Organisation fonctionnelle latérale

On conçoit facilement que pour une composition donnée d’un grand nombre de molécules dans le plan de la membrane plasmique, il existe une infinité de distributions latérales possibles résultant des mouvements de ces molécules sous l’influence de l’agitation thermique. Cela correspond virtuellement à une infinité de fonctions biologiques possibles si l’on considère les propriétés physiques globales ou locales particulières de chaque distribution et le fait que les motifs générés soient autant de cibles de reconnaissance différentes. Par exemple, une trop forte agrégation latérale du ganglioside GM1 à la surface membranaire empêche la fixation de la toxine du choléra, une protéine qui reconnaît GM1 et induit l’activation de la protéine Gαs indépendamment de la voie des RCPGs (Shi et al. 2007).

hétérogénéité de distribution latérale des constituants de la membrane plasmique des cellules eucaryotes. Le recrutement des constituants membranaires nécessaire à la formation des domaines est possible car les protéines et les lipides diffusent dans le plan de la membrane. Ces diffusions sont caractérisées expérimentalement par le coefficient de diffusion D (µm²⋅s-1). On sait aujourd’hui que la formation des domaines est la résultante de divers processus dynamiques spécifiques (interactions moléculaires, forces hydrophobes…) et non spécifiques (température, activités protéiques…). La membrane plasmique est ainsi organisée en domaines de compositions, de tailles et de durées de vie très variables (ce qui rend leur identification difficile) en adéquation avec la fonction biologique qu’ils assurent (Mukherjee et Maxfield 2004). On a d’ailleurs identifié aujourd’hui de nombreux cas particuliers d’organisations bien définies temporellement et spatialement.

Parmi ceux-ci citons les jonctions communicantes, des domaines composés de regroupement de pores, eux-mêmes formés de six connexines (protéines), permettant l’échange de solutés entre les cellules. Les jonctions inter-cellulaires serrées compartimentent la membrane plasmique des cellules épithéliales en un domaine apical et un domaine baso-latéral. Enfin, la partie antérieure du spermatozoïde (acrosome) arbore deux macrodomaines distincts de composition différente au niveau de la membrane plasmique (Martinez et Morros 1996). Les exemples de compartimentation de la membrane sont nombreux.

En ce qui concerne les micro-domaines, les processus d’endocytose et d’exocytose sont sources d’initiation de la formation de domaines lipidiques et protéiques suffisamment stables pour pouvoir être observés en microscopie électronique, c’est le cas des cavéoles. Il s’agit d’invaginations membranaires de très petite taille (50 nm de diamètre) recouvertes sur leur face cytoplasmique par un manteau spiralé formé par la « polymérisation » de la cavéoline. Cette protéine est capable de s’insérer profondément dans la membrane et d’y stabiliser des microdomaines riches en cholestérol. L’existence des cavéoles a été initialement observée dans les cellules endothéliales mais on les trouve dans presque toutes les cellules. La purification des cavéoles, couplée à l’immunocytochimie, a montré qu’elles sont enrichies en cholestérol, en glycolipides (telle que la sphingomyéline) et en protéines ancrées à la membrane par une ancre GPI. Le cholestérol est nécessaire à la formation des cavéoles. En effet, leur fonction est inhibée par la déplétion de la membrane en cholestérol (Hooper 1999). Le

rôle des cavéoles dans l’endocytose reste incertain, même s’il semble qu’elles soient impliquées dans l’internalisation de certains récepteurs après leur activation. Une autre source de formation de domaines est la voie d’internalisation de certains récepteurs membranaires, tels les RCPGs, par les puits de clathrine. Ces vésicules d’endocytose (~100 nm) se forment au niveau de zones de la membrane plasmique enrichies en phosphoinositides, par la polymérisation des clathrines et de complexes AP-2 (Rappoport et al. 2004).

Comme on l’a vu au chapitre 1.1.1, la géométrie des GPLs est fonction des volumes respectifs occupés par la partie hydrophile et la partie hydrophobe. Par conséquent, une localisation latérale particulière de certains lipides peut induire ou renforcer la courbure de la membrane. Par exemple les acides lysophosphatidique et phosphatidique ont une géométrie conique opposée et sont inter- convertis par la lysophosphatidic acid acyl transférase et la phospholipase A2. Par conséquent cela

induit un changement de courbure d’une région de la membrane (McMahon et Gallop 2005).

Les approches biophysiques les plus couramment utilisées pour la mesure de la diffusion latérale des constituants de la membrane plasmique de cellules vivantes (Marguet et al. 2006) sont le retour de fluorescence après photoblanchiment (FRAP) (Axelrod et al. 1976; Lopez et al. 1988), la spectroscopie de corrélation de fluorescence (FCS) (Schwille 2001) et le suivi de particule unique (SPT) (Lee et al. 1991; Saxton et Jacobson 1997). Les deux premières techniques font appel à un marquage de la molécule d’intérêt par un fluorophore lié de manière covalente ou non et le SPT par une particule d’or colloïdale fonctionnalisée. Ces techniques permettent, entre autre, de mesurer des coefficients de diffusion latérale dans des échelles de temps et de taille qui leurs sont propres. Dans la membrane plasmique, pour les composés ayant une diffusion dite « libre », les lipides ont généralement un coefficient de diffusion latérale de l’ordre de 0.1 µm²⋅s-1 et les protéines diffusent en moyenne dix fois plus lentement. Pour ces dernières, la diffusion serait fonction du rayon de leur partie transmembranaire (Gambin et al. 2006). Bien sûr toutes sortes d’interactions vont influencer le comportement diffusionnel d’une molécule. Par exemple, l’état de phosphorylation des phosphoinositides (c'est-à-dire la quantité de groupements phosphate liés à l’inositol) influe sur la vitesse de diffusion de ces lipides, comme cela a été montré dans les cellules CHO ou HEK (Cho et al.

diffusion latérale : plus ces chaînes sont longues et plus la diffusion du lipide est importante (Vaz et al. 1985). Le développement d’algorithmes élaborés d’analyse des données expérimentales obtenues en SPT (Saxton 1993; Simson et al. 1995; Meilhac et al. 2006) d’une part, et l’apparition de la technique du FRAP à rayon variable (FRAPrv) (Salomé et al. 1998) ont permis de mettre en évidence l’existence de microdomaines membranaires, de tailles inférieures au pouvoir de résolution spatiale des microscopes optiques (classiquement 250-300 nm). Daumas et al. ont montré dans des fibroblastes que 90 % des trajectoires du récepteur µ opioïde humain (hMOR), un RCPG, contenaient des confinements dans des domaines d’environ 150 nm de diamètre, eux même sujets à une diffusion latérale (Daumas et al. 2003). Ces résultats ont été retrouvés par FRAPrv avec la protéine hMOR fusionnée à la Green Fluorescence Protein (GFP), avec des tailles de domaines mesurées supérieures (~700 nm), suggérant que cette classe de protéines pouvait diffuser à longue distance tout en rencontrant des zones de confinement, même lorsque la cellule est à l’état basal (Saulière et al. 2006). D’autres travaux de SPT suggèrent que les domaines observés sont la conséquence de la compartimentation de la membrane plasmique par des éléments liés au cytosquelette (Tomishige et Kusumi 1999; Kusumi et al. 2005).