les compétences bien « nichées ».
Je remercie Fabienne Guillon, Marie-françoise Devaux, Paul Robert et les autres (INRA de Nantes) pour la formation complète que vous avez su m’apporter lors de mon master 2. Je remercie Philippe Simier pour ses conseils avisés lors du « gros » de ma formation avant Poitiers.
Je remercie mes parents pour leur empathie dans les moments difficiles. J’ai une chance de vous avoir ! Tu vois Papa, ta « Cékotine – Mère Thérésa » aura su faire sa « Confucius » ^^… Je remercie l’ensemble de ma famille qui ne m’a pas beaucoup vu ces dernières années…Je remercie tout particulièrement mes sœurs : Cynthia, qui m’a rendue Tat’audrey en 2007 (Je suis fière de la ‘tite Ambre !), et Anne-sophie qui va me rendre Tat’audrey bis fin 2010 - de quoi assurer l’entretient de Farfadet ! Merci aussi à mes beauf’s pour les supporter !
-Je remercie la patience de ma famille néerlandaise qui va pouvoir bientôt à nouveau m’accueillir sur les terres bataves. Veel Bedankt voor Alles. Fre en Ju, ik zull snell naar Utrecht kome !
Durant ces trois années de thèse, en plus de notre chère Ambre, je tiens à souligner les naissances des petits que j’espère (enfin) bientôt rencontrer : Lou, Lison, Zélie, Blanche, Clovis, Mado, Sacha, Maewenn... Des kilos de bébés ! Pendant que... moi... à Poitiers... Un kilo, en trois ans, j’ai rédigé...
J’ai eu toutefois eu la chance d’accueillir et de rencontrer Pauline, née en 2010, et je félicite ces heureux parents non « chaintrier » ^^. Merci à Mathilde et à Keb’ pour leur soutien pendant ces trois années. On va bientôt pouvoir se remettre au karaoké et au loto qu’on va gagner !
-Bien évidemment je remercie ceux qui ont su me subir au quotidien, dans les aléas, où je me traîne pas toujours bien : Matthieu (Merci pour nos bavardages « reboostants », pour tes décrochages étonnants ^^, « je te laisse y réfléchir »...), Frank (Merci d’arriver à me faire rentrer dans mon appartement - et pour les instants « sashimi » et autres moments anti-souci), Adeline (même si nous ne nous sommes pas vu souvent ces derniers temps, je ne pourrais oublier ma SulkAde qui me donne tant de temps), Emilie (je file à La Réunion te rejoindre dès que possible !), Stéphanie (toi qui bat tous les records de longueur d’études ! Bravo à toi et merci d’être là), Ghislaine (pour nos pause MacDo bien méritées !), Emilie (Pour les « codes » d’agneau)... Et en vrac : Les lillois, les nantais, les toulousains, les parisiens... à vous tous je dis à bien vite - je vous l’avais bien dit que je reviendrai !
-±
Ac : Anticorps
ADEME : Agence de la Défense de l’Environnement et de la Maîtrise de l’énergie ADF : Acide Detergent Fiber
ADL : Acid Detergent Lignin ADS : Acid Detergent Solution AFT : AgroFibre Technologie AGP : arabinogalactanes protéines ANOVA : Analyse de variance ATR : Attenuated Total Reflectance
CCSCP : Coopérative Centrale des Producteurs de Semences de Chanvre CEAPC : Comité Economique Agricole de la Production de Chanvre CELC : Confédération Européenne du Lin et du Chanvre
CNRS : Centre National de la Recherche Scientifique CSTB : Centre Scientifique et Technique du Bâtiment DM : degré de méthylation
EIHA : Association Européenne du Chanvre Industriel
ENSMA : Ecole Nationale Supérieure de Mécanique et d’Aéronautique ETR : Ecart-type Résiduel
FNPC : Fédération Nationale des Producteurs de Chanvre FT-IR : Infra-Rouge à Transformée de Fourrier
HRGP : hydroxyprolines
INRA : Institut National de la Recherche Agronomique ITC : Institut Technique du Chanvre
LCDA : La Chanvrière de l’Aube
LMPM : Laboratoire de Mécanique et de Physique des Matériaux MCBL : Microscopie Confocale à Balayage Laser
MET : Microscopie électronique à transmission NaOH : soude
NDF Neutral Detergent Fiber, NDS Neutral Detergent Solution NO : Nombre d’onde (cm-1) OsO4 : acide osmique PFA : para formaldéhyde
PhyMoTS : Laboratoire de Physiologie du Transport des Sucres chez les végétaux PME : Pectine Méthyle Estérase
PRP : protéines riches en proline RGI : rhamnogalacturonanes de type I RGII : rhamnogalacturonanes de type II Rha : Rhamnose
S : Syringyl
THC : TetraHydroCannabinol tMS : tonne de matière sèche U : Unité d’azote
UMR FARE : Unité Mixte de Recherche en Fractionnement des Agroressources et Environnement UTC : Union des Transformateurs de Chanvre
Sommaire
Avant propos... 1
Objectifs du programme CompoChanvre ... 4
... 7
1. Culture du chanvre en France : état des lieux... 7
1.1. Systématique du chanvre ... 7
1.2. Historique de l’utilisation du chanvre ... 8
1.3. Culture du chanvre ...12
1.4. Valorisation actuelle du chanvre ...14
1.4.1. Valorisation de la graine ...15
1.4.2. Valorisation de la tige ...16
2. Morphologie générale du chanvre...19
2.1. La tige ...19
2.2. La racine ...19
2.3. Les feuilles ...19
2.4. Les fleurs...20
3. Morphogénèse et développement des fibres longues ...20
3.1. Les différents tissus caulinaires...20
3.1.1. L’écorce...22
3.1.2. Les tissus conducteurs ...24
3.1.3. La moelle...24
3.2. Formation des tissus caulinaires...25
3.2.1. Les méristèmes primaires...25
3.2.2. Les méristèmes secondaires ...25
4. Description des fibres : généralités. ...26
4.1. Origine et localisation des fibres...28
4.1.1. Fibres xylémiennes...28
4.1.2. Fibres extraxylémiennes...30
5. Formation des fibres xylémiennes et phloémiennes ...31
5.1. L’initiation cambiale ...32
5.2. La croissance coordonnée...34
5.3. La croissance intrusive ...35
5.4. La maturation des fibres et la sénescence...38
6. La paroi végétale : constituants et organisation ...40
6.1. Les polysaccharides : constituants majoritaires pariétaux...40
6.1.1. Les pectines ...41
6.1.2. Les hémicelluloses ...44
6.1.3. La cellulose ...45
6.1.4. Les polyphénols...46
6.2. Les protéines structurales des parois ...47
6.3. Interactions entre les constituants ...47
6.3.1. Interaction cellulose/hémicelluloses...48
1.2.2 Test de densité de semis en serre...56
1.3 Culture en champs ...58
1.4 Récoltes ...60
2 Matériel textile commercial ...61
2.1 Matériel textile pour la conception des éprouvettes de matériaux composites 61
2.2 Matériel textile ...63
2.3 Matériel issu d’autres chaînes de transformation...64
± ...66
1 Plan d’échantillonnage ...66
2 Rouissage ...67
2.1 Mise en place du rouissage ...67
2.2 Cinétique de rouissage et traitement des fibres rouies ...69
3 Préparation des échantillons ...69
3.1 Préparation des échantillons pour les observations en loupe à fluorescence et microscopie confocale à balayage laser (MCBL) ...69
3.2 Préparation des échantillons pour une observation en microscopie photonique et pour l’étude en microspectrométrie FT-IR. ...70
3.2.1 Le prélèvement des échantillons de fibres longues de chanvre ...70
3.3 La préparation des échantillons pour les observations en microscopie photonique et pour la microspectrométrie FT-IR...71
3.4 La préparation des échantillons pour les études biochimiques ...74
4 Analyse des échantillons ...74
4.1 Histologie et cytochimie...74
4.1.2 Microscopies ...74
4.2 Biochimie : techniques liées à la caractérisation des compositions des parois par l’étude Infra-Rouge à Transformée de Fourrier (FT-IR)...77
