La Resistance Bacterienne aux Fluoroquinolones
II. La resistance bacterienne aux fluoroquinolones :
2. Mécanismes de résistance aux fluoroquinolones
2.1-Mécanisme de tolérance phénotypique
:
Lorsqu’une population bactérienne génétiquement homogène est exposée à une concentration suffisante en antibiotique, la plupart de ces organismes meurent, mais une fraction de cette population peut survivre à ce stress. Contrairement à des bactéries mutantes résistantes, ces organismes persistants restent sensibles et ont une CMI inchangée vis-à-vis de l’ATB. J. Bigger [33] fut le premier à décrire ce phénomène en 1944.
Une érude faite par J.Bigger au cours de laquelle il a constaté, in vitro, la pénicilline n’éleminait pas complétement une culture de Staphylocoque. il a replacé ces bactéries qui avaient survécu à l’antibiotique « bactéries persistantes », dans du milieu frais celles-ci étaient de nouveau sensibles à la pénicilline [33].
Les bactéries préexistantes en quiescence qui ne sont pas sensibles aux antibiotiques sont réponsable de la
résistance bactérienne
[34]. Ce sont des variants phénotypiques de la population sauvage. Lors la croissance exponentielle d’un inoculum ces bactéries se trouvent en faible quantité mais leur nombre augmente lorsque la culture entre en phase stationnaire [33,34].Chez les patients immunodéprimés, cette population bactérienne tolérante à l’antibiotique peut être réspondable d’une recroissance bactérienne étant donné que le système immunitaire de l’individu n’est pas capable de les éliminer.
2.2- Diminution de la perméabilité de la membrane externe :
Pour arriver aux cibles cytoplasmiques, les fluoroquinolones doivent traverser la paroi cellulaire et la membrane cytoplasmique des bactéries. Dans le cas des bactéries à Gram négatif, les fluoroquinolones doivent, en plus, traverser la membrane externe de la bactérie.
Pour traverser la membrane externe, les quinolones ont deux possibilités : passer à travers des porines spécifiques ou diffuser à travers la bicouche lipidique. La paroi bactérienne n’offre qu’une faible barrière à la diffusion des petites molécules comme les quinolones, qui ont des poids moléculaires entre 300 et 400 daltons [18], mais seules les molécules ayant une forte hydrophobicité peuvent traverser la bicouche lipidique [36].
Dans le cas des bactéries à Gram négatif, la diminution sur leur membrane externe des protéines impliquées dans la diffusion de la substance, comme les porines OmpA, OmpC et OmpF pour E. coli [37, 38, 39] et OmpK pour
Klebsiella pneumoniae [40, 56], entraîne une diminution de l’accumulation des
FLQ dans le cytoplasme. L’expression de ces porines est soumise à la régulation de l’opéron Mar.
Les mutants résistants « Multiple Antibiotic Resistance » (MAR) peuvent être sélectionnés par la tétracycline, le chloramphénicol et les fluoroquinolones [18, 42]. Les mutations de marR qui résultent d’une diminution du répresseur
de la transcription qui augmente l’expression de micF et d’autres locus.
Le gène micF code pour un ARN anti-sens qui induit une réduction de l’expression de la porine OmpF [43]. Chez K. pneumoniae, le gène ramA confère le même phénotype que marA chez E. coli [44]. Le phénotype multi résistant des mutants MAR implique également la surexpression de pompes à efflux.
La diminution de la diffusion des fluoroquinolones dans la cellule contribue à la RB vis-à-vis de ces substances [18]. Les mutants MAR pouvant être sélectionnés par plusieurs classes d’antibiotique le risque de sélection de ces mutants augmente.
2.3- Protéines d’efflux :
Un mécanisme supplementaire de résistance pour diminuer l’accumulation de fluoroquinolone dans le cytoplasme qui réagit en faisant ressortir la substance de la bactérie. Ce mécanisme est possible grâce à l’expression de pompes à efflux associées à la membrane qui peuvent prendre en charges de multiples molécules, d’où leur nom de « Multi Drug Resistant » (MDR). Le mécanisme d’action des pompes est de expluser de façon active la substance antibiotique en dehors de la cellule ce qui entraîne une limitation de l’activité des FLQ et confère à la bactérie un faible niveau de résistance [18].
grâce à un gradient de protons. La plus décrite pour E. coli est AcrAB-TolC [45] et récemment AcrAB-KocC à été décrite pour K. pneumoniae [46].
