La diminution de la concentration en oxygène ou hypoxie peut se produire dans de nombreuses pathologies [Hockel and Vaupel, 2001]. C’est le cas pour les ischémies cérébrales et cardiovasculaires, le diabète, l’athérosclérose, mais également les cancers en particulier dans les tumeurs cérébrales comme les glioblastomes. L’hypoxie s’établit lorsque la quantité d’oxygène délivrée aux tissus est insuffisante par rapport aux besoins cellulaires, et en général lorsque la pression partielle en oxygène se situe entre 1 et 10 mmHg. Dans les tissus sains, la tension moyenne en oxygène se situe à environ 7 % [Jiang et al., 1996b] tandis que, au sein des tumeurs solides, elle se situe plutôt à 1,5 % [Adam et al., 1999].
Dans le cas des tumeurs solides, la formation de zones d’hypoxie peut s’expliquer de différentes manières (figure 5). Tout d’abord, les cellules tumorales, en proliférant, vont s’éloigner des vaisseaux ou capillaires qui représentent la source d’oxygène. Cet éloignement est corrélé avec une diminution de la concentration en oxygène présent au niveau des cellules favorisant ainsi la formation de zones hypoxiques. De par leur fort pouvoir de multiplication, les cellules cancéreuses s’expose donc à un environnement appauvri en oxygène. Afin de pallier la faible pression partielle d’oxygène de leur environnement, les cellules tumorales vont, en outre, stimuler leur propre néovascularisation en sécrétant un facteur protéique appelé VEGF (Vascular Endothelial Growth Factor) qui, après s’être lié à des récepteurs spécifiques situés à la surface des cellules endothéliales des vaisseaux sanguins, va inciter ces dernières à proliférer en direction du foyer tumoral [Ferrara, 2002]. Le VEGF est également à l’origine de la perméabilité des vaisseaux tumoraux les rendant ainsi non fonctionnels. La masse tumorale ainsi vascularisée va croître rapidement grâce à un apport plus conséquent de nutriments carbonés et d’oxygène, et les cellules cancéreuses vont également pouvoir se disséminer dans l’organisme via les vaisseaux sanguins ainsi créés.
Vaisseaux ou Capillaires Vaisseaux ou Capillaires
Shunt artérioveineux
Occlusion thrombotique
Prolifération
microvasculaire
Vaisseaux perméables
Extrémité du vaisseau
Vascularisation anormale des tumeurs
Shunt artérioveineux
Occlusion thrombotique
Prolifération
microvasculaire
Vaisseaux perméables
Extrémité du vaisseau
Vascularisation anormale des tumeurs
A
B
HYPOXIE
HYPOXIE
Figure 5 : Origine de l’hypoxie au sein des tumeurs.
A. En proliférant, les cellules s’éloignent des vaisseaux ou capillaires. Cet éloignement
est corrélé avec une diminution de la concentration en oxygène générant ainsi des zones d’hypoxie. B. La vascularisation anormale des tumeurs est également à l’origine de zones d’hypoxie en entraînant une insuffisance dans l’apport en oxygène (d’après [Kaur et al., 2005]).
L’hypoxie peut également se mettre en place grâce au réseau vasculaire même des tumeurs. En effet, la vascularisation des tumeurs et, en général, la néovascularisation donnent naissance à des vaisseaux ou capillaires anormaux, trop petits, des occlusions ou encore des shunts artérioveineux [Shchors and Evan, 2007]. Toutes ces anomalies au niveau de la vascularisation vont engendrer un apport en oxygène insuffisant et donc la création de zones d’hypoxie. On distingue habituellement deux grands types d’hypoxie, l’hypoxie aiguë et l’hypoxie chronique [Coleman, 1988]. L’hypoxie aiguë se caractérise par une exposition des organes, tissus ou cellules à une faible concentration en oxygène pendant des temps relativement courts, pas plus de quelques heures. Au-delà, s’installe une hypoxie dite chronique qui se caractérise donc par des temps d’exposition à une faible concentration en oxygène beaucoup plus long. L’hypoxie chronique fait appel à des phénomènes de réponse et d’adaptation des cellules et est donc un paramètre important dans le processus tumorigéne. Les cellules de mammifères sont justement capables de répondre et de s’adapter à ces conditions d’hypoxie via des voies de signalisation très conservées qui vont aboutir à différents phénomènes physiologiques [Papandreou et al., 2005] comme l’angiogenèse et la formation de néo-vaisseaux. Toutefois, lorsque l’hypoxie est trop sévère, les cellules ne peuvent s’adapter et résister à ces faibles conditions d’oxygénation, ce qui engendre la formation de zones de nécrose au sein des tumeurs.
