milieu (mg.L-1) Poids/litre de solution A(g) Poids/250 ml de milieu A (g) Concentration (mol/L) NaNO3 750 75 18,75 0,0088 CaCl2, 2H2O 25 2,5 0,625 1,93 10-4 MgSO4, 7H2O 75 7,5 1,875 3,045 10-4 FeEDTA 20 2 0,5 5,75 10-5
Solution B
Poids/litre de milieu (mg.L-1) Poids/litre de solution B (g) Poids/250 ml de milieu B (g) Concentration (mol/L) K2HPO4 75 7,5 1,875 0,00044 KH2PO4 175 17,5 4,375 0,00128 NaCl 20 2 0,5 3,41 10-4Solution µ-éléments
Poids/litre de milieu (mg.L-1) Poids/litre de solution µ-E (g) Poids/250 ml de milieu µ-E (mg) Concentration (mol/L) H3BO3 2,86 2,86 715 4,61 10-5 MnCl2, 4H2O 1,81 1,81 452,5 1,20 10-5 ZnSO4, 7H2O 0,220 0,220 55 1,149 10-6 CuSO4, 7H2O 0,08 0,08 20 4,221 10-7 MoO3 85% 0,036 0,036 9 2,5 10-7 CoSO4, 7H2O 0,09 0,09 22,5 4,86 10-7Pour la préparation de 1 litre de milieu de culture Bristol 3 N modifié, il faut mélanger 10 ml de solution A avec 10 ml de solution B et 1 ml de solution de µ-élément.
Le choix de ce milieu est justifié par l'apport nécessaire d'azote, de phosphore et des microéléments indispensables afin de favoriser uniquement des conditions de limitation par le carbone et par la lumière. En effet, sous ces conditions opératoires, la culture ne présente pas de carence vis-à-vis de l'azote et du phosphore. Le modèle choisi est donc adéquat pour caractériser la croissance des microalgues et plus particulièrement Chlorella vulgaris.
La stérilisation du Bristol 3 N s'effectue par voie thermique grâce à l'autoclave. Ce milieu de culture est ensuite conservé dans un système frigorifique à une température de 4°C (température inhibant la prolifération de germes pathogènes).
A2.1.4 Description du photobioréacteur
La phase d'identification des paramètres nécessaire au modèle a été réalisée grâce aux données expérimentales collectées à partir de la culture de Chlorella vulgaris dans un banc d'essai expérimental. Ce dispositif comprend un photobioréacteur de type colonne à bulles présentant un volume utile de 9,6 litres (cf. figure A2.1).
Le corps du réacteur est construit en verre transparent avec un rapport surface par volume
égal à 32,24 m2/m3. Il est constitué de trois parties (cf. figure A2.1) : une partie cylindrique
186
petites bulles permettant l'apport de la source carbonée par un système d'aération par bullage, d'une part, et l'agitation du milieu réactionnel par le système air-lift (détaillé dans l’Annexe A1), d'autre part ; une seconde partie dite intermédiaire qui présente deux sorties, sur l'une d'entre-elles est reliée une vanne qui permet la prise de l'échantillon durant la culture ; la troisième partie comprend une fraction conique permettant d'augmenter le diamètre jusqu'au cylindre principal de 0,4 m de hauteur et de 0,17 m de diamètre intérieur. Ce réacteur présente
une surface éclairée de 0,31 m2.
Figure A2.1 : Photo du photobioréacteur de 9,6 L utilisé durant cette étude
La température au sein du réacteur est maintenue à une valeur optimale de croissance égale à 25°C, par l'intermédiaire d'une double enveloppe en verre qui assure la recirculation d'eau distillée et régulée au moyen d'un thermostat (cf. figure A2.2). Comme indiqué précédemment, l'agitation de la culture est assurée par le système air-lift. Un mélange gazeux d'air contenant
5 % de CO2 avec un débit de 2,5 V.V.H (volume de gaz par volume de réacteur par heure) est
injecté en continu par la partie inférieure du réacteur. Au préalable, ce débit gazeux est stérilisé par l'intermédiaire d'un filtre stérilisant Millipore. La régulation de ce mélange gazeux est assurée par une vanne de régulation intégrée (Vögtlin Instruments, Red-y Smart Series) et deux débitmètres massiques. La précision de mesure de ces débitmètres est égale à 0,5 %. Durant les campagnes expérimentales et pendant la phase de latence, l'apport du dioxyde de carbone est effectué de manière progressive et par palier afin d'éviter tout risque de stress environnemental lié à une chute importante du pH au niveau de la culture.