4.2.1 Principe de la méthode ...77
4.2.2 Principe de l’appareil d’acquisition...79
4.2.3 Acquisition des spectres et format de fichier...80
4.3 Biochimie : dosage des composés pariétaux par le fractionnement de la biomasse. 83
5 Caractérisation des fibres avec les techniques d’imagerie : analyse d’image ………..85
5.1 Principe de l’approche en analyse d’image...86
5.1.1 Les capteurs...86
5.1.2 Le traitement d’image ...86
6 Outils informatiques de traitements de données utilisés ...89
± ...91
1 Expérimentations en champ ...91
1.1 CAMPAGNE 2008...92
1.1.1 Suivi de la croissance des chanvres en champs...92
1.1.2 Récolte et rendements...97
1.2 CAMPAGNE 2009...100
1.3 Impact de l’apport azoté sur la croissance des chanvres...101
1.3.1 Etude de la croissance des chanvres, mesure des entre-nœuds...104
1.4 Campagnes en champs 2008, 2009 : discussion générale...109
2 Etudes morphologiques et histocytochimiques ...112
2.1 Coloration à l’acridine orange ...112
2.1.1 Exemple de coupe transversale de chanvre colorée à l’acridine orange... ...114
2.1.2 Mise au point des méthodes en analyse d’image avec Image J...117
2.2 Répartition et mise en place des fibres longues dans la tige de chanvre .130 2.2.1 Répartition des fibres longues dans la tige de chanvre ...130
2.3 Impact des facteurs agronomiques sur les fibres longues de chanvre ...137
2.3.1 Impact d’un déficit hydrique sur les fibres longues de chanvre ...137
2.3.2 Impact de l’azote sur les fibres longues de chanvre...138
2.3.3 Impact de la densité de semis sur les fibres longues de chanvre...140
2.3.4 Impact des conditions culturales sur les fibres longues de chanvre ...141
3 Etude de l’impact du rouissage sur les fibres longues de chanvre...143
3.1 Observation des fibres longues de chanvre à différents temps de rouissage ...143
3.2 Suivi du rouissage par les méthodes biochimiques ...145
3.2.1 Fractionnement de la biomasse sur les cinétiques de rouissage ...145
3.2.2 Suivi du rouissage par la méthode d’Attenuated Total Reflectance (ATR). ...147
3.2.3 Suivi du rouissage sur les fibres longues de chanvre avec la microspectrométrie FT-IR ...150
...155
3.2.4 Caractérisation des tensions de surface sur les fibres longues de chanvre rouies ...156
3.3 Etudes préliminaires sur la caractérisation des textiles avec l’ATR...158
3.3.1 Caractérisation biochimique des traitements sur les tissus de chanvre158 3.3.2 Exemple de diagnostic de tissus : comparaison lin/chanvre...161
±±Ȁ ...163
Sommaire des figures et tableaux Sommaire des figures
Figure 1. Dessin anatomique du chanvre 6
Figure 2. Le travail du chanvre au XVIIème siècle. 9
Figure 3. Fabrication de cordes en chanvre sur le pont d’un voilier 9
Figure 4. Production de chanvre en France et principaux partenaires de la
transformation/valorisation du chanvre. 11
Figure 5. Croissance du chanvre, exemple d’un semis réalisé début mai 11
Figure 6. Galle de la tige de chanvre causé par les larves d’agrile (Grapholita delineana) 14 Figure 7. Différentes structures d’organisation de la filière chanvre et leurs interactions. 15
Figure 8. Coupe transversale d’une moitié de tige de chanvre. 16
Figure 9. Schéma résumant l’origine et la complexité cellulaire des tissus conducteurs chez
les Dicotylédones. 21
Figure 10. Formation des fibres par sclérification du collenchyme périphérique dans la racine
de Daucus carotta. 21
Figure 11. Le bois résulte de l’association de cinq types cellulaires comme cela est
représenté dans le schéma central. 23
Figure 12. Différenciation des « trachées ». 28
Figure 13. Sections transversales de différents organes végétaux. 29
Figure 14. Fibres à septa du phloème. 31
Figure 15. Différents concepts de développement des fibres. 33
Figure 16. A gauche croissance diffusive anisotrope et isotrope, à droite croissance apicale
extrusive. 35
Figure 17. Quelques caractéristiques de la croissance intrusive des fibres primaires chez le
lin. 37
Figure 18. Répartition de la cellulose et des lignines en pourcentage de matière sèche dans
la paroi de deux fibres adjacentes. 39
Figure 19. Architecture des parois de cellules fibreuses. 40
Figure 20. Modèle de la paroi primaire d’une cellule de Dicotylédone avec les réseaux
enchevêtrés des composés pariétaux. 41
Figure 21. Composés pectiques. 42
Figure 22. Immunolocalisation des épitopes homogalacturonanes pectiques en relation avec
les fibres longues de chanvre. 43
Figure 23. Les hémicelluloses. 45
Figure 25. Les lignines des Dicotylédones. 47
Figure 26. Réseau cellulose / hémicelluloses des parois primaire. 48
Figure 27. Le réseau pectique contenu entre deux parois primaires et la lamelle moyenne. 49
Figure 28. Présentation des axes de recherche des travaux de thèse. 52
Figure 29. Etapes « clés » du programme CompoChanvre et les différents partenaires. 63
Figure 30. Prototype du système de rouissage. 68
Figure 31. Partie des tiges rouies. 68
Figure 32. Principe de fonctionnement d’un microscope confocal à balayage laser. 76 Figure 33. Représentation schématique d’une molécule diatomique par deux masses m1 et m2 reliées par un ressort et la représentation graphique de l’énergie n en fonction de la
distance atomique. 78
Figure 34. Passage d’énergie d’une molécule suite à son absorption infrarouge.. 78
Figure 35. Principe du fonctionnement d’un spectromètre FT-IR. 80
Figure 36. Fréquences de vibrations des principales fonctions rencontrées dans les
composés organiques. 82
Figure 37. Schéma de principe du dosage des constituants pariétaux des fibres. 85
Figure 38. Principe d’acquisition et de formation de l’image numérique. 87
Figure 39. Les différentes résolutions lors de l’acquisition des images numériques. 88
Figure 40. Exemple de binarisation d’image sur une image de grain de riz. 88
Figure 41. Plan d’expérimentation en champ. 91
Figure 42. Impact de l’apport d’azote (80, 120 et 160 U) sur la croissance des chanvres. 93 Figure 43. Impact de la densité (40, 50 et 60 kg/ha) sur la croissance des chanvres . 95 Figure 44. Impact de la pédologie sur la croissance des chanvres. 96
Figure 45. Schéma d’une faucheuse/conditionneuse. 97
Figure 46. Impact des adventices sur le champ 1 (test d’apport azoté). 99
Figure 47. Observation des chanvres semés dans le champ 2, 3 mois après le semis. 100 Figure 48. Impact de l’azote (0, 80 et 120 U) sur la croissance en taille des chanvres. 101 Figure 49. Impact de l’azote (0, 80 et 120 U) sur la taille et le nombre d’entre-nœud des
chanvres. 103
Figure 54. Principe de la coloration à l’acridine orange et de l’attribution des longueurs d’émissions aux principaux composés pariétaux (cellulose et lignines) des différents types
cellulaires. 114
Figure 55. Coupe transversale de chanvre (C. sativa) colorée à l’acridine orange. 116 Figure 56. Coupe longitudinale de tige de chanvre, Félina 32 cultivée dans le champ lors de
la campagne 2009. 117
Figure 57. Exemple de mesure de proportion surfacique de l’écorce (A), des fibres et du parenchyme phloémien(B), des fibres primaires (C) et des fibres secondaires (D). 118 Figure 58. Dénombrement des fibres primaires et secondaires par l’outil dédié sous Image J.