Enfin, la diminution intratumorale de la concentration en oxygène est largement associée à une diminution de l’efficacité des thérapeutiques anti-cancéreuses [Wouters and Brown, 1997;Kaur et al., 2005] et une augmentation du pouvoir métastatique des cellules tumorales d’où l’intérêt d’étudier ces phénomènes d’hypoxie pour espérer améliorer l’effet des traitements anti-cancéreux.
3-1 Le facteur inductible par l’hypoxie, Hypoxia Inducible Factor 1 : HIF-1
La réponse et l’adaptation des cellules à l’hypoxie sont contrôlées par différents facteurs de transcription. Parmi ces facteurs de transcription activés par une faible concentration d’oxygène, se trouvent la protéine liant l’élément de réponse à l’AMP cyclique (CREB) [Beitner-Johnson and Millhorn, 1998], l'Activator Protein-1 (AP-1) [Finkenzeller et al., 1995], [Bandyopadhyay et al., 1995], le facteur-KB nucléaire (NFkb) [Koong et al., 1994a;Koong et al., 1994b] et la protéine Early Growth Response-1 (Egr- 1) [Yan et al., 1999;Yan et al., 1998;Lo et al., 2001;Nishi et al., 2002]. Cependant, le facteur de transcription inductible par l’hypoxie ou Hypoxia Inducible Factor 1 (HIF-1)
est le régulateur le plus important dans le contrôle de l'homéostasie de l'oxygène. HIF- 1, en induisant une batterie de gènes cibles, permet la réponse et l'adaptation des cellules dans un micro-environnement pauvre en oxygène. Ce facteur de transcription a été identifié pour la première fois en 1992 par Gregg Semenza comme régulateur crucial de l’expression du gène de l’érythropoïétine (EPO) en réponse à une faible concentration en oxygène [Semenza and Wang, 1992;Wang and Semenza, 1993]. A l’heure actuelle, plus d’une centaine de gènes ont été identifiés comme cible de HIF-1 (tableau 2). Ces gènes, permettant la réponse et l’adaptation des cellules à l’hypoxie, sont impliqués dans les phénomènes d’angiogenèse, de glycolyse, de prolifération et survie, de régulation du pH, d‘invasion et de migration [Semenza, 2003;Ke and Costa, 2006]. HIF-1 appartient à une classe de facteur de transcription de la famille des protéines basic helix-loop-helix (bHLH)/Per-ARNT-Sim (PAS) et reconnaît des séquences spécifiques sur l’ADN (5'-RCGTG-3') appelées élément de réponse à l’hypoxie (ou Hypoxia Responsive Element (HRE)) [Wang et al., 1995a;Wang et al., 1995b]. HIF-1 est un hétérodimère composé de deux sous-unités : HIF-1 alpha (HIF-1α) et HIF-1 beta (HIF-1β) ou ARNT (aryl hydrocarbon nuclear translocator). Le complexe HIF-1 une fois lié à l'ADN, peut recruter un certain nombre de co-activateurs, tels que p300/CBP, Ref-1, Jab1, SCR-1 et TIF2, facilitant ainsi l'expression des gènes cibles [Wenger, 2002].