Le réacteur est entouré par deux types de tubes fluorescents Osram : quatre tubes de type
BIOLUX® et quatre tubes de type FLUORA®. La combinaison de ces deux types assure un
spectre lumineux similaire à la lumière solaire adéquate pour la croissance et l'activité photosynthétique des microalgues. L'intensité lumineuse incidente est ajustée grâce à des ballasts électroniques. Un réflecteur de lumière en aluminium a été placé sur toute la hauteur du réacteur afin de concentrer la lumière incidente et d'améliorer la disponibilité de l'énergie lumineuse au niveau de la culture. Au cours de nos essais, la variation de l'intensité lumineuse
187
est effectuée progressivement et par palier pendant la phase de latence afin d'éviter tout stress environnemental lié à une photo-inhibition (forte intensité lumineuse qui diminue la croissance algale en présence d'une faible concentration cellulaire). Une étude complémentaire a permis
d’identifier l’amplitude de l’intensité lumineuse, égale à 90 µE.m2
.s1, permettant d’obtenir
une vitesse de croissance maximale de l’algue. Cette intensité lumineuse, considérée comme optimale pour la croissance de Chlorella vulgaris, est prise en considération pendant nos campagnes expérimentales.
Au niveau de la partie supérieure, ce photobioréacteur est équipé de cinq entrées. Seules
quatre d'entre-elles sont utilisées, pour la sonde à CO2, l’électrode de pH, l'alimentation en
milieu de culture ainsi que pour l'ajout de solution acide lors des tests de perturbation au niveau de la stratégie de commande envisagée. Au niveau de l'alimentation en milieu de culture, un filtre Millipore de 0,2 µm est rajouté au niveau d'une entrée auxiliaire afin d'assurer un dégagement gazeux et de garantir en même temps la stérilité du photobioréacteur.
Figure A2.2 : Représentation schématique du photobioréacteur de 9,6 L et de son environnement
Dans le cas de campagnes de culture en mode continu, l'apport du milieu de culture stérile à l'intérieur du réacteur est assuré au moyen d'une pompe péristaltique de type Watson Marlow 323 Du, commandée par une carte National Instruments PCI-6024E possédant des sorties analogiques correspondant à la tension de commande de la pompe. Une vérification du débit d'alimentation est possible grâce à une balance de précision. La récolte de l'excédent de culture s'effectue grâce à la surverse située au niveau de la partie supérieure du réacteur.
Avant chaque essai de culture, un étalonnage de la pompe péristaltique avec tout le système
188
interne) est nécessaire. Cette procédure est effectuée grâce à une corrélation entre la tension imposée à la pompe par la carte National Instruments, la vitesse de sa rotation et le débit de liquide mesuré. Afin de mesurer la quantité de liquide pompée par unité de temps, une bonbonne, contenant le milieu de culture, est placée sur une balance de précision et est raccordée à la partie supérieure du réacteur. Au moyen d'un chronomètre, la balance permet de déterminer la quantité de liquide soutirée durant un temps bien défini. Cette procédure fournit l’identification expérimentale du facteur de proportionnalité entre le débit de liquide (exprimé
en L.h1) et le voltage imposé à la pompe.
Les résultats de l’étalonnage de la pompe sont indiqués dans le tableau A2.2.
Tableau A2.2 : Résultats d’étalonnage de la pompe Vitesse de rotation de la pompe
(Tours par minute)