Préparation et conservation des réactifs :

Chaque fois qu'un réactif est préparé, il faut noter la date de préparation et de péremption. En général, les réactifs sont renouvelés chaque 4 mois, sauf pour le phénate de sodium qui est renouvelé tous les deux mois, et la solution standard, la solution A et B qui sont renouvelés chaque mois. Certains réactifs sont conservés au réfrigérateur à +4°C comme les réactifs de la méthode de Smith pour la recherche du sang, et les réactifs pour le dosage de l'ammoniaque. Les indicateurs colorés, les colorants des lipides et la solution officinale de perchlorure de fer sont conservés dans des flacons bruns hermétiquement bouchés.

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VI.2 Prélèvements :

La selle analysée doit être recueillie dans un flacon propre et sec, être en quantité suffisante (au moins 15 grammes) et le prescripteur doit informer le patient des conditions de prélèvement à savoir : émission spontanée, sans purgation, ni suppositoires; absence de médications; alimentation variée. Nous insistons sur la nécessité de ne pas perturber les habitudes du malade, il faut seulement s'assurer que les repas des quatre à cinq jours qui précèdent l'analyse comportent certains aliments indispensables pour apprécier la fonction digestive: tubercules farineux, graines de légumineuses, viande aussi crue que possible, graisses. Par ailleurs, le prélèvement des selles doit se faire indépendamment des urines. Les selles doivent être analysées directement après leur réception au laboratoire, ou bien on les maintient au réfrigérateur afin d'éviter la prolifération microbienne.

VI.3 Examen microscopique :

Méthodes d'identification des lipides : d'après notre évaluation, le Soudan colore bien les globules lipidiques ce qui permet de bien les identifier. C’est ce colorant que nous avons retenu pour la pratique quotidienne. On doit examiner les lames directement après leur préparation, car elles risquent de sécher.

VI.4 Analyse chimique :

Pour préparer la dilution fécale à 10%, il faut peser exactement 15 g des selles pour que les dosages soient précis. Si la quantité des selles s'avère insuffisante, on peut peser une quantité moindre mais en respectant la dilution à 10%. Les examens de coprologie fonctionnelle se font en 2 jours. Pour une bonne gestion

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de temps, on commence par l'analyse chimique, on prépare la dilution fécale, on prend le volume nécessaire pour la clarification. On mesurer le pH, on lance le test de floculation pour la recherche du mucus soluble, puis on fait la recherche des pigments biliaires. On procède par la suite au dosage de l'ammoniaque, et on fait la clarification. La difficulté rencontrée ici, est la filtration après clarification, qui prend beaucoup de temps ou des fois ne se fait pas surtout quand la consistance des selles est dure. Pour résoudre ce problème, on peut, après ajout de la chaux hydratée et la solution de perchlorure de fer, laisser le mélange se décanter, le conserver au réfrigérateur pour éviter la fermentation et récupérer le lendemain le surnageant qui va nous servir pour les dosages des acides organiques et l'azote formol. Après avoir dosé l'ammoniaque et lancé la clarification, on peut faire l'examen microscopique des selles.

Dosage de l'ammoniaque : L'étape de neutralisation du liquide clair avec

NaOH 0,5 N en présence de rouge de méthyle est délicate puisque le virage se fait brusquement et une goutte de plus de NaOH fausse les résultats. Pour éviter ceci, on utilise le papier pH pour indiquer la fin de la réaction. Au début on faisait le dosage de l'ammoniaque le deuxième jour, et nous avons remarqué que les résultats étaient trop élevés. Par la suite nous avons commencé à faire le dosage le jour même de réception des selles, pour éviter toute fermentation qui serait faite durant le temps de conservation de la dilution fécale au réfrigérateur. Néanmoins le taux d'ammoniaque était toujours élevé, ce qui est traduit par une exagération de fermentation de la flore intestinale.

Dosage des acides organiques et de l'azote formol : L'étape de la

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cause de la coloration du déféquât clarifié. On peut alors utiliser le papier pH pour éviter toute confusion.

Recherche du sang : Nous avons remarqué dans le cas n°11 que la méthode de

Smith a donné un résultat négatif, même si le sang a été observé macroscopiquement, alors que l'hemotest a été positif. On peut expliquer cette contradiction par le faite que le prélèvement dans l'hemotest se fait en Introduisant la tige dans l'échantillon de selles à 6 endroits différents, ce qui donne beaucoup plus de chance de prélever là où se trouve le sang, surtout quand il n'est pas mélangé avec la selle comme c’est le cas ici. Tandis que dans la méthode de Smith, on prélève un pois de selle dans un seul endroit ce qui diminue la chance d'avoir une positivité de test. L'Hemotest peut détecter des concentrations supérieures ou égales à 20µg/g d'hémoglobine. Les faibles concentrations ne sont pas détectées, ainsi un test peut être négatif même en présence d'un saignement. Par contre le test de Smith est plus sensible, nous préconisons de réaliser en première intention l’Hemotest et quand il est négatif, on réalise le test de Smith en deuxième intention pour ne pas passer à côté d’un résultat faussement négatif.