agitée (Montes, 2000) – B : Photobioréacteur de type colonne à bulle de 5 L issu des travaux du laboratoire marin de Plymouth « LMP » au Royaume Unis – C : Air-lift photobioréacteur conçu par la compagnie "Algain Energy" – D : Photobioréacteur incliné d'après les études menée par
l'organisme d'étude géologique américaine ou « USGS » au sud-west des USA– E : Photobioréacteur héliocoïdal tubulaire de 1000 L de type « BIOCOIL » à l'université de
Murdoch, Est d'Australie – F : photobioréacteur à plaque inclinée –
G : Photobioréacteur horizontal commercial en cours de construction dans le désert de Californie à la jonction de la vallée de la mort – H : photobioréacteur tubulaire « Controlled
Environnement Agriculture & Energy »
Les systèmes fermés offrent de nombreux avantages intéressants. Ils permettent un contrôle des conditions hydrodynamiques de culture (Grima et al., 1999 ; Sierra et al., 2008), une réduction des risques de contamination par des microorganismes indésirables, une diminution de la consommation en eau, un ratio surface sur volume important, une productivité en
biomasse maximale ainsi qu'une capacité de fixation de CO2 élevée (Rosello et al., 2007).
Cependant, ils sont limités au niveau de l’implantation et des coûts pour une installation à grande échelle ainsi qu’au niveau de la disponibilité de la lumière notamment par la formation de biofilm sur les parois du photobioréacteur (Wen et Johnson, 2009). En conséquence, plusieurs études ont tenté de surmonter les limitations techniques des systèmes fermés dans le but de réduire le chemin lumineux (Miron et al., 1999 ; Janssen et al., 2002), et d’obtenir un système de régulation plus économique de la température (Torzillo et al., 1991 ; Becker, 1994 ; Borowitzka, 1996 ; Zhang et al., 1999 ; Carlozzi et Sacchi, 2001).
Ainsi, le choix d'un système de culture efficace vis-à-vis de la séquestration du CO2 doit
tenir compte de plusieurs paramètres dont les principaux sont l'efficacité du mélange, l’efficacité du transfert gaz-liquide et la disponibilité de la lumière (Chiu et al., 2009 ; Eriksen, 2008).
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Annexe A2
A2.1 Dispositif expérimental : banc d’essai d’un photobioréacteur de 9,6 L
La campagne expérimentale mise en place pour la réalisation de la phase d'identification des paramètres nécessaires au modèle retenu (intervenant dans le modèle de croissance et dans les équations d’évolution) repose sur des cultures en modes batch et continu de la souche Chlorella
vulgaris AC 149 de la classe des Trebouxiophyceae, provenant de la collection de cultures de
microalgues du laboratoire "Algobank Caen" de l'université de Caen Basse-Normandie.
La culture d'une microalgue dans un photobioréacteur présente diverses exigences relatives à la stérilisation complète du matériel utilisé, au choix d'un milieu de culture permettant l'apport des principaux éléments nutritifs essentiels à la croissance ; et à l'entretien permanent de précultures qui permettent d'inoculer le photobioréacteur avec une concentration cellulaire suffisante.
A2.1.1 Stérilisation du matériel utilisé
La stérilisation est une étape fondamentale pour le bon démarrage des essais expérimentaux impliquant des procédés biologiques, afin d'éviter toute contamination par des germes pathogènes et indésirables, susceptibles d'affecter la croissance de l'algue et d'induire ainsi des erreurs aux niveaux des résultats expérimentaux. Cette phase concerne aussi bien le photobioréacteur que le milieu de culture et les sondes utilisées pour le suivi de l’évolution des paramètres de culture. On distingue principalement trois méthodes de stérilisation : stérilisation thermique au moyen d'un autoclave, stérilisation chimique et stérilisation sous U.V. Durant nos campagnes expérimentales, les trois méthodes ont été utilisées, chacune appliquée spécifiquement et pour des raisons précises aux différentes composantes du réacteur :
- Concernant les sondes utilisées pour la mesure du pH et de la pression partielle de CO2,
a été privilégiée une stérilisation sous une hotte à flux laminaire et sous l'action d'U.V pendant 20 minutes, en raison de la fragilité de la sonde de pH et afin d'éviter les risques de cassures pouvant survenir dans l'autoclave sous l'action thermique, d’une part, et de la
dégradation constatée de la membrane de la sonde à CO2 suite à une stérilisation
thermique, d’autre part. Cette dégradation peut se traduire, soit par un dessèchement du tampon présent au niveau de la membrane, soit par la détérioration de la membrane en silicone.