119 Figure 59. Représentation de l’inversion des couleurs informatiques attribuées aux longueurs d’onde d’émission (555 nm < λrouge < 625 nm et 500 nm < λvert < 530 nm) sur une coupe
transversale de chanvre. 123
Figure 60. Exemple de la première étape du traitement d’image par Image J réalisée à partir de coupes transversales de chanvre (C. sativa) colorée à l’acridine orange et observée au
MCBL. 124
Figure 61. Exemple de la séquence de segmentation des fibres primaires de chanvre via
l’approche « masque » développée sous Image J. 125
Figure 62. Présentation de l’application de la mesure du diamètre de Féret, avec Image J,
sur des sections transversales de matériaux composites chanvre / époxy. 127
Figure 63. Résultats des coupes transversales réalisées sur la plante modèle Félina 32 cultivée en serre et observée à la loupe à fluorescence après coloration à l’acridine orange.
129 Figure 64. Coupe transversale de bas de chanvre colorée à l’acridine orange et observé à la
loupe à fluorescence. 131
Figure 65.Coupes transversales de haut de tige de chanvre observée au MCBL 134 Figure 67. Coupes transversales de tige de chanvre fraîche. 136 Figure 68. Coupe transversale de chanvre (partie apicale) inclus en résine LR White Medium et colorée au bleu de toluidine. 136 Figure 69. Coupes transversales de bas et haut de tige de chanvre inclus en LR White
Medium. 138
Figure 70. Coupe longitudinale de tige de chanvre, Félina 32 cultivée dans le champ lors de
la campagne 2009. 142
Figure 71. Ecorces de chanvre à différent temps de rouissage. 144
Figure 72. Coupes transversales (semi-fine, 1500 nm) de fibres longues de chanvre inclues
Figure 73. Représentation des fractions issues des différentes étapes du dosage des constituants pariétaux : NDF, ADF, ADL en fonction du temps de rouissage. 146 Figure 74. Résultats du fractionnement de la biomasse lignocellulosique des fibres de chanvre : proportions relatives des composés hydrosolubles et cellulosiques en fonction des
temps de rouissage. 147
Figure 75. Représentations graphiques des spectres FT-IR acquis en ATR à partir des
poudres de fibres rouies à 0J et à 30J. 148
Figure 76. Représentation graphique de la comparaison de la moyenne (T-Test) des spectres acquis sur les poudres des fibres non rouies contre les poudres des fibres rouies à
10, 30 et 45 jours lors du rouissage. 149
Figure 77. Représentation du principe d’acquisition des cartes avec le microspectromètre
FT-IR. 151
Figure 78. Représentation graphique des spectres moyens obtenus en microspectrométrie
FT-IR sur les fibres longues de chanvre à différents temps de rouissage. 152
Figure 79. Résultat de l’ACP (PC1 vs PC2) réalisée avec TmeV sur les fibres primaires extraites des cartes correspondant aux différents temps de rouissage 0, 5, 10, 30, et 45
jours et acquises au microscope couplé au spectromètre. 153
Figure 80. Représentation graphique du vecteur propre de la composante principale 1 issue de l’ACP appliquée aux fibres extraites des cartes acquises au microspectromètre FT-IR. 153 Figure 81. Représentation des absorbances relatives des nombres d’ondes 1110 et 1060 cm-1 (respectivement B et C) attribués aux fibres longues de chanvre et des nombres d’ondes 1153, 1184, 1720 cm-1 (respectivement D, E et F) attribués à la résine. 154 Figure 82. Représentation des absorbances relatives des nombres d’ondes 1110 et 1060 cm-1 (respectivement B et C et E et F) attribués aux fibres longues de chanvre sur des échantillons de fibres rouies à dix jours de rouissage (A), et à 45 jours de rouissage (D). 155 Figure 83. Représentation graphique de la comparaison entre les moyennes des spectres acquis sur le tissu de chanvre témoin (Oléron 2) contre les mêmes tissus ayant subi les températures d’étuvage de 40°C (b), 50 °C (j), 80 ° C (k), 105°C (l) et 120 °C (m). 159 Figure 84. Représentation graphique de la comparaison entre les moyennes des spectres acquis sur le tissu de chanvre témoin (Oléron 2) contre les mêmes tissus ayant subi des
Sommaire des tableaux
Tableau 1. Avantages techniques, économiques et écologiques des fibres naturelles
comparées aux fibres synthétiques ... 2
Tableau 2. Propriétés mécaniques de fibres d’origines diverses ... 2
Tableau 3. Récapitulatif des données disponibles sur les fibres végétales principalement utilisées ...26
Tableau 4. Paramètres de croissance des fibres de lin aux stades de la croissance coordonnée et intrusive ...33
Tableau 5. Récapitulatif des variétés populations de chanvre utilisées...55
Tableau 6. Nombre de graines par pot des tests semis densités...57
Tableau 7. Matières premières employées pour la fabrication des éprouvettes. ...62
Tableau 8. Récapitulatif des colorations utilisées sur les coupes transversales de chanvre. 76 Tableau 9. Rendement de paille totale obtenue à la récolte des chanvres. ...98
Tableau 10. Récapitulatif des proportions de surface de fibres calculées avec Image J. ....120
Tableau 11. Calcul des proportions de surface des fibres en fonction de la hauteur dans la tige de chanvre Félina 32 modèle cultivée en serre...132
Tableau 12. Récapitulatif des mesures des aires des fibres primaires (FI) et secondaires (FII) sur les coupes transversales des entre-nœuds 1, 3, 5 et 8 de chanvre Félina 32...139
Tableau 13. Récapitulatif des tensions de surface et de la polarité obtenues sur les fibres longues de chanvre à 10 et 30 jours de rouissage confrontées aux valeurs comparables de la littérature. ...157
Tableau 14. Récapitulatif non-exhaustif des différentes études des impacts agronomiques sur la production des fibres longues de chanvre...165
Avant propos
Le travail effectué durant cette thèse s’inscrit dans le cadre du programme régional pluridisciplinaire initié en janvier 2007 « Excellence environnementale, développement des éco-industries ». Ce programme est intitulé « Développement et optimisation de composites à fibres longues de chanvre et à matrices thermodures utilisées dans les industries aéronautiques et nautiques, en lien avec les paramètres microstructuraux de la plante » et porte l’acronyme « CompoChanvre ». Il s’intègre dans le Pôle des Eco-Industries du Poitou-Charentes, dans le thème « Substituer le carbone d’origine fossile par du carbone renouvelable, agromatériaux ».