Transglutaminase2 Acides aminés
DEC1, DEC2, ETS-1, NUR77 Régulation transcription
KRT14, KRT18, KRT19, VIM Structure du cytosquelette
Anhydrase Carbonique 9 pH
Transferrine, Transferrine-R, Céruloplasmine Fer
Adénylate kinase-3, Ecto-5’-nucléotidase Nucléotide
P53, BNIP3, NIX, Bax, RTP801/REDD1, Ref-1, Bcl-2, NFκB, HSP70, Bid
Apoptose
CXCR4, MMP2, Lox, PAI-1, c-MET, LRP1, MIC2/CD99, FN1, UPAR, Collagène de type V, AMF/GPI, CATHD, ILK
Migration/Invasion Métabolisme cellulaire
P35srj, P21, MDR-1, COX-2, Intestinal trefoil factor
Divers
PFK, PGK, LDHA, GLUT-1/3, Hexokinase-1/2, Enolase-1, GAPDH, ALDA, ALDC, PKM, TPI Glucose
IGF-BP1/2/3, IGF2, CCD1, TGF-α,/-β, P21/WAF-1, Cycline G2, NOS2
Prolifération/Survie
EPO, VEGF, VEGF-R, Ang-2, Tie-2, PDGF,
Leptine, Hème oxygénase-1, Flt-1, Endothéline-1, ADM, récepteur adrénergique α1B, Endogline Angiogenèse
Gènes cibles de HIF-1
Fonctions
Transglutaminase2 Acides aminés
DEC1, DEC2, ETS-1, NUR77 Régulation transcription
KRT14, KRT18, KRT19, VIM Structure du cytosquelette
Anhydrase Carbonique 9 pH
Transferrine, Transferrine-R, Céruloplasmine Fer
Adénylate kinase-3, Ecto-5’-nucléotidase Nucléotide
P53, BNIP3, NIX, Bax, RTP801/REDD1, Ref-1, Bcl-2, NFκB, HSP70, Bid
Apoptose
CXCR4, MMP2, Lox, PAI-1, c-MET, LRP1, MIC2/CD99, FN1, UPAR, Collagène de type V, AMF/GPI, CATHD, ILK
Migration/Invasion Métabolisme cellulaire
P35srj, P21, MDR-1, COX-2, Intestinal trefoil factor
Divers
PFK, PGK, LDHA, GLUT-1/3, Hexokinase-1/2, Enolase-1, GAPDH, ALDA, ALDC, PKM, TPI Glucose
IGF-BP1/2/3, IGF2, CCD1, TGF-α,/-β, P21/WAF-1, Cycline G2, NOS2
Prolifération/Survie
EPO, VEGF, VEGF-R, Ang-2, Tie-2, PDGF,
Leptine, Hème oxygénase-1, Flt-1, Endothéline-1, ADM, récepteur adrénergique α1B, Endogline Angiogenèse
Gènes cibles de HIF-1
Fonctions
Tableau 2 : Principaux gènes cibles du facteur de transcription HIF-1.
ADM : adrénomédulline ; ALDA : aldolaseA ; ALDC : aldolaseC ; AMF : autocrine motility factor ; Ang-2 : Angiopoïétine 2 ; Bcl-2 : B-cell leukemia/lymphoma 2 ; BNIP3 : Bcl-2 nineteen kilodalton interacting protein 3 ; CATHD : cathepsine D ; CCD1 : Coiled- coil-DIX1 ; COX-2 : cyclo-oxygénase 2 ; CXCR4 : CXC chimiokine récepteur 4 ; DEC1/2 : differentiated embryo-chondrocyte expressed gene 1/2 ; FN1 : fibronectine1 ; Flt-1 : fms-related tyrosine kinase 1 ; GLUT-1/3 : glucose transporteur1/3 ; GAPDH : glycéraldéhyde-3-P-déhydrogénase ; IGF-BP1/2/3 : IGF-factor-binding-protein1/2/3 ; KRT14/18/19 : kératine14/18/19 ; LDHA : lactate déhydrogénase A ; LRP1 : LDL- receptor-related protein 1 ; Lox : lysyl oxydase ; MDR1, multidroguerésistance 1 ; MIC2 : microneme protéine 2 ; MMP2 : matrix métalloprotéinase 2 ; NFκB : nuclear factor kappa B ; NOS2 : nitric oxide synthase 2 ; NUR77 : nuclear receptor77 ; PFK : phosphofructokinase ; PGK : phosphoglycérate kinase ; PAI1 : plasminogen-activator inhibitor 1 ; PKM : pyruvate kinase M ; REDD1 : regulated in development and dna damage responses 1 ; Ref-1 : redox factor-1 ; Tie-2 : endothelium-specific tyrosine kinase-2 ; TPI : triosephosphate isomerase ; UPAR : urokinase plasminogen activator receptor ; VIM : vimentine.