Les pompes à efflux MDR qui appartiennent à la super famille des RND (Resistance-Nodulation- Division) sont les plus responsablesd e la résistance aux quinolones [51,52] et aussi à la super famille des MFS (Major Facilitator Superfamily) [53,54].
Un système de contrôle (régulateur, répresseur ou activateurs) module l’activité de ces pompes à efflux [47]. La survenue d’une mutation dans ces gènes de régulation favorise l’expression de ces pompes à efflux et joue un rôle dans l’acquisition de résistance aux quinolones.
Différents facteurs peuvent induire l’expression des pompes comme les facteurs de stress environnement, une modification de pH ou une modification osmotique [48] et qui peut intéresser également le site infectieux [49,50]. La diminution de la concentration intracellulaire en antibiotique peut rajouter à l’organisme bactérien l’apparition de mécanismes de résistance adaptatifs à plus fort niveau de résistance.
Certes ces deux moyens de résistance qui diminuent la concentration des fluoroquinolones dans la bactérie sont considérés comme des moyens de résistance de bas niveau mais c’est une résistance qui est commune à plusieurs classes d’antibiotiques. Ils ne sont pas spécifiques des quinolones [55,56]
Par ailleurs, il ne faut pas négliger ces mécanismes qui sont répandus et qui permettent aux bactéries de survivre initialement puis de développer ensuite des mutations au niveau des sites cibles du médicament.
Figure5 : Différentes familles de pompes à efflux [48]
2.4 Mécanismes chromosomiques :
2.4.1 Mutation de l’ADN gyrase :
La cible principale des fluoroquinolones chez les bactéries à Gram négatif est l’ADN gyrase. Les mutations peuvent atteindre GyrA ou GyrB. La partie N-terminale des sous-unités GyrA et GyrB represente un site fréquent des mutations appelée « Quinolone Resistance Determining Region » (QRDR). Chez la GyrA, les mutations surviennentau niveau des codons 83 et 87 qui sont à proximité du site actif de l’ADN gyrase qui permet la liaison de la sous-unité à l’ADN lors de la réaction enzymatique [57].
Les mutations permettent une réduction de la liaison des quinolones au niveau du site d’action de l’enzyme et donc peuvent entrainer à une diminution de la sensibilité à ces antibiotiques [58].
Chez E. coli une simple mutation de GyrA peut provoquer un faible niveau de résistance aux fluoroquinolones. Une mutation ajoutée de GyrA et/ou de la topoisomérase IV) est importante pour obtenir une résistance plus haute [59]. Les mutations de la GyrB sont moins importantes se que celles de GyrA. Elles peuvent atteindre un domaine analogue au QRDR de GyrA [60].
2.4.2 Mutation de la topoisomérase IV :
La topoisomérase IV est une cible secondaire des fluoroquinolones chez les bactéries à Gram négatif [61].
Les mutations peuvent atteindre dans chacune des sous-unités. La mutation de ParC plus fréquente que celle de ParE et un rôle plus efficance dans le développement de résistance [62]. La diminution de l’affinité de la molécule pour sa cible est prouvée comme un mécanisme de résistance résultant de cette mutation.
2.5 Résistance plasmidique :
Pendant longtemps, le seul support connu de résistance aux quinolones était de type chromosomique, jusqu’à la découverte du gène plasmidique qnrA en 1998 aux États-Unis [63].
2.5.1 Protéines Qnr
La liaison entre la protéine Qnr et l’ADN gyrase ou à la topoisomérase IV ce inhibe la liaison de l’enzyme sur l’ADN. Ceci diminue les chances pour les quinolones de produire un complexe de clivage enzyme-ADN quinolone [64]. La présence du gène qnr est détectée dans des souches porteuses d’autres mécanismes de résistance comme les betalactamases à spectre étendu CTX-M ou des mécanismes d’efflux. Le plasmide confère aux fluoroquinolones niveau de résistance faible, mais il peut attribuer à la sélection de souches avec un niveau de résistance plus élevé, notamment lorsque ces plasmides sont associés à des mutations de la topoisomérase [65,66].
