Internalisation des PNA dirigŽs contre la sŽquence PPT dans les cellules HeLa

1. 1. ConjuguŽs PNA-CPP

Les PNA AS1 et AS2 ont ŽtŽ conjuguŽs ˆ leur extrŽmitŽ N-terminale au CPP (R/W)9 (RRWWRRWRR) par deux types de liaisons covalentes : un pont disulfure (clivable en milieu rŽducteur) et une liaison thiol-malŽimide (non clivable). Les conjuguŽs dŽsignŽs simplement par le nom du CPP et le nom du PNA correspondent ˆ une liaison disulfide. Dans le cas o• le CPP est reliŽ au PNA AS1 ou AS2 par liaison thiol-malŽimide, les conjuguŽs sont dŽnommŽs (R/W)9-AS1(mal) et (R/W)9-AS2(mal), respectivement.

Le PNA AS2 a Žgalement ŽtŽ conjuguŽ au CPP (K/W)9 (KKWWKKWKK), qui correspond au CPP (R/W)9 avec des lysines ˆ la place des arginines. Ce conjuguŽ est nommŽ (K/W)9-AS2.

Les conjuguŽs ont Žgalement ŽtŽ couplŽs ˆ des fluorophores pour le suivi de leur localisation intracellulaire et pour la quantification de lÕinternalisation cellulaire par cytomŽtrie en flux. Deux fluorophores ont ŽtŽ utilisŽs, le Texas Red (TR) et la CarboxytŽtramŽthylrhodamine (TAMRA). Le TR a ŽtŽ choisi en raison de sa photostabilitŽ en fonction du pH (Ji et al. 2000), qui est supŽrieure ˆ celle de la rhodamine et de la fluorescŽine (piercenet.com). Ceci permet de limiter les biais dans lÕanalyse, notamment lorsque le conjuguŽ transite dans les vŽsicules acides cytoplasmiques (endosomes et lysosomes). La TAMRA a ŽtŽ utilisŽe dans les Žtudes de PCI, pour ses qualitŽs de photosensibilisateur (Gillmeister et al. 2011; B¿e et al. 2011). Ces deux fluorophores ont ŽtŽ greffŽs sur le PNA et non sur le CPP, le PNA Žtant lÕentitŽ la plus stable vis-ˆ-vis des protŽases (durŽe de vie de lÕordre de la semaine contre quelques heures pour le peptide). De plus, si le pont disulfure est clivŽ dans le cytosol, il est prŽfŽrable de suivre la molŽcule bioactive plut™t que le transporteur. Les conjuguŽs fluorescents rŽsultants sont dŽsignŽs de la mani•re suivante : Ônom du CPP-nom du PNA-TR ou TAMRAÕ.

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1. 2. Etude de lÕinternalisation du PNA AS2 par les peptides

(R/W)9 et (K/W)9

Le PNA AS2 inhibe la traduction de la lucifŽrase de mani•re lŽg•rement plus efficace que le PNA AS1 (environ 70% pour lÕAS2 contre 60% pour lÕAS1), dans les cellules HeLa 1002 permŽabilisŽes avec la SLO (Boutimah-Hamoudi et al. 2007). CÕest pourquoi nous avons choisi de commencer nos Žtudes avec ce PNA.

a) Internalisation libre

Tout dÕabord, des Žtudes dÕactivitŽ biologique ont ŽtŽ rŽalisŽes apr•s internalisation libre du conjuguŽ (R/W)9-AS2 dans les cellules HeLa 1002. Si le conjuguŽ permet lÕinternalisation du PNA AS2 dans le cytoplasme des cellules sans altŽrer son activitŽ, une inhibition de lÕinitiation de la traduction de la lucifŽrase sera observŽe. Les cellules ont ŽtŽ traitŽes pendant 4h par des concentrations croissantes de conjuguŽ (0,5 ˆ 5 µM), puis cultivŽes pendant 24 heures supplŽmentaires et de la doxycycline est ajoutŽe afin dÕinduire lÕexpression des g•nes rapporteurs. Apr•s 24 heures de culture en prŽsence de la doxycycline, lÕactivitŽ de la lucifŽrase est dŽterminŽe, par mesure de la bioluminescence avec un spectrofluorim•tre. MalgrŽ lÕoptimisation de nombreux param•tres, aucune inhibition de la lucifŽrase nÕa ŽtŽ obtenue. Les param•tres ayant fait lÕobjet de modifications sont les suivants : nombre de cellules ensemencŽes au dŽbut de lÕexpŽrience (1 000 ˆ 10 000 cellules/puits), temps de culture entre lÕinduction de lÕexpression de la lucifŽrase et la mesure (24h, 48h et 72h), concentration en doxycycline (0,1-0,5-1 µg/mL), traitement des cellules en suspension (augmentation de la surface membranaire disponible).