3-2 La sous-unité HIF-1α :
Le gène humain codant pour la sous-unité HIF-1α est situé sur le chromosome 14 (14q21-q24) et est composé de 15 exons donnant, après transcription et traduction, une protéine de 826 acides aminés (figure 6). La protéine HIF-1α est constituée par plusieurs domaines ou régions. La région basique (bHLH) est impliquée dans la dimérisation et dans la liaison directe avec l’ADN. Le domaine Per-ARNT-Sim (PAS) contient des régions hydrophobes nommées PAS A et PAS B. Ce domaine forme une seconde zone de dimérisation entre les sous-unités α et β [Jiang et al., 1996a]. Le domaine PAS est également connu pour lier la protéine chaperone HSP90 qui joue un rôle dans la stabilisation et l'accumulation de la sous-unité HIF-1α. En plus de la région basique N-terminale (bHLH) et des domaines PAS, la protéine HIF-1α possède dans sa moitié C-terminale, deux domaines de transactivation (TADs) impliqués dans la régulation et la stimulation de la transcription : le domaine de transactivation N-teminal (N-TAD) et le domaine de transactivation C-terminal (C-TAD) [Pugh et al., 1997]. Le domaine C-TAD a été montré comme agissant dans l’activation de la transcription via l’intéraction avec des co-activateurs comme p300/CBP [Lando et al., 2002;Hewitson et al., 2002]. En amont du domaine N-TAD, se trouve un domaine de dégradation dépendant de l'oxygène (ODDD), qui confère une certaine instabilité à la sous-unité HIF-1α en présence d’oxygène [Jiang et al., 1997;Huang et al., 1998]. Ce domaine de dégradation dépendant de l’oxygène intervient donc dans la régulation négative de HIF- 1α dans des conditions normales d’oxygénation, c’est à dire en normoxie. Le domaine ODD comporte des résidus reconnus et hydroxylés par des prolyl-hydroxylases. Ces hydroxylations permettent la reconnaissance et la liaison de la protéine de von Hippel- Lindau (VHL) identifiée comme suppresseur de tumeur. La protéine VHL fait partie d’un complexe E3 ubiquitine ligase appelé ECV (Elongin/Cullin2/VHL). Ce complexe, en plus de la protéine VHL, est constitué de l'élongineB, l'élongineC, de Rbx1 (également connu sous le nom de ROC1/Hrt1), et de la Culline2 (Cul2). Le complexe ECV a un rôle très important de la stabilité et surtout la dégradation de la sous-unité HIF-1α. En effet, une fois la liaison établie entre le complexe et la sous-unité, la protéine HIF-1α est ubiquitinylée et dirigée vers le protéasome pour la dégradation. En normoxie, le temps de demi-vie de HIF-1α se situe aux alentours de 5 minutes [Maxwell et al., 2001;Maxwell et al., 1999].
HIF-1α (826 aa)
HIF-1β / ARNT (789 aa)
A
B
A
B
PAS
PAS
TAD
bHLH
bHLH
ODDD
HIF-2α (870 aa)
A
PAS
B
bHLH
ODDD
HIF-3α (557 aa)
A
PAS
B
bHLH
ODDD
N-
TAD
TADC-
N-
TAD
TADC-
N-
TAD
NLS NLS NLS NLSFigure 6 : Représentation schématique de la structure de HIF-1 et des variants
d’épissage.
