Sans nous attarder sur ce paragraphe, nous allons é- numérer les principales manifestations de la syngamose.
La manifestation la plus abondemment décrite est 1’ apparition de nodules aux points d’accrochage des mâles de S.trachea sur la paroi de la trachée(P.A.CLAPHAM,1935;
E.E.WEHR, 1 937; O.CARRARA,1961 ;.B . WETZEL et H.P.FORTMEYER, 1964 et V.BARUS,1965]. Ces nodules peuvent être tellement volumineux qu'ils obstruent la trachée.
La forme pulmonaire de la syngamose consiste en une bronchopneumonie avec hémorragies et oedèmes dans les
15.
poumonsC P . A . CLÊPHAfI, 1 939) . On peut alors trouver un grand nombre de larves à différents stades dans les alvéoles pul
monaires et les petites bronchioles, fl. A. FERNANDO et al (
1971) ont décrit en détail la pathogénie pulmonaire de la syngamose.
J. C.HWANG (1964) observe des variations dans la for
mula sanguine de poussins âgés de 15 semaines et infestés expérimentalement par S . trachea.
K. ENIGK et al (1970) remarquent une forte erythropoîese chez des animaux infestés par S ■ trachea, ce qui, d'après
ces auteurs, compenserait les pertes de sang occasionnées
par le parasite en augmentant le volume du sang circulant.
En effet, dans sa phase endogène, le S. trachea se nourrit de sang.
Si la syngamose aviaire est généralement mortelle pour
les jeunes oiseaux, les adultes peuvent survivre à une in festation et même en guérir.
26 .EPIDEMIOLOGIE DE LA SYNGAMOSE ET MOYENS DE LUTTE CONTRE CETTE PARASITOSE (d’après J.L.SOULSBY,1965).
La syngamose sévit surtout dans les enclos restreints où vivent un grand nombre d’oiseaux. Ce sont les jeunes qui en sont le plus affeetés.
Il est probable que l’infestation originale soit in troduite par des Invertébrés et surtout les vers de fumier
(E. foetida ) très abondants dans les endroits riches en matières organiques.
Les Oligochètes servant de réservoir à S. trachea sont
considérés comme un obstacle à la lutte contre la syngamose et à son éradication. C’est l’opinion de I.W.MOYNIHAN et
I.W.MUSWELD(1950), J.c-MAC GREGOR et al (1961), R.ZAVADIL ( 1966), V.BARUS (1966) et A.W.JONES (1967).
Ensuite, chaque oiseau peut s’infester en mangeant des oeufs de syngames provenant des fientes de ses voisins con taminés .
Les oiseaux sauvages et la volaille adulte Infestés
sont également des sources de parasites pour les basses-cours et les volières.
Les moyens de lutte les plus efficaces contre les épi démies de syngamose consistent donc à observer une hygiène
rigoureuse dans les aires où vivent les oiseaux. Celles-ci
doivent être débarassées des excréments d'oiseaux et des in vertébrés qui pourraient être une source de parasites. Il est
conseillé de séparer les jeunes des adultes et de ne pas surpeupler les élevages.
Des médicaments divers et nombreux ont été utilisés
pour soigner les animaux malades^ Cas médicaments tuent les adultes de syngames dans la trachée ( par inhalation) ou s’attaquât à tous les stades du parasite. La thérapeu tique est à poursuivre continuellement.
Enfin des rëcherches de vaccination d'oiseaux avec des larves L^ sont eh cours depuis ces dernières années ( I.VARGA,1964, 1965, 1965 bis, 1966, 1970 et 1971jK.ZIEGLER 1966 et 1968).
BUTS □ U TRAVAIL .
En résumé. Iss oiseaux peuvent ingérer des larves
de S. trachea de deux façons différentes. Ils peuvent les prélever directement à partir de fientes d'autres oiseaux
parasités ou indirectement en mangeant un invertébré conta miné.
Le cycle indirect facultatif de S.trachea diffère néanmoins du cycle indirect obligatoire des autres Némato des.
Ce sont les larves L^ de S.trachea qui sont infestan-
tes pour son hôte paraténique alors que ce sont les larves L^ des autres Nématodes qui sont infestantes pour l’hôte intermédiaire;
Les larves L^ de S. trachea ne se développent donc pas dans leur hôte paraténique tandis que les larves L^ des autres Nématodes croissent et muent deux fois dans leur hôte intermédiaire.
Parmi les Dligochètes, l’hôte invertébré des larves
de S.trachea le plus courant est E.foetida. En effet, ce ver reste en surface dans les matières en décomposition
( P.VAN GANSEN, 1962}. P.L.LONG (1957) interprète ce
fait par une reproduction plus rapide d’E.foetida dans les litières en présence d'une grande quantité de matières organiques .
Notre travail a consisté à aborder expérimentalement
le problème de l'infestation d ’ E ■ foetida par S.trachea.