DiffŽrentes hypoth•ses Žtaient alors envisageables pour expliquer ce manque dÕactivitŽ biologique apr•s pŽnŽtration libre du conjuguŽ (R/W)9-AS2 dans ces cellules. La premi•re possibilitŽ est que le couplage au CPP nÕait pas permis lÕinternalisation du PNA, ou que de trop faibles quantitŽs soient internalisŽes. Le couplage du CPP pourrait au contraire provoquer lÕinternalisation du PNA, mais quÕil alt•re lÕactivitŽ du PNA. On peut imaginer par exemple que la prŽsence du CPP sur le PNA modifie son interaction avec la cible. Enfin, une derni•re possibilitŽ est que le conjuguŽ soit internalisŽ mais pas dans le compartiment subcellulaire o• se trouve la cible. Dans notre syst•me, la cible est lÕARNm de la lucifŽrase, et se trouve donc

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dans le cytoplasme. Si le conjuguŽ est internalisŽ par endocytose, une sŽquestration dans les endosomes est probable.

b) Internalisation assistŽe par la chloroquine et la PCI

Article : Cell Delivery of Antisense Peptide Nucleic Acids (PNAs) by the Small Arginine-Rich Cell-Penetrating Peptide (R/W)9

Soumis ˆ The Faseb Journal.

Objectifs

Nous avons rŽalisŽ une Žtude du mŽcanisme dÕinternalisation du conjuguŽ (R/W)9- AS2. Le conjuguŽ (R/W)9-AS2-TR, comportant une molŽcule de Texas Red greffŽe sur le PNA, a ŽtŽ utilisŽ pour Žtudier la localisation subcellulaire en microscopie de fluorescence et quantifier cette internalisation dans les cellules HeLa 1002. Nous nous sommes intŽressŽs ˆ deux approches pour induire la libŽration des conjuguŽs dans le cytoplasme des cellules : une approche chimique (co-traitement avec la chloroquine) et une approche photochimique.

La tŽtramŽthylrhodamine (TAMRA) a rŽcemment ŽtŽ identifiŽe comme photosensibilisateur, capable dÕinduire la PCI dans le cadre de lÕŽtude de lÕinternalisation de conjuguŽs TAMRA-TAT-GFP. LÕirradiation des cellules au microscope avec un filtre rhodamine provoque la relocalisation des conjuguŽs des endosomes vers le cytosol (Gillmeister et al. 2011). Une autre Žtude rŽcente rapporte la libŽration dans le cytosol ainsi que lÕactivitŽ biologique de conjuguŽs TAMRA-PNA-NLS apr•s irradiation des cellules ˆ 546 nm (B¿e et al. 2011). Une inhibition de 90% de la cible du PNA est observŽe avec 2 µM de conjuguŽ et 9 min dÕirradiation ˆ 11,5 mW/cm2. Ces deux Žtudes constituent une approche novatrice de PCI, le photosensibilisateur Žtant covalement liŽ au PNA ou au CPP. LÕavantage par rapport ˆ une approche de PCI conventionnelle (co-traitement des cellules avec la molŽcule bioactive et un agent photosensibilisateur type phthalocyanine dÕaluminium disulfonate) serait une diminution potentielle de la toxicitŽ gŽnŽrŽe par les dommages oxydatifs sur les membranes cellulaires. En effet, lÕattachement covalent du photosensibilisateur sur la molŽcule active pourrait restreindre les dommages photo-induits aux structures cellulaires renfermant la molŽcule dÕintŽr•t et ainsi diminuer la toxicitŽ non