HIF-1 est un hétérodimère composé de HIF-1α et HIF-1β. La position et les modifications des acides aminés important sont également indiquées : rouge = hydroxylation, vert = phosphorylation, bleu = sumoylation, gris = nitrosylation, rose = acétylation. bHLH : basic helix loop helix ; PAS : Per ARNT Sim domain ; ODDD : oxygen dependant degradation domain ; TAD : transactivation domain ; NLS : nuclear localization signal. NLS NLS P564 P402 N803 K391 K477K532 C800 L574 K245 C520 S551 S589S555 T796 S641 S643
HIF-1α (826 aa)
HIF-1β / ARNT (789 aa)
A
B
A
B
PAS
PAS
TAD
bHLH
bHLH
ODDD
HIF-2α (870 aa)
A
PAS
B
bHLH
ODDD
HIF-3α (557 aa)
A
PAS
B
bHLH
ODDD
N-
TAD
TADC-
N-
TAD
TADC-
N-
TAD
NLS NLS NLS NLS K391 K477K532 C800 L574 K245 C520 P564 P402 N803 NLS NLS S551 S589S555 T796 S641 S6433-3 HIF-1α, HIF-2α, HIF-3α et épissage alternatif :
L’épissage alternatif de l’ARNm de la sous-unité HIF-1α conduit à la formation de variants d’épissage. Différents variants ont ainsi été décrits : HIF-2α et HIF-3α [Tian et al., 1997;Gu et al., 1998] (figure 6-7). HIF-1α a été initialement identifiée par purification d'affinité en utilisant des oligonucléotides spécifiques du locus du gène de l’érythropïétine [Semenza and Wang, 1992;Wang and Semenza, 1995]. Les sous-unités HIF-2α et HIF-3α ont été identifiées par recherche d’homologie et criblages d'interaction avec HIF-1β. La protéine HIF-2α également appelée EPAS (endothélial PAS domain protein), HLF (HIF-like factor), HRF (HIF-related factor) ou encore MOP2 (member of PAS superfamily 2) est régulée positivement par l'hypoxie et lie HIF-1β pour former le complexe HIF-2. HIF-2, tout comme HIF-1, reconnaît sur l’ADN les séquences HRE. HIF-1α et HIF-2α sont connues pour partager des fonctions communes [Tian et al., 1997;Ema et al., 1997;Flamme et al., 1997;Hogenesch et al., 1997]. Cependant, l'expression de la sous-unité HIF-2α semble être plus limitée comparée à la sous-unité HIF-1α [Lofstedt et al., 2007]. Le variant d’épissage HIF-3α également appelé IPAS (inhibitory PAS domain protein) ou MOP7 (member of PAS superfamily 7), présente de fortes homologies de séquence avec HIF-1α et HIF-2α dans la région basique bHLH et les domaines PAS mais ne possède pas de domaine transactivateur en C-terminal [Gu et al., 1998;Makino et al., 2001]. A ce jour, 6 variants d'épissage de HIF-3α ont été identifiés : HIF-3α1, HIF-3α2, HIF-3α3, HIF-3α4, HIF-3α5, HIF-3α6 (figure 7). HIF-3α1, 2 et 3 partagent un domaine ODD commun qui inclut le motif consensus des prolyl- hydroxylases et lie le complexe VHL/E3 ubiquitine-ligase dans des conditions normales d’oxygénation. La sous-unité HIF-3α est aussi régulée positivement par l'hypoxie et peut interagir avec HIF-1β et les séquences HRE sur l'ADN. Toutefois, au niveau fonctionnel, HIF-3α semble avoir un rôle un peu différent en agissant comme un dominant-négatif de HIF-1α et en inhibant la transcription des gènes cibles induits par l’hypoxie. Cette inhibition passerait par la liaison de HIF-3α à la région N-terminale de HIF-1α empêchant ainsi l’interaction du complexe avec l'ADN.
Figure 7 : Représentation schématique de la structure des différents variants
d’épissage de la sous-unité HIF-1α.
Il existe donc 6 variants HIF-1α, 1 variant HIF-2α et également 6 variants HIF-3α. (d’après Kaur et al, 2005). bHLH : basic helix loop helix ; PAS : Per ARNT Sim domain ; ODDD : oxygen dependant degradation domain ; TAD : transactivation domain N- or C- terminal.