2.5.2 Enzyme AAC (6’)-Ib-cr
Les fluoroquinolones étant des substances de synthèse, il était considéré jusqu’à récemment qu’il n’existait pas d’enzyme naturelle capable de modifier les fluoroquinolones En 2006, Robicsek et al. ont décrit une enzyme capable de modifier les fluoroquinolones, l’enzyme AAC (6’)-Ib-cr. [67].
AAC(6’)-Ib-cr a été retrouvé avec une forte prévalence sur des plasmides PMQR, souvent en association avec qnr dans une population d’animaux de compagnie et de production en Chine [68].
2.5.3 Pompe à efflux QepA
Il exite une similarité entre ces pompes et celles de type MFS. Des plasmides portant le gène de la pompe à efflux QepA ont été retrouvés dans des souches bactériennes humaines [67] et animales [69].
2.6 Détection des premiers niveaux de résistance :
L’association de plusieurs des mécanismes de résistance résulte la résistance clinique aux quinolones, chaque mécanisme est aqui indépendamment. Plusieurs phénomènes de résistance ont été observés comme la résistance « par paliers ». Chez E.coli, un niveau de résistance conférant une résistance en clinique n’est possible que par l’association d’au moins deux mécanismes : une mutation dans gyrA et un efflux ou une imperméabilité. Ainsi, une seule mutation de résistance chez E. coli, par exemple dans gyrA, provoque une augmentation de la CMI de la ciprofloxacine de 0,008 à 0,25 mg/L (soit d’un facteur > 30) sans atteindre concentration critique de 1 mg/L établie par l’European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (EUCAST) définissant la résistance à la ciprofloxacine [70].
On parle alors de premier niveau de résistance aux quinolones. Une seconde mutation (par exemple dans parC) s’additionnant à la première fera élever la CMI à 8 mg/L.
LA résistance passe par étapes successives, il est possible de pouvoir détecter les premiers niveaux de résistance résponsable de l’obtention d’un premier mécanisme de résistance afin d’alerter le clinicien.
La présence de premiers niveaux de résistance confère à un niveau de bactéricidie inférieure des fluoroquinolones et risque d’échecs cliniques comme
[70,71].
En pratique, l’existence de premiers niveaux de résistance doit être recherchée, soit parla mesure des CMI, soit par la détection d’une résistance à l’acide nalidixique pour les entérobactéries ou d’une résistance à la norfloxacine pour les pneumocoques.
L’intérpretation des résultats rendus par le laboratoire est nécessaire pour éviter de traiter par fluoroquinolones une infection par un germe ayant déjà un premier niveau de résistance.
2.7 Rôle des microbiotes :
Plusieurs facteurs intérviennt à l’émergence de la résistance aux fluoroquinolones au sein des foyers infectieux, à savoir :
Le nombre de bactéries, qui est beaucoup plus important dans les microbiotes que dans les foyers infectieux.
La pharmacocinétique des fluoroquinolones est variable et non contrôlée, peut produire des concentrations qui, à un moment ou un autre du traitement et pour une ou plusieurs espèces cibles données, sélectionneront des souches résistantes qui serviront de réservoir [5, 74, 75].
En 2007 (dans les services de médecine de l’hôpital Beaujon) une étude a mis en évidence des taux élevés de résistance aux quinolones dans les micro-biotes. 10 % des patients portaient des E. coli résistants à la ciprofloxacine dans leur microbiote intestinal, 31 % portaient des staphylocoques résistants dans leur microbiote nasal et 26 %des streptocoques résistants dans leur microbiote oropharyngé [75].
Les souches commensales peuvent devenir pathogènes ; à titre d’exemple, les souches de E. coli responsables d’infections urinaires, mais également d’autres infections extra-intestinales septicémies, infections intra-abdominales) proviennent directement du microbiote intestinal des sujets atteints [76,77]. Les souches commensales peuvent transmettre leurs mécanismes de résistance à des souches pathogènes [78]. Enfin, elles peuvent se propager dans l’environnement et entre individus, notamment dans un environnement hospitalier.