Nous avons tout d'abord étudié le pouvoir infestant des larves de S.trachea pour E. foetida■
Ensuite nous avons étudié les migrations des larves
de S . trachea au sein d ' E . foetida.
Nous avons cherché une explication à la survie des
larves de S.trachea dans E.foetida.
Enfin nous avons décrit des réactions observées chez E. foetida infesté par S.trachea.
19.
MATERIEL ET METHODES.
Dette partie de notre travail consistera à décrire
les différentes techniques utilisées et le but dans le quel elles ont été employées.
1. MATERIEL.
Nous avons utilisé des fientes de dindons infestés . ( ° )
expérimentalement par S . trachea
Nous avons d'autre part pu réaliser un élevage de vers
f O O J
de fumier E.foetida à partir d'adultes pondeurs et de cocons.
11.OBTENTION DES OEUFS DE S,TRACHEA.
Les fientes contenant les oeufs de syngames sont con servées dans une glacière. Les oeufs alors au stade de 8 ou
16 blastomères gardent dans ces conditions la potentialité de se développer jusqu'au stade infestant durant plusieurs mois .
(*]Les fientes nous ont été fournies par le département de Chimiothérapie de Janssen Pharmaceutica à Beerse.
C‘^* *)Ce matériel nous a été donné par le laboratoire d'Histo- logie animale de la Faculté des Sciences de l’Université Libre de Bruxelles.
20.
Les oeufs sont extraits des fientes par une flottai
son dans de l’eau salée sursaturée. Elle consiste à délayer
une noix de fientes dans un petit bêcher contenant une
solution sursaturée en NaCl. Ensuite ces béchers d’une capa cité de 100 ml sont remplis jusqu’au bord. Les oeufs se li
bèrent alors des fientes délayées et, vu que leur densité est inférieure à celle de la solution , viennent-"flotter" à la surface du liquide,tandis que les fientes plus lourdes
restent au fond des récipients.
Toutes les heures, il faut faire passer le liquide
de surface ( où se trouvent les oeufs} dans deux tamis em boîtés dont les mailles mesurent respectivement 105 Mm pour le tamis supérieur et 37 ym pour le tamis inférieur.
Les oeufs traversent le premier tamis et sont récupérés dans le second. Ils sont alors abondamment rincés à l’eau de ville et versés dans un cris ta 1lisoir avec un peu d’eau.
L’incubation a lieu dans une étuve à 26°C. Les conditions de développement de l’embryon sont ai ns i op t ima 1 es [ V . BARUS'.,;,
1965} .
12.ELEVAGE Ü'E.FOETIDA.
Les vers de fumier sont élevés dans des boîtes en plas tic contenant du terreau ( en vente chez les fleuristes}
garanti sans engrais chimiques et autoclavé avant utilisation. Au début de nos expériences, nous avons ajouté à ce
terreau du Cégomin, tourteau résiduel des fruits du cacaoyer, qui a pour effet d’accélérer la croissance et la maturation
d’E.foetida ( H. HERÜANT-riEEWIS et P. VAN GANSEN , 1 964}; ensuite nous avons remplacé le Cégomin par de la farine d’avoine obtenue
en broyant du poridge (0UAK.ER}.
Tant avec àe Cégomin qu'avec le poridge, nous obtenons des adultes pondeurs 3 à 4 mois après l’éclosion des vermis seaux. Ces derniers sortent des cocons trois semaines après
21 .
Le milieu dans lequel vivent les vers est renouvelé
tous les 7 à 15 jours. Grâce à cette méthode efficace d'
élevage, nous avons continuellement à notre disposition
des vers de tout âge.
2. METHODES .
Nous décrirons dans ce chapitre la méthode d’infesta
tion d ' E ■ f oetida par S . trachea-,- ainsi que les techniques histologiques et autoradiographiques utilisées pour notre
étude .
21.INFESTATION D'E.FOETIDA PAR S.TRACHEA.
La méthode d'infestation que nous avons employée avec
succès consiste à placer les vers à infester dans un cris- tallisoir contenant un peu d'eau de ville riche en oeufs
infestants de syngames.
Les vers destinés à des études histologiques sont
généralement mis à Jeun un àitrois jours avant l'inoculation afin de débarasser leur tube digestif de tout terreau.
22. DIGESTION A LA PEPSINE 0-’, E.FOETIDA INFESTE PAR S.TRACHEA.
Nous avons utilisé cette technique pour étudier la
distribution des larves de S. trachea tout au long des vers. Avant de digérer à la pepsine les vers infestés, nous les anesthésions d'abord en les plongeant dans une solution à
10% d’éthanol. Les animaux sont examinés dans leur ensemble ou découpés en morceaux afin de permettre une localisation
antéro-postérieure plus préciëe des parasites. La digestion
des morceaux se fait à 37'‘C. dans une solution d’HCl aqueux à 0,2% contenant 0,5% de pepsine.