3-4 Les régulations du facteur inductible par l’hypoxie (HIF-1) :
HIF-1, et en particulier la sous-unité HIF-1α, est soumis à de multiples et diverses régulations (tableau 3 et figure 8). Ces régulations de la sous-unité HIF-1α incluent des modifications post-traductionnelles (hydroxylation, acétylation, phosphorylation, sumoylation et nitrosylation) mais également des interactions avec d'autres protéines qui peuvent modifier la stabilité ou l'activité transcriptionelle de HIF-1.
IGF/IL-1
PDGF
FOXO4
AngII
HIF-3α/IPAS
Ni
2+/Co
2+P14
arfHSP-90
GSK-3β
mTOR
P53
HDM2
PTEN
PI3K/Akt
Régulateurs de la sous-unité HIF-1α
CITED2/CITED4
CBP/p300
FIH-1
NO
ARD1
MAPK
VHL
ERO
Prolyl-hydroxylases
Hypoxie
Régulateurs négatifs
Régulateurs positifs
IGF/IL-1
PDGF
FOXO4
AngII
HIF-3α/IPAS
Ni
2+/Co
2+P14
arfHSP-90
GSK-3β
mTOR
P53
HDM2
PTEN
PI3K/Akt
Régulateurs de la sous-unité HIF-1α
CITED2/CITED4
CBP/p300
FIH-1
NO
ARD1
MAPK
VHL
ERO
Prolyl-hydroxylases
Hypoxie
Régulateurs négatifs
Régulateurs positifs
Tableau 3 : Tableau récapitulatif des principaux régulateurs (positifs et négatifs) connus
de la sous-unité HIF-1α.
Ces régulateurs agissent au niveau de la transcription, de la traduction ou de la stabilité de la protéine. Les interactions directes entre HIF-1α et régulateurs sont indiquées en grisées.
3-4-1 La principale régulation de l’expression de HIF-1α : le taux d’oxygène.
3-4-1-1 L’hydroxylation :
Contrairement à la sous-unité HIF-1β qui est exprimée constitutivement et de façon ubiquitaire dans les cellules, le niveau intracellulaire de HIF-1α est lui soumis à différentes régulations. La première et la plus importante de ces régulations est celle dépendante de la concentration d’oxygène (figure 8). A un taux normal d’oxygène ou normoxie, la sous-unité HIF-1α est prolyl-hydroxylée sur les résidus 402 et 564 de son domaine ODD [Maxwell et al., 1999;Jaakkola et al., 2001]. Chaque site d’hydroxylation sur la sous-unité présente un motif particulier : LXXLAP [Masson et al., 2001]. Cette prolyl-hydroxylation est dépendante de la quantité d’oxygène et est réalisée par des prolyl-hydroxylases. Pour permettre leur activité et assurer leurs fonctions, ces enzymes ont besoin d’oxygène, d’ions ferreux et de 2-oxoglutarate. Les prolyl-hydroxylases utilisent donc le 2-oxoglutarate comme substrat et les ions ferreux et l’ascorbate comme co-facteurs pour l’hydroxylation. A ce jour, trois prolyl-hydroxylases humaines ont été identifiées (PHD-1/HPH-3/EGLN2 ; PHD-2/HPH-2/EGLN1 ; PHD-3/HPH-1/EGLN3) [Semenza, 2001]. Cependant, un travail récent a montré que la prolyl-hydroxylase 2 semble être senseur principal des variations de la concentration d’oxygène [Berra et al., 2003]. Cette prolyl-hydroxylase régule l’expression de HIF-1α en normoxie en la maintenant à un niveau basal faible. La prolyl-hydroxylation initie l’interaction de la sous-unité HIF-1α avec le complexe ubiquitine-ligase VHL, permettant ainsi l’ubiquitinylation de HIF-1α et sa dégradation rapide par le protéasome 26S. Récemment, le résidu leucine 567 dans le domaine ODD a été montré comme jouant aussi un rôle dans la reconnaissance de HIF-1α par le facteur suppresseur de tumeur VHL [Kageyama et al., 2004]. De plus, la protéine VHL est capable de recruter des histones déacétylases qui vont inhiber la transcription dépendante de HIF-1. En condition d’hypoxie, les prolyl-hydroxylases cessent de fonctionner par le manque d’oxygène et d’ions ferreux. La sous-unité HIF1α peut ainsi échapper à la dégradation et s’accumuler dans le cytoplasme des cellules.