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spŽcifique. De plus, un photosensibilisateur tel que la TAMRA, moins puissant que les photosensibilisateurs classiques (phthalocyanine dÕaluminium disulfonate et tŽtraphŽnylporphine disulfonate) produirait moins de ROS et serait probablement moins toxique pour les cellules. LÕefficacitŽ de la TAMRA pour induire la photo-libŽration de PNA a ŽtŽ observŽe Žgalement dans notre Žquipe, dans le cadre de lÕŽtude de lÕinternalisation de conjuguŽs Flavine-PNA-TAMRA (Marlin et al. 2012) (voir article en Annexe 2). Nous avons voulu Žtudier lÕefficacitŽ de la TAMRA pour lÕinternalisation photochimique de notre conjuguŽ (R/W)9-AS2. Pour cela, les cellules HeLa 1002 ont ŽtŽ traitŽes avec le conjuguŽ (R/W)9-AS2-TAMRA et les effets de lÕirradiation ˆ 545 nm sur la localisation subcellulaire et lÕactivitŽ biologique ont ŽtŽ ŽtudiŽs.

RŽsumŽ

Nous avons montrŽ dans cet article que le couplage du CPP (R/W)9 sur le PNA AS2 (nommŽ ASPNA ici) ne modifie pas son activitŽ dans les cellules HeLa 1002 permŽabilisŽes avec la SLO. De plus, le conjuguŽ (R/W)9-AS2-TR (nommŽ ici (R/W)9-ASPNA-TR) est internalisŽ dans les cellules HeLa 1002 et cette internalisation atteint un maximum d•s 2h dÕincubation. Le marquage vŽsiculaire observŽ dans les cellules vivantes en microscopie de fluorescence et lÕinhibition de lÕinternalisation dans des conditions de dŽplŽtion ŽnergŽtique (incubation ˆ 4¡C ou en prŽsence dÕinhibiteurs dÕATP) sugg•rent une internalisation par endocytose. Des Žtudes de colocalisations avec diffŽrents marqueurs dÕendocytose ont montrŽ quÕau moins trois voies dÕendocytose semblent •tre impliquŽes dans lÕinternalisation du conjuguŽ : la voie dŽpendante de la clathrine, la voie cavŽolaire et la macropinocytose. Le co- traitement des cellules avec le conjuguŽ et la chloroquine (CQ) ˆ 150 µM, conduit ˆ une augmentation de la taille des vŽsicules dÕendocytose, et donc ˆ un Žchappement possible du conjuguŽ des endosomes vers le cytoplasme. En effet, la dŽtermination de lÕactivitŽ biologique en prŽsence de cette molŽcule lysosomotropique met en Žvidence une inhibition de lÕactivitŽ lucifŽrase de 70% ˆ 1,5 µM de conjuguŽ. La quantification par cytomŽtrie en flux de la fluorescence du Texas Red, a montrŽ que la CQ augmente Žgalement la quantitŽ de conjuguŽ internalisŽ.

La comparaison dÕefficacitŽ entre les conjuguŽs comportant le PNA AS2 (ASPNA) conjuguŽ au CPP (R/W)9 par une liaison disulfure ou thiol-malŽimide a montrŽ que le conjuguŽ malŽimide (R/W)9-AS2(mal) est lŽg•rement moins actif pour inhiber lÕactivitŽ lucifŽrase dans les cellules HeLa 1002 permŽabilisŽes. En revanche, une activitŽ biologique

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lŽg•rement plus importante est observŽe pour ce conjuguŽ malŽimide en pŽnŽtration libre par rapport ˆ lÕactivitŽ obtenue pour le conjuguŽ comportant un pont disulfure.

Nous avons Žgalement montrŽ que le PNA AS2, conjuguŽ ˆ lÕanalogue (K/W)9, comportant des lysines ˆ la place des arginines, est six fois moins internalisŽ que le conjuguŽ (R/W)9-AS2-TR. Aucune activitŽ biologique nÕa ŽtŽ mesurŽe pour ce conjuguŽ ˆ 1,5 µM, m•me en prŽsence de CQ. La quantification de lÕinternalisation des deux conjuguŽs dans des cellules CHO 745 (dŽficientes en hŽparanes sulfates et chondro•tines sulfates) a mis en Žvidence lÕinteraction avec les molŽcules membranaires de glycosaminoglycanes.

Enfin, une internalisation photochimique (PCI) a ŽtŽ observŽe avec le