En dilacérant mécaniquement les morceaux digérés» et en passant le produit de la digestion sur le tamis do
105 pm, nous pouvons récolter les larves présentes à cha
que niveau dans le tamis de 37 ym.
23.TECHNIQUES HISTOLOGIQUES UTILISEES POUR L’ETUDE
Ü'E.FOETIDA INFESTE PAS S.TRACHEA.
Les techniques histologiques nous ont permis de loca
liser avec précision les larves au sein de leur hôte.
231. FIXATION.
Les vers sont fixés vivants, par immersion dapa le Bouin Hollande. Dès qu’ils sont immobiles, ils sont découpés en fragments susceptibles d'être enrobés.
232. ENROBAGE ET COUPE DES VERS.
Les pièces sont enrobées à la paraffine après un
lavage et une déshydratation dans la série des alooolsC
alcool 70°, alcool 90* et butanol).
Nous effectuons dos coupes longitudinales des mor ceaux de vers afin d'avoir une vue d'ensemble de la loca lisation des parasites. Dans la mesure du possible, nous réalisons des coupes sériées de 7 ym d'épaisseur. Nous ob tenons ainsi une image de la localisation des larves de S . trachea au sein d’E . foetida,à différents temps suivant 1 ' infestation .
233. COLORATIONS.
La coloration à l'hémalun acide,phloxine (0,5%) et vert lumière (0,5%) nous a donné le plus de satisfaction étant données les observations topographiques à faire.
Nous avons également fait des colorations au PAS (a- cide périodique-réactif de Schiff) avec des témoins à la
23
salive (salive à 37®C. pendant une demi-heure) et au dimé- don (dimédon 5% dans de l'alcool absolu pendant 3 heures à
60°C.). Cette coloration permet de mettre en évidence les réserves de glycogène des larves.
24.TECHNIQUE AUTQRADIOGRAPHIQUE UTILISEE.
Cette technique est utilisée pour voir si les larves L3 de S.trachea sont susceptibles de prélever des substan
ces à leur hôte paraténique.
241.INJECTIQN D’ACIDES AMINES MARQUES.
Nous avons employé un hydrolysat de protéines mar- 14,.
quées au C dont l’activité spécifique est de 57 mCurie/mil liatome de carbone et la concentration radioactive de 50
pCurie/ml de solution aqueuse stérilisée contenant 2% d’ éthanol (Radiochemical Centre.Amersham).
Nous injectons 0,02 ou 0,03 ml de cette solution à un ver adulte dans le coelome de ses segments postérieurs,
les vers étant préalablement anesthésiés dans une solution d'éthanol à 10%. Chaque ver reçoit ainsi 1 ou 1,5 yCu, ce qui est suffisant pour une révélation rapide.
242.TECHNIQUE HISTOLOGIQUE.
Toutes les étapes de déshydratation sont effectuées dans la glacière. Les temps passés dans l’étuve à 60°C. et sur la plaque chauffante sont réduits au miniraum (12 à 16 heures dans le butanol chaud; 24 heures dans la paraf
fine et 24 heures sur la plaque chauffante).
Les lames destinées à porter les coupes à récéler sont trempées préalablement dans une solution de gélatine (à raison d’1 g dans 200 ml d’eau distillée) contenant 0,1 g
24.
dans des boîtes en bois renfermant des granules de chlorure
de calcium comme agent desséchant. Les coupes sont blanchies au lugol avant la coulée de l'émulsion.
243. COULEE DE_L’EMULSION PHOTOGRAPHIQUE.
Nous utilisons une émulsion en forme de gel que nous diluons de moitié dans de l'eau distillée à 50®C. Les lames déparaffinées avec les coupes blanchies sont plongées dans
la solution et mises à sécher pendant une heure. Elles sont alors conservées en glacière dans une boîte enveloppée de papier aluminium afin d'y maintenir une obscurité totale.
244. REVELATION DES LAMES.
Les lames sont révélées trois semaines après la coulée
de l'émulsion par procédé photographique: révélateur, acide acétique et fixateur. Elles sont alors colorées par la
25.
RESULTATS E.'X PERIMENTAUX.
Nous donnerons ici les résultats des observations
qui ont permis de comprendre le parasitisme d ' E.foetida par S.trachea.
Nous vérifierons tout d'abord à quel moment de leur développement les larves de S■trachea sont infestantes pour E . foetida.
Ensuite nous tracerons leurs migrations à l'intérieur
des vers et nous étudireons le problème de leur survie chez E . foetida.
Enfin, nous décrirons quelques réactions des vers en vers leurs parasites.
1.POUVOIR INFESTANT OE S.TRACHEA POUR E.FOETIDA.
11 . INTRODUCTION.
Il nous a semblé utile au début de nos expériences de
vérifier que ce sont bien les larves de S.trachea qui sont infestantes pour E. foetida comme l'ont décrit précé demment P.A.CLAPHANC 1934) et E.E.WEHR M937).