En plus du domaine ODD, le domaine C-TAD de HIF-1α est aussi régulé par les conditions d’oxygénation. En effet, un facteur inhibiteur de HIF-1 ou Factor Inhibiting HIF-1 (FIH-1) a été identifié par criblage double hybride chez la levure [Mahon et al.,
2001]. FIH-1 est également une oxygénase à activité dépendante de la présence de 2- oxoglutarate et de fer. Elle hydroxyle la sous-unité HIF-1α sur l’asparagine 803[McNeill et al., 2002]. Cette asparaginyl-hydroxylase va inhiber l’interaction du domaine C-TAD de HIF-1α avec le cofacteur CBP/p300, et par conséquent l’activité transcriptionnelle HIF-1. De plus, il a été démontré que FIH-1 pouvait également interagir avec le facteur suppresseur de tumeur VHL et faciliter l’ubiquitylation de HIF-1α par VHL.
HIF-1β
HIF-1α
HRE
Gènes ciblesPROTEASOME
VHL
Hypoxie
Normoxie
OH P402 OH P564 Ac K532 Sumo K OH Asp803 PHD1 ,2,3 ARD1 Reconnaissance par VHL et dégradation FIH-1 Inhibition de la liaison avec les co-facteursStabilisation et
augmentation de l’activité transcriptionnelle
SUMO-1
MAPK Augmentation de l’activité transcriptionnelle
GSK-3
Dégradation
HIF-1α
Figure 8 : La sous-unité HIF-1α est soumise à différentes modifications post-
traductionnelles dépendantes ou non des conditions d’oxygénation.
Hydoxylation, acétylation, phosphorylation par la GSK-3 et ubiquitinylation participent à la dégradation de la sous-unité par le protéasome. L’hydroxylation par FIH-1 inhibe l’interaction avec les co-facteurs de transcription. Sumoylation et phosphorylation par les MAPK modulent l’activité transcriptionnelle.
3-4-1-2 L’acétylation :
De récentes études menées sur Saccharomyces cerevisiae ont révélé la présence d’une nouvelle protéine capable d’interagir avec HIF-1, il s’agit d’une acétyltransferase nommée ARD-1 pour ARest Defective-1 [Jeong et al., 2002]. ARD-1 acétyle la sous-unité HIF-1α au niveau de son domaine ODD sur le résidu lysine 532. Cette acétylation constitue alors un deuxième signal de déstabilisation pour HIF-1α [Jeong et al., 2002]. Même s’il a été observé que l’ARN messager de ARD-1 était régulé négativement en conditions d’hypoxie [Chun et al., 2003], l’acétylation de la lysine 532 peut se produire en normoxie comme en hypoxie et ainsi augmenter l’interaction entre HIF-1α et VHL, favorisant l’ubiquitinylation de HIF-1α et sa dégradation par le protéasome. Toutefois, contrairement à l’étude de Jeong et al, un certain nombre d’autres travaux montrent qu’il n’y a pas de régulation en hypoxie de l’ARNm d’ARD-1 ainsi que de la protéine ARD-1 [Fisher et al., 2005;Arnesen et al., 2005]. Ces auteurs montrent également que des modifications d’expression de ARD-1, à savoir surexpression ou extinction, n’ont pas d’effet sur la stabilité de HIF-1α et HIF-2α [Bilton et al., 2005]. Le rôle exact de ARD-1 dans la progression tumorale et dans la régulation de l’expression et de l’activité de HIF-1 reste donc encore à déterminer.
3-4-2 Les autres régulations de HIF-1 :
La sous-unité HIF-1α connaît donc des régulations dépendantes de la concentration en oxygène. Mais un nombre important de régulations a lieu de façon indépendante de la quantité d’oxygène.
3-4-2-1 La phosphorylation :
Une de ces régulations indépendantes de la concentration en oxygène est la phosphorylation (figure 8). Il est maintenant bien connu que la phosphorylation de la sous-unité HIF-1α contribue à des régulations positives et négatives aboutissant à des