Cofinancés par l’ADEME (Agence de la Défense de l’Environnement et de la Maîtrise de l’Energie), ces travaux se rattachent au département « Transports et Mobilité » de l’ADEME. Les transports sont responsables de 26% des gaz à effet de serre émis (chiffres 2006, ADEME) et sont dépendants à 98% des produits pétroliers. L’action de l’ADEME, outre la participation à l’élaboration de réglementations, encourage la recherche et le développement pour la mise en place d’une organisation durable du système des transports dans le respect de la réduction des émissions des gaz à effet de serre engagée par le protocole de Kyoto (signé en 1997 et entré en vigueur en 2005).
Les matériaux composites présentent de nombreux avantages par rapport aux matériaux traditionnels en termes de légèreté, de résistance mécanique et physique et de liberté de formes. L’emploi croissant de ces matériaux dans de nombreux domaines (aéronautique, automobile, bâtiment, électricité, équipements industriels,…) justifie l’intérêt qui leur est porté par la recherche. Généralement, ces matériaux, notamment les plus robustes, se composent d’une matrice plastique renforcée par des fibres synthétiques tissées (verre et carbone). Dans une optique de développement durable, le remplacement des fibres synthétiques de renfort par des fibres végétales est une première étape dans le respect des enjeux environnementaux (Wambua et al., 2003). En effet, les fibres d’origine naturelles sont une source renouvelable présentant une faible densité et contribuent à piéger le carbone tout au long de la vie des matériaux. Les nombreux avantages techniques, économiques et écologiques des fibres sont reportés dans le Tableau 1.
Dans le programme « CompoChanvre », le choix du renfort s’est porté sur des fibres de chanvre tissées dans des matrices thermodures ou polyester pour des applications dans les industries du transport nécessitant des composites de haute technicité (nautisme et aéronautisme).
Tableau 1. Avantages techniques, économiques et écologiques des fibres naturelles comparées aux fibres synthétiques (d’après J. Bonnaudet, 2007).
Avantages économiques Avantages techniques Avantages écologiques - Faibles coûts
- Réduction importante des temps de cycle de production - Gains énergétiques à la transformation
- Densité faible
- Propriétés mécaniques identiques aux renforts traditionnels
- Absence d’abrasion
- Grande stabilité géométrique des pièces produites
- Bonnes propriétés d’isolation phonique et thermique
- Entièrement recyclables - Absence de toxicité du renfort - Abaissement du contenu en matériaux d’origine fossile
- Absence de résidus après incinération ultime en fin de vie - Neutre pour l’émission de CO2
- Ressource renouvelable
Tableau 2. Propriétés mécaniques de fibres d’origine diverse (d’après J. Bonnaudet, 2007). Fibres Module d’Young E (en GPa) Allongement à rupture A (en %) Contrainte à rupture ır (en Mpa) Densité Verre E (Filament indus.) 72 -73 3 2000 – 2400 2,54 Carbone (T300) 230 1,5 3530 1,8 Synt hét ique Aramide (Kevlar 49) 124 2,9 3620 1,44 Lin 12 – 85 1 – 4 600 – 2000 1,54 Ramie 61 – 128 1,2 – 3,8 400 – 938 1,56 Chanvre 35 1,6 389 1,07 Jute 26,5 1,5 – 1,8 393 – 773 1,44 Sisal 9 – 21 15 – 40 350 – 700 1,45 Noix de coco 4 – 6 7 – 8 131 – 175 1,15 Végét al e Coton 5,5 – 12,6 18 287 – 597 1,5 – 1,6 Soie 5 15 200 nd Ani m al e Fil d’araignée 7 30 600 nd
Le programme réunit différents partenaires :
9 des laboratoires de recherche : le laboratoire de Mécanique et de Physique des Matériaux (LMPM) de l’Ecole Nationale Supérieur des Matériaux Aéronautiques, (ENSMA), Chasseneuil du Poitou (86), et le laboratoire de Physiologie Moléculaire du Transport des Sucres chez les Végétaux (PhyMoTS, CNRS-Université de Poitiers (86),
9 un centre technique : le CRITT Matériaux, Rochefort (17),
9 une association de recherche et développement : Valagro, Poitiers (86),
9 des associations avec des partenaires de la filière chanvre : des chanvriculteurs (Ecochanvre 86) et des tisserands (Lin et L’autre, île d’Oléron (17)).
Dans le cadre de cette étude, deux thèses sont réalisées dans les deux laboratoires de recherche mentionnés, ce qui confère une originalité pluridisciplinaire à ce programme.
L’ensemble des travaux réalisés durant ces trois années a été valorisé entre autres, dans le cadre d’un congrès « Le chanvre dans tous ses états» organisé par les différents partenaires de ce projet, les 18 et 19 mars 2010, à Poitiers.
Objectifs du programme CompoChanvre
Conforté par une dynamique régionale s’inscrivant dans la volonté de redévelopper la culture du chanvre (Cannabis sativa), le choix des fibres longues se justifie par leurs bonnes propriétés physiques et mécaniques comparativement aux autres fibres naturelles et synthétiques (Tableau 1 et 2).
Des travaux précédents montrent que le point limitant pour l’emploi des fibres végétales réside notamment dans l’interface fibre-matrice qui reste à optimiser (Wambua et al., 2004 ; Baley et al., 2006 ; Abdel-Halim et al., 2008). En effet, les fibres végétales, contrairement aux fibres synthétiques, présentent des surfaces hétérogènes difficiles à intégrer aux matrices utilisées pour les matériaux composites. De plus, la composition hydrophile des fibres végétales ne favorise pas l’adhésion aux matrices hydrophobes. Les fibres synthétiques générées industriellement sont homogènes et peuvent être traitées uniformément par des procédés d’ensimage pour optimiser leur adhésion à la matrice (Tanoglu et al., 2001).
Dans une démarche d’application industrielle, il est donc nécessaire d’optimiser et d’homogénéiser les lots de fibres longues de chanvre utilisés. La caractérisation de ces fibres in planta par l’étude de la mise en place des fibres, sur des plantes cultivées en serre ou en champs, ainsi que le suivi des caractéristiques physico-chimiques au cours des différentes étapes d’élaboration du matériau (défibrage, filage, tissage et traitement des tissus au cours de l’élaboration du matériau) s’inscrit dans cette optique.
Les fibres longues de chanvre appartiennent au tissu phloémien et sont caractérisées par une paroi très épaisse. Les terminologies « fibres longues » et « fibres phloémiennes » concernent les mêmes fibres et sont employées indifféremment dans ce rapport. La cellulose est pondéralement et structurellement l’élément principal des parois des fibres. Les constituants pariétaux non cellulosiques incluent d’autres polysaccharides (hémicelluloses et
1. Culture du chanvre en France : état des lieux 1.1. Systématique du chanvre
Le chanvre, décrit par Linné en 1753, est une plante herbacée Dicotylédone, naturellement dioïque, à feuilles palmées (Figure 1). Une espèce dioïque présente des plantes à sexe séparé, soit mâle, soit femelle alors qu’une plante monoïque possède les fleurs des deux sexes sur le même pied.
Le chanvre appartient à la famille des Cannabinacées ou Cannabacées selon les auteurs. D’après la classification de Cronquist (1981), cette famille appartient à l’ordre des Urticales et comprend deux genres, Cannabis pour le chanvre et Humulus pour le houblon. La classification phylogénétique Angiosperm Phylogeny Group II, basée sur la phylogénie moléculaire des gènes de la RuBisCo (ribulose 1,5 bisphosphate carboxylase/oxygénase, enzyme clé dans la fixation carbonée) (Bremer et al., 2003), situe la famille des Cannabinacées, dans l’ordre des Rosales. Dans cet ordre, l’ortie (Urtica dioica ou urens) et la ramie (Boehmeria nivea) sont aussi des plantes utilisées pour leur production de fibres (Bouloc, 2006). L’ordre des Rosales est rassemblé avec 6 autres au sein du clade des Rosidées I. D’autres plantes riches en fibres phloémiennes, comme le lin (Linum sativum), sont aussi présentes dans ce groupe.
Au-delà des évolutions de classification des Cannabinacées, il est communément admis que dans la famille des Cannabinacées, le genre Cannabis est associé à une espèce, Cannabinus sativa, qui se subdivise en trois groupes ou sous espèces :
9 Cannabis sativa : le chanvre industriel source de fibres phloémiennes, 9 Cannabinus ruderalis : la forme sauvage,
9 Cannabinus indica : la forme psychotrope de la plante.
Cependant, Bouloc (2006) rassemble les deux groupes en Cannabinus sativa se subdivisant en deux sous espèces, Cannabinus sativa ssp spontanea pour la forme sauvage et Cannabinus sativa ssp culta pour les formes cultivées.
Au cours du dernier siècle, la sélection du chanvre industriel s’est concentrée sur l’obtention de variétés non psychotropes (C. sativa) présentant un taux de TetraHydroCannabinol inférieur à 0,2% (THC, molécule psychoactive) afin de respecter les
règles en vigueur. Les variétés sélectionnées sont des variétés ou populations monoïques conservant un caractère rustique. Ces populations sont très polymorphes : en effet obtenues à partir de variétés dioïques à l’origine, les variétés de chanvre industriel ont été sélectionnées à partir des plants monoïques trouvés naturellement dans ces populations. Pourtant, l’évolution de la différenciation sexuelle chez les plantes favorise l’apparition de la dioécie (Khryanin, 2007) pour optimiser les brassages génétiques ce qui offre une meilleure résistance aux changements de conditions environnementales. Dans le cas du chanvre, la monoécie résulte d’une sélection inverse présentant une gamme de plantes monoïques avec un ratio variable de fleurs mâles vs fleurs femelles.
L’origine des chanvres industriels entraîne la diversité de développement et de morphologie obtenues sur les plants monoïques. En effet, le polymorphisme qui résulte de ce mode de sélection est très fort au sein d’une variété.
1.2. Historique de l’utilisation du chanvre
Le chanvre est une des plantes les plus anciennes domestiquée par l’Homme. Des traces datant du néolithique (8000 ans avant J-C) ont été observées en Chine sur des pots en céramique entourés de fibres spiralées de chanvre.
Dès l’antiquité (3500 avant J-C), le chanvre est utilisé pour ses fibres solides employées dans la fabrication de vêtements et de cordage pour la marine. Des restes de tissus de chanvre ont été trouvés en Suisse, Autriche, Irlande, Grèce et Turquie et sont datés de 2500 avant J-C, mais il fut difficile de discriminer la nature des toiles entre le lin et le chanvre (Bouloc, 2006).
Le chanvre est largement employé au XVIIème siècle pour les voiles des bateaux offrant une robustesse supérieure aux voiliers partant au grand large par rapport aux voiles réalisées en lin des autres bateaux à usages côtiers (Figure 2). En Charentes, sont recensés pas moins de 80 villages ou lieudits qui mentionnent les noms de chènevaux et chènevières se rapportant à cette période passée florissante pour le chanvre. La Corderie Royale de
Le chanvre utilisé comme matière première était fin, doux, de couleur homogène et d’odeur forte et devait provenir majoritairement de France grâce aux régions productrices d’Anjou, de Bretagne, d’Auvergne, de Poitou-Charentes et de Berry (Bouloc, 2006). Pour l’obtention des fibres, l’étape de rouissage des tiges de chanvre était menée en rouissoirs ce qui incommodaient beaucoup les riverains par les odeurs pestilentielles qu’ils dégageaient. Des interdictions préfectorales ont peu à peu entravé cette étape essentielle de transformation provoquant la chute de l’approvisionnement national (Lavoisier, 1784). Le chanvre provenant de Hollande ou Russie offrant une meilleure finesse et souplesse et, présent en abondance, a supplanté peu à peu le chanvre national.
Figure 2. Le travail du chanvre au XVIIème siècle.
De gauche à droite, réception des ballots de chanvre, stockage du chanvre et travail des espadeurs visant à retirer la chènevotte des ballots et des peigneurs pour affiner la filasse, travail du fileur pour former le fil de cardet, base de la corde (d’après la Corderie royale de Rochefort).
A la fin du XIXème siècle, l’avènement du coton (Gossypium herbaceum) séduit l’industrie de l’habillement et concurrence fortement les marchés du lin et du chanvre. De plus, le remplacement de la voilure par les machines à vapeur et, dans le même temps, le remplacement des cordages traditionnels par les câbles métalliques entraînent le déclin du chanvre. La chute vertigineuse de plus de 70% des surfaces de chanvre cultivées de 1830 à 1914 en témoigne (Bouloc, 2006).
Dans les années 1930, la concurrence des fibres végétales exotiques (coton, jute (Corchorus capsularis), sisal (Agave sisalana) et ramie (Bohemeria nivea) et les matières synthétiques offrent de nouvelles conceptions textiles. L’industrie du pétrole et ses dérivés avec le polyamide, le polyester et le polypropylène présentent des tissus techniques de grandes résistances à la rupture. Toutefois, à cette même époque, Henry Ford met au point une voiture originale comprenant beaucoup de chanvre alors que la plupart des véhicules sont constitués de tôle en acier, fonte ou aluminium.
En 1937 aux Etats-Unis, le « Marijuana Tax Act » introduit de lourdes taxes sur la culture du chanvre afin qu’elle ne soit plus rentable car accusée d’être responsable de la paresse des travailleurs. La pression du lobbying de Dupont de Nemours (découvreur des fibres synthétiques en nylon, kevlar, etc.) associé aux magnats de l’industrie papetière est soupçonnée d’être à l’origine de parutions frauduleuses dans la presse de cette époque visant à diaboliser les consommateurs de Cannabis. La campagne anti-chanvre dans ce contexte fut écrasante et, de nos jours encore, les Etats-Unis sont toujours défavorables à la culture du chanvre.
Pourtant, pendant la seconde guerre mondiale, les besoins en toiles et cordage sont tels que la culture du chanvre est à nouveau promue aux Etats-Unis notamment par la
réalisation d’un film de propagande « Hemp For Victory »
(http://www.archive.org/details/Hemp_for_victory_1942_FIXED). Mais une fois la guerre
terminée en 1945, la production du nylon étant maitrisée, l’ancienne législation est à nouveau adoptée et le chanvre est définitivement banni aux Etats-Unis. Seules la Russie et
Figure 4. Production de chanvre en France et principaux partenaires de la transformation/valorisation du chanvre. (Bouloc, 2009, «Le chanvre dans tous ses états », mars 2010, Poitiers).
Figure 5. Croissance du chanvre, exemple d’un semis réalisé début mai (Reis et al., 2006, cité dans Bouloc, 2006).
Seuls restent des marchés de niche concernant les papiers spéciaux pour les fibres (banques et cigarettes), l’alimentation de l’oisellerie et des appâts de pêche pour les graines (chènevis). Ces utilisations vont permettre de maintenir une culture du chanvre.
Dans les années 60, l’INRA et la Fédération Nationale des Producteurs de Chanvre (FNPC) lancent un grand programme de sélection du chanvre pour obtenir des cultivars monoïques à faible teneur en THC. Ces travaux permettent de réduire le dimorphisme sexuel chez la plante et de relancer la culture du chanvre agricole sans entraîner les objections autour de l’usage psychotrope.
Depuis, de récentes législations autour de ces semences de chanvre industriel en Allemagne, Australie, Canada, Pologne, Tchéquie, Ukraine et Chine augurent de nouvelles perspectives. Grâce aux multiples usages de son passé et de ses nombreux atouts pour la préservation de l’environnement, le chanvre suscite un réel intérêt actuel digne d’un « Retour vers le Futur ».
1.3. Culture du chanvre
La France est le premier producteur de chanvre en Europe avec une superficie de culture de presque atteignant 12 000 ha (chiffres communiqués par la FNPC, 2008) (Figure 4). En Europe, la superficie totale de chanvre atteint 15 500 ha en 2004 contre 125 000 ha pour le lin (Karus et Vogt, 2004). Favorisée par un cycle de vie court (4 mois), cette culture annuelle s’intègre facilement dans les parcours culturaux des agriculteurs (Figure 5). En effet avec un semis fin avril début mai et une récolte en septembre dans les régions tempérées, l’itinéraire cultural du chanvre favorise la polyculture et entre parfaitement dans les rotations de culture (Ranalli, 2004).
Le chanvre est une plante de jours courts, la photopériode conditionne la floraison. Les plantes fleurissent en fin d’été avec le raccourcissement de l’ensoleillement journalier (Figure 5). Les meilleurs rendements sont obtenus en Suède car l’été offre des journées très
deux semaines maximum d’intervalle (du 1er août (Fédora 17) au 15 août (Futura 75) sous la latitude du Mans) ce qui souligne la relativité des notions de précocité chez le chanvre.
Les rendements en fibres longues de chanvre sont déterminés par la variété de chanvre, la nature des sols semés (Katerji et Mastrorilli, 2009), la disponiblité en eau (Di Bari et al., 2004), les épandements (principalement azotés), la date de récolte (au début ou à la fin de la floraison) et la densité de semis. Ce dernier facteur serait déterminant avec de meilleurs rendements pour une densité de semis de 45 à 55 kg de graines par hectare (Amaducci et al., 2008). Une densité plus importante de semis entraîne un auto-éclaircissement des cultures, correspondant à une régulation naturelle provoquant la mort de certaines plantes pouvant mener à une perte de rendement (Van der Werf et al., 1995a).
Les apports azotés (de 80 à 120 kg/ha) n’affectent que peu les rendements ; en revanche, une surdose d’azote (200 kg/ha) semble être un facteur limitant pour la dissociation des fibres (Bouloc, 2006).
L’implantation rapide de la plante et sa levée provoquent un recouvrement du sol assez précoce limitant ainsi l’émergence d’adventices et donc de traitements par des herbicides. Ces caractéristiques font du chanvre une plante assez rustique car elle nécessite peu de travail en amont de sa culture et qu’elle s’adapte à différentes terres. L’analyse du cycle de vie (AVC) du chanvre (Van der Werf, 2004) donne la culture du chanvre comme étant une production végétale ne nécessitant que peu d’entrants (épandages azotés et pesticides) et ne provoquant qu’un faible impact environnemental comparé à d’autres cultures (betterave notamment). Toutefois l’ACV révèle un impact négatif sur la teneur en potassium du sol lors des premiers stades de développement du chanvre (Van der Werf, 2004).
Communément le chanvre est décrit comme résistant aux pathogènes du fait de sa rusticité, mais il semble que ce soit plus son manque d’exposition qui conduit à cette impression (Bouloc, 2006). En effet, en Champagne-Ardennes où la culture du chanvre connaît un regain d’intérêt depuis une dizaine d’année, la plante est victime d’infection fongique par Botrytis cinerea, champignon pathogène de la vigne (Vitis vinifera). De même, ce type d’infection a été rapporté aux Pays-Bas (Van der Werf et al., 1995a).
Une étude plus ciblée sur les pathogènes du chanvre comme Pseudoperonspora cannabinna, Septoria neocannabina et Fusarium graminaerum montre que ces derniers
seraient en pleine expansion en occident (McPartland, 1997). Des larves d’insecte, comme l’agrile (Grapholita delineana) du chanvre, provoquent des pertes de rendement en raison des blessures affaiblissant la tige (Figure 6) (McPartland, 2002).
Figure 6. Galle de la tige de chanvre causé par les larves d’agrile (Grapholita delineana) (McPartland, 2002).
Dans la région Poitou-Charentes, la plante parasite Orobanche (Phelipeae ramosa) provoque de grandes pertes de rendement sur le colza (Brassica napus) et des travaux ont rapporté une attaque possible de cette plante parasite sur le chanvre (Simier, communication personnelle).
Ces points seront à prendre en compte pour un développement de la culture du chanvre en France.
1.4.1. Valorisation de la graine
Le chanvre est une culture majoritairement non alimentaire, exception faite du marché marginal de l’huile de chanvre. Le chènevis est alors pressé pour extraire l’huile qui représente 30 à 40% du poids de la graine. Cette huile est consommable uniquement à froid et elle présente de bonnes propriétés siccatives ouvrant une utilisation potentielle pour les enduits utilisés dans le bâtiment ou la cosmétique. Enfin, les résidus de pressage peuvent être valorisés en tourteau. Une étude rapporte une augmentation favorable de la teneur en Oméga 3 dans le beurre issu du lait de vache nourrit pour une part au tourteau de chanvre (étude non publiée, communiquée par le Lycée de l’Oisellerie, Charente). Ces marchés restent toutefois tout juste émergents, la récolte de la graine n’étant pas ou que très peu maîtrisée aujourd’hui, les récoltes en mode battu permettant de valoriser les graines (chènevis) n’étant pas répandues.
Dans le cadre de ce travail, l’étude est focalisée sur la transformation de la paille de chanvre pour obtenir des fibres textiles pouvant être filées et tissées.
Figure 7. Différentes structures d’organisation de la filière chanvre et leurs interactions. (Union des Transformateurs de Chanvre (UTC), Coopérative Centrale des Producteurs de Semences de Chanvre (CCSCP), Comité Economique Agricole de la Production de Chanvre (CEAPC), Association Européenne du Chanvre Industriel (EIHA), Confédération Européenne du Lin et du Chanvre (CELC). (Garnier, 2006)
Figure 8. Coupe transversale d’une moitié de tige de chanvre.
De la moelle à l’épiderme avec les différents tissus sont utilisés ainsi : le phloème fournit les fibres longues ou la filasse, le xylème (ou bois) la chènevotte, la paille correspond à l’ensemble de la tige.
1.4.2. Valorisation de la tige
Bien que la culture du chanvre connaisse un net regain d’intérêt cette dernière décennie, rares sont les infrastructures permettant la transformation des plantes. Cette étape de transformation est indispensable car, contrairement au blé par exemple, le chanvre ne se vend pas sur pied. Seuls les co-produits du chanvre après transformation ont une valeur marchande.
Les estimations de production (étude Agrice, 1998) sont de 6 à 8 t/ha pour les pailles sèches dont 4,5 à 6 t/ha de rendement pour la chènevotte et 1,5 à 2 t/ha pour les fibres. En effet, la paille de chanvre après une première transformation comprend deux grandes parties valorisées (Figure 9) :
9 Le cœur de la tige avec la chènevotte ou bois de chanvre qui représente 50 à 55% du poids sec de la tige,
Ces diverses transformations sont assurées soit par des structures spécialisées de type industriel (La Chanvrière de l’Aube (LCDA), Start Hemp et Agrofibre), soit directement par les producteurs qui se regroupent alors en SARL pour réaliser les premières transformations. Actuellement, quelques associations (Chanvre Mellois, Civam Thuré) ont mis en place des chaînes de production de chanvre allant de la culture à la transformation de la plante par fractionnement. Les divers co-produits obtenus sont séparés par granulométrie en chènevotte (fibres du bois, xylème), chènevotte fibrée (fibres du xylème et du phloème) et filasse (fibres phloémiennes) dans la plupart des cas (Figure 8). D’autres produits peuvent être plus finement distingués sur les chaînes de fractionnement plus « avancées » (Chanvre Mellois) où différentes granulométries de chènevottes et chènevottes fibrées sont proposées. L’ensemble de ces produits est destiné à l’éco-habitat, plus particulièrement pour l’isolation. La chènevotte s’avère un très bon isolant acoustique et thermique (Kymalainen et Sjoberg, 2008 ; Pritchett et McCann, 2008), du fait de la structure alvéolaire du bois la constituant. Ces propriétés remarquables ont donné lieu en juillet 2007 à une certification CSTB (Centre Scientifique et Technique du Bâtiment) pour le béton de chanvre. Mélangée à de la chaux, la chènevotte et/ou chènevotte fibrée est commercialisée et connaît un véritable essor. Cette reconnaissance contribue à l’installation/reconversion de nombreux agriculteurs vers la culture du chanvre.
Récemment des travaux visant à l’emploi des fibres courtes dans des matériaux composites ont été présentés (R. Bag, communication orale, journées du Réseau Français des Parois, Toulouse, 2008). Les fibres courtes correspondent aux fibres de la chènevotte. D’autres procédés pour valoriser les plastiques renforcés en fibres courtes de chanvre sont en cours d’élaboration par AFT plasturgie et l’UMR FARE (Fractionnement des Agroressources et Environnement) de Reims.
Les fibres longues sont peu valorisées seules et, le plus souvent, elles restent associées à de la chènevotte. Cependant, quelques exploitants récupèrent les fibres longues sous forme de fillasse. La filasse est compactée en laine non tissée pour l’isolation thermique en remplacement de la laine de verre. Encore actuellement ces produits nécessitent un liant polyester (CAVAC, Vendée). Aucune certification n’a encore été obtenue pour ce produit, mais les consommateurs potentiels sont de plus en plus nombreux.
L’originalité de notre étude a été d’utiliser des fibres longues de chanvre à l’état tissé dans des matériaux composites.
1.4.2.1. Défibrage
La transformation actuelle de la plante ne permet pas la récupération des fibres longues de qualité pour le tissage, les étapes de fractionnement mécaniques altérant considérablement leur intégrité. Dans le cadre de nos travaux, il est nécessaire d’étudier la filière de transformation du chanvre de la plante au tissu, c’est pourquoi la remise en place d’un protocole de transformation à l’échelle du laboratoire a du être faite.
Pour une filière textile, l’étape de défibrage doit être calibrée différemment. Comme pour le lin, la récupération des fibres longues est favorisée après une étape de rouissage au champ. Cela consiste à une dégradation, par la flore microbienne du sol, des tissus vivants de la tige de chanvre, seules les fibres et la chènevotte restant intactes. Le rouissage en champ est encore mené actuellement pour favoriser les étapes de défibrage mécaniques ultérieures mais les paramètres (durée, température et humidité) ne sont pas contrôlés. Les produits extraits de nouvelles chaînes de transformation (LCDA, Start hemp et Agrofibre) n’offrent pas des fibres longues de qualité pour un emploi textile, toutefois la séparation des fibres longues de la chènevotte est améliorée par cette étape de rouissage (Easson et Molloy, 1996). Pour l’utilisation de la chènevotte dans l’habitat, un rouissage faible est préconisé afin de limiter la présence de microorganismes sur le matériau final. Ces entreprises, visant les marchés de l’éco-habitat et de la plasturgie principalement, contribuent à la remise en place d’industries autour du chanvre.
1.4.2.2. Rouissage
Ancestralement, le rouissage se réalisait dans des rouissoirs connectés aux eaux vives (ruisseau ou rivière), la décomposition durait une trentaine de jours au terme desquels les faisceaux de fibres détachées du bois étaient retirés et mis à sécher. Pour faciliter le travail, certains chanvriers laissaient rouir les tiges dans les ruisseaux pendant plus de 3 semaines afin de laisser pourrir l’essentiel de la chènevotte (Bouloc, 2006). De nos jours, la valorisation des co-produits du chanvre nécessite un rouissage contrôlé permettant notamment la récupération de la chènevotte. Actuellement, seul le rouissage en champs est
Pour le lin, après rouissage, les tiges sont teillées (les fibres sont déchaussées du reste de la tige) puis peignées dans toute la longueur de la tige, optimisant la récupération des fibres longues. Pour le chanvre, ces étapes nécessitent d’être adaptées, les tiges étant plus robustes et de taille plus importante que celles du lin.
2. Morphologie générale du chanvre 2.1. La tige
Le chanvre est une plante annuelle et monopodiale, c’est-à-dire que sa croissance est principalement gouvernée par son méristème apical caulinaire ce qui permet la croissance de la tige en hauteur. Les tiges de chanvre peuvent atteindre 2 à 4 m de haut avec un diamètre moyen de 1 à 3 cm (Bouloc, 2006), croissant de l’apex vers la base. Les parties jeunes de la tige (proche de l’apex) montrent une surface cannelée alors que la base de la tige est lisse. La tige est constituée d’entre-nœuds de longueur variable, résultant d’une croissance différentielle (car toutes les parties d’une tige ne s’allongent pas de la même façon). La croissance est qualifiée d’intercalaire (Gorenflot et Foucault, 2005). La morphologie de la partie végétative peut varier en fonction des conditions de culture. Par exemple, une densité de semis faible favorisera la mise en place de ramifications, les plantes seront moins grandes et présenteront une plus forte croissance en épaisseur. A l’inverse, une densité de semis élevée limitera la croissance des branches axillaires, les tiges seront plus fines et plus hautes (Struik et al., 2000 ; Amaducci et al., 2008).
2.2. La racine
La plante possède une racine pivotante avec un système racinaire peu développé par rapport à sa biomasse aérienne. Le pivot central peut atteindre des profondeurs voisines de 2 m mais les racines secondaires, qui constituent la partie racinaire la plus importante en masse, s’enfoncent de 10 à 60 cm (Bouloc, 2006). Empiriquement, les agriculteurs considèrent le chanvre comme un bon précédent au blé grâce aux profondeurs racinaires qui fournit une terre présentant une excellente structure.
2.3. Les feuilles
Les feuilles sont composées d’un pétiole surmonté de 3 à 7 folioles lancéolées, de taille inégale, selon le stade de développement de la plante. Généralement, les plus jeunes feuilles sont composées de 3 folioles (visibles en début de croissance sur les premiers entre-nœuds mis en place), puis ultérieurement de 5 à 7 folioles (Figure 1). Les feuilles s’insèrent de manière opposée dans les 8 à 10 premiers nœuds de la tige (tous les 10 à 30 cm) puis la
phyllotaxie (disposition des feuilles sur la tige) passe en mode alterné au début de la floraison (ITC et Bouloc, 2006).
2.4. Les fleurs
Chez le chanvre, les fleurs sont rassemblées et correspondent alors à des inflorescences. Les inflorescences se distinguent en mâle et femelle. Sur les plants dioïques, les inflorescences mâles sont organisées en grappe généralement au sommet de la tige, formée de panicules plus ou moins lâches sans feuilles (Figure 1).
Les inflorescences femelles forment une cyme à l’apex regroupant plusieurs épis formés à l’embranchement de nombreuses feuilles (Figure 1). La fleur femelle n’a pas de pétales ; portée par des bractées sur la tige, elle se compose de deux pistils et contient un ovaire (Bouloc, 2006). Dans les variétés psychotropes, ce sont les trichomes glandulaires portés par les bractées qui renferment le THC. Sur les variétés monoïques utilisées, les plantes présentent des ratios d’inflorescence mâle/femelle allant du « trop mâle », correspondant une forme mâle dioïque plus chétive que l’originale, à la « très femelle », correspondant à la forme femelle dioïque classiquement décrite (O. Béhérec, FNPC, communication personnelle). Les monoïques « vraies » portent généralement les inflorescences femelles à l’apex et au bout de quelques branches axillaires alors que les inflorescences mâles se trouvent réparties sur la tige au niveau des nœuds alternes, marqueurs de l’initiation florale.
3. Morphogénèse et développement des fibres longues
Les tiges du chanvre, comme celles des Dicotylédones, sont constituées de tissus très polymorphes. La structure primaire de la tige se décline en épiderme, écorce, faisceaux conducteurs et moelle (Gorenflot et Foucault, 2005). Dans le cadre de ce travail, une attention particulière est portée sur la description de ces tissus et leur formation pour mieux comprendre la répartition et la formation des fibres longues.
Figure 9. Schéma résumant l’origine et la complexité cellulaire des tissus conducteurs chez les Dicotylédones (Catesson, 1980 cité dans Robert et Catesson, 1990).
Figure 10. Formation des fibres par sclérification du collenchyme périphérique dans la racine de Daucus
carotta.
Le collenchyme, tissus de soutien sous épidermique se charge de lignine pour former le sclérenchyme (Ep : Epiderme, Co : Collenchyme, Sc : Sclérenchyme, Cs ; Canal sécréteur). D’après Duchaigne, 1955.
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&V &V3.1.1. L’écorce
L’épiderme est la première barrière d’échange et de protection de la plante et est constitué d’une assise cellulaire qui peut être parfois interrompue par des glandes sécrétrices ou des poils sécréteurs. Les cellules de l’épiderme sont petites, plutôt arrondies (cellules stomatiques exceptées), leur paroi est de nature cellulosique et elle peut être subérifiée sur la partie externe.
L’écorce désigne la partie de la tige qui va de l’épiderme au cambium et comprend le phloème avec ou sans tissus de soutien (collenchyme et sclérenchyme), ceux-ci étant disposés en anneaux continus ou en îlots séparés.
Le collenchyme assure la souplesse aux jeunes tiges. Chez le chanvre, le collenchyme est principalement présent dans les parties cannelées de la tige. C’est un tissu vivant qui se différencie durant la croissance (Gorenflot et Foucault, 2005). Les parois cellulosiques de ces cellules sont épaisses et sont réparties uniformément. Le tissu rappelle une structure en « nid d’abeille ».
Le collenchyme peut se sclérifier chez certaines plantes, c’est-à-dire qu’il se charge notamment de lignine conférant alors une meilleure rigidité au tissu (voir chapitre mise en place des parois secondaires). La sclérification du collenchyme décrite par Duchaigne (1955) donne naissance à des fibres de soutien très lignifiées, le tissu formé se nommant sclérenchyme (Figure 10). Les cellules composant le sclérenchyme ont un cytoplasme qui dégénère très rapidement. Le sclérenchyme différencié est donc un tissu mort. Les cellules constitutives du sclérenchyme présentent des formes et des tailles variées allant du polyèdre aux formes cellulaires plus fuselées.
Deux grands types de fibres sclérenchymateuses sont décrits :
9 les fibres scléreuses sont allongées en fuseau avec une lumière étroite. Leur section transversale peut être polygonale ou ronde. Elles sont péricycliques sous
lisses de la tige entre l’épiderme et les fibres longues. Les cellules parenchymateuses sont arrondies et ont une fine paroi pectocellulosique.
Figure 11. Le bois résulte de l’association de cinq types cellulaires comme cela est représenté dans le schéma central.
Sections transversales (A), (B), tangentielle (C) et radial (D) de peuplier (Populus tremula XP. alba, INRA Clone 717-1B4) colorées par la safranine Astra/bleu. CZ : zone cambiale, DX : xylème en différenciation, f : fibre, fcc : cellule cambiale fusiforme, p : ponctuations, rcc : cellule cambiale radiale, rp : rayon interfasciculaire, v : vaisseaux. Les flèches vides (B), indiquent les nouvelles parois tangentielles de la zone cambiale correspondant aux divisions anticlines (radiales). Les flèches pleines (B) indiquent les nouvelles parois radiales de la zone cambiale correspondant aux divisions anticlines. Echelle 50 μm (Dejardin et al., 2010)
3.1.2. Les tissus conducteurs
Les tissus conducteurs se distinguent en phloème et xylème. Les tissus conducteurs se répartissent sur un ou plusieurs cercles concentriques avec le phloème vers l’extérieur et le xylème vers l’intérieur, proche de la moelle.
Le xylème est composé de protoxylème et de métaxylème (voir § formation des tissus). Situé dans la partie centrale de la tige proche de la moelle, il correspond à une partie du bois de la tige ou chènevotte. Le xylème est responsable de la circulation de la sève brute dans la plante. La sève brute correspond à la sève ascendante puisée des racines pour être redistribuée aux parties végétatives. Le xylème des Angiospermes est un tissu principalement mort et fortement lignifié. Il est composé d’éléments conducteurs (les vaisseaux et les cellules associées aux vaisseaux ou cellules de contact) qui assurent la circulation de la sève et d’éléments de soutien qui sont des fibres courtes. Parfois, le xylème peut contenir des trachéides. Les rayons du xylème sont composés par des cellules parenchymateuses qui assurent les échanges entre xylème et phloème.
Du fait de sa constitution, le bois de chanvre est du type hétéroxylé (Gorenflot et Foucault, 2005). Le xylème présente une structure alvéolaire en coupe transversale (Figure 11). Il s’agit de plus ou moins gros vaisseaux continus et finis dans la verticalité de la tige.
Le phloème est constitué de protophloème et de métaphloème (voir § formation des tissus) et est situé dans la partie périphérique des tiges et est responsable du transport de la sève élaborée. Les fibres longues de chanvre appartiennent au tissu phloémien mais ne sont pas responsables du transport. Le transport de la sève élaborée est gouverné par les complexes cellules compagnes / tubes criblés qui représentent un tissu vivant. Les fibres périphloémiennes, cellules mortes, entourent le phloème et assurent la rigidité des tiges par leurs localisations périfasciculaires.
