Structure en peigne ou en champignon en fonction de la distance entre les

drophilicité/hydrophobicité fût utilisé par mesure de l’angle de contact. Il a été montré que de l’eau trop fortement liée à la surface (c.-à-d. surface hydrophile) était difficilement désorbée. En conséquence, les interactions entre protéines et surfaces sont rendues diffi- ciles, rendant ces surfaces peu ou pas adsorbantes [64,65]. Aujourd’hui, il est largement accepté qu’une surface modérément hydrophile (angle de contact autour de 70-80 °) est souhaitable pour assurer une bonne adhésion cellulaire [66,67]. Par exemple, il a été ob- servé que descellules endothélialesmontraient une bonne bioadhésion vis-à-vis de sur- faces à base d’un copolymère de polycaprolactone greffé polymethylmethacrylate (PCL- g-PMMA) qui présentent un angle de contact autour de 70 °. D’un autre côté, les surfaces hydrophobes tendent à dénaturer les protéines, posant des problèmes de perte de fonc- tionnalité et/ou de non-reconnaissance par le corps entrainant le déclenchement d’une réponse immunitaire [61,67]. Plus précisément, les protéines sont constituées d’acides aminés. Chaque acide aminé possède ses propres caractéristiques en termes de pola- rité ou de charge et, par conséquent, sa propre hydrophilicité/hydrophobicité. Ainsi, les acides aminés réarrangent leur organisation en fonction du milieu extérieur : sur une sur- face hydrophobe, les acides aminés hydrophobes sont externalisés ce qui conduit au dé- pliement protéique, c’est-à-dire sa dénaturation [68]. De ce fait, des post-traitements (p. ex. plasma) sont parfois utilisés pour augmenter l’hydrophilicité d’une surface en intro- duisant des groupements polaires. Keselowsky et al. ont établi un ordre d’affinité fibro- nectine/surface en fonction des groupes fonctionnels présents en surface : OH < COOH < CH₃< NH₂[69]. Cependant, toujours selon la même étude, l’ordre d’adhésion d’ostéo- blastes est le suivant : CH₃< NH₂= COOH < OH. Cette inversion de comportement peut être expliquée par la déformation géométrique des protéines de laMEC, c’est-à-dire leur dénaturation.

Sur les surfaces en peigne, l’angle de contact optimal ne dépend pas seulement de la nature de la surface, mais aussi de la méthode de greffage employée. Comme vu précé- demment, l’influence de la longueur de chaîne et de la densité peuvent expliquer ce phé- nomène. Par exemple, lorsque Fe2+est utilisé en tant qu’initiateur pour lapolymérisation

initié en surface (PIS) de polyméthylméthacrylate (PMMA) sur des surfaces d’acide po-

lylactique (PLA), l’attachement maximum de chondrocytes (cellules cartilagineuses) est

obtenu pour un angle de contact de 52 °, alors pour des surfaces obtenues par initiation UV, l’angle optimal est de 76 ° [67]. Les auteurs supposent que la différence de propriétés bioadhésives entre ces deux types d’échantillons est due à la plus grande densité et uni- formité de greffage, mais aussi au caractère plus court des chaînes dePMMAobtenues par l’initiation métallique. De fait, le critère de mouillabilité semble insuffisant, ce dernier ne prenant pas en compte la structure, les propriétés mécaniques, la densité de charge ou encore le type de cellules. Par exemple, Bacakova et al. ont montré que des substrats trop souples n’étaient pas favorables à l’adhésion cellulaire [65]. L’explication pourrait être la difficulté pour la surface de ce type de matériau de résister aux forces impliquées lors de la formation de points d’ancrage cellulaires, appeléspoints d’adhésion focaux.

Il convient alors d’inclure d’autres paramètres à l’équation, notamment les propriétés physico-chimiques des biomatériaux. En effet, l’organisation interne des cellules se re- modèle tout au long de leur vie, et ce en fonction de leur environnement extérieur, et ce non uniquement par stimulation chimique, mais aussi par stimulation mécanique (son- dage mécanique, ou «mechanosensing»), jusqu’à ce qu’un équilibre morphologique soit atteint [50,70]. Ainsi, la forme des cellules, leur rigidité et leurmotilitédépendent du sub- strat sur lequel elles évoluent. Un certain nombre de cellules sont par exemple sensible à la dureté d’une surface ou d’un tissu et le mesure en appliquant un stress mécanique. C’est entre autres le cas des cellules neuronales ou musculaires [71]. Ce sondage de la surface par les cellules se fait par l’action de la myosine et des filaments d’actine, via leur pontage. Une boucle de contrôle se met alors en place et lecytosqueletteainsi que la ca- pacité d’adhésion vont s’adapter en fonction du milieu extérieur. En conséquence, des substrats durs conduisent à une rigidification des cellules, comme cela a pu être mesuré

parmicroscopie à force atomique (AFM)[72], ou, de manière plus douce, par indentation

par pinces optiques (figure1.14) [73].

Quoi qu’il en soit, le sondage de la rigidité du substrat par les cellules est un procédé long, allant de quelques minutes à quelques heures [50]. La viscosité est donc à prendre en compte, dans le cas des gels par exemple, où la réticulation permet, dans certains cas, d’augmenter l’activité cellulaire [74]. Additionnellement, le sondage mécanique peut être initiateur du déplacement cellulaire (appelé «mechanotaxis» en anglais et découvert par Lo et al. en 2000 [75]), de la zone du substrat la plus molle à la zone la plus dure [76]. La motilité (déplacement) cellulaire a, de manière générale, été montrée comme dépendante

despoints d’adhésion focaux et donc indirectement de la bioadhésion sur un substrat

[51,77].

S’il est difficile de généraliser sur le comportement cellulaire vis-à-vis d’un matériau du fait de la grande variété de ces dernières, il semble que des substrats durs tendent à favoriser une bioadhésion forte. Des fibroblastes vont par exemple adhérer faiblement sur des substrats souples tandis qu’ils vont former despoints d’adhésion focauxstables et rigidifier leurcytosquelettesur des substrats durs. Cela a pour conséquence de réduire leur motilité [76]. Dans le cas des structures en peigne, la mobilité des chaînes pourrait conduire à une instabilité mécanique, réduisant la bioadhésion [78].

Au-delà de l’adhésion cellulaire, le substrat peut aussi perturber l’activité de ces der- nières, comme cela a pu être mesuré parampérométrie avec microélectrode en fibre de car-

bone (AMFC), une technique qui permet de récolter des informations sur l’exocytose cel-

lulaire et donc son activité [79]. Dans cette étude, l’introduction depoly(N-isopropyacrylamide)

(PNIPAM)(via déposition plasma ou spin-coating) sur des surfaces a conduit au ralentis-

sement de l’échange entre les vésicules intracellulaires et le milieu extracellulaire (exocy- tose). De plus, lePNIPAMdéposé par spin-coating a montré une tendance à hyper activer l’exocytose cellulaire, tandis que lePNIPAMdéposé par plasma n’affectait que la ciné- tique. On peut par ailleurs noter que, si l’hyper activation peut s’avérer dommageable

m

m

v

v

i

e

m

i

i

e

e

i

> i

(a)

(b)

(c)

IR

v

FIGURE 1.14 – Principe simplifié de la pince optique : le piège électromagnétique utilise entre