- Concernant le photobioréacteur, la stérilisation par voie chimique a été préférée, s’avérant aussi efficace que la stérilisation par voie thermique mais présentant l’avantage d’éviter tout risque de cassure lié au déplacement du réacteur du banc d'essai vers l'autoclave. Cette phase de stérilisation a été réalisée au moyen de quatre comprimés effervescents de stérilisation à froid, mis en solution dans de l'eau. Ces comprimés, contenant du dichloroisocyanurate de sodium qui est une substance active biocide, ont une action bactéricide et fongicide avec une efficacité de 24 heures. Après stérilisation du réacteur, l'élimination de toute trace de cet élément chimique, susceptible d'affecter la croissance algale, est assurée par deux lavages successifs avec de l'eau distillée et stérilisée au moyen d'un traitement thermique par autoclavage.
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- Le milieu de culture ainsi que d'autres composantes du réacteur (filtres, etc.) sont stérilisés par voie thermique grâce à l'autoclave. Cette méthode correspond à un cycle thermique à une température de 121°C pendant 20 minutes. Une seconde méthode de stérilisation, employée au cours de nos expériences, concerne principalement les stérilisations locales par voies thermiques en utilisant essentiellement un bec benzène lors des prélèvements des échantillons, de la phase d'inoculation du réacteur et durant l'installation des différentes composantes et sondes dans le réacteur.
A2.1.2 Maintenance des précultures
Le début de chaque culture de microalgue est caractérisé par une étape d'inoculation qui consiste à introduire l'inoculum (quantité de cellules algales mise en culture dans un système fermé à partir de souche mère) dans un milieu de culture stérile. On assiste à une dilution de la concentration cellulaire vers une valeur d'environ 1 milliard de cellules par litre. Une des conséquences de cette étape est la phase de latence, précédemment décrite dans la section 2.2 du chapitre II, qui caractérise l'acclimatation de ces cellules algales aux nouvelles conditions de culture. De ce fait, la réussite du démarrage d'une campagne expérimentale est conditionnée par la qualité de l'inoculum introduit dans le réacteur (absence d'agrégat cellulaire).
Durant cette étude, nous avons eu recours à quatre précultures dans des flacons d'Erlenmeyers de 1 litre. Elles sont rafraichies toutes les deux semaines, c'est-à-dire diluées de moitié avec le milieu de culture stérile afin de renouveler le milieu réactionnel en nutriments nécessaires à la croissance. Afin d'assurer une croissance suffisante et un entretien des algues, ces Erlenmeyers sont conservés dans une enceinte close ou incubateur Minitron à atmosphère
contrôlée, sous un éclairage en continu avec une intensité lumineuse fixée à 70 µE.m2.s1. La
température est régulée à sa valeur optimale égale à 25°C et un mélange gazeux d'air contenant
1,4 % de CO2 est introduit à l'intérieur de cette enceinte. De même, la culture est soumise à
agitation permanente à une vitesse de 90 tr/min.
A2.1.3 Choix du milieu de culture
La croissance des microalgues est fortement dépendante de la composition du milieu réactionnel. L'apport des éléments nutritifs doit être suffisamment important afin d'éviter toute carence susceptible d'affecter la croissance algale. Au cours de nos essais, nous avons opté pour le milieu de culture Bristol 3 N modifié dont la composition est détaillée dans le tableau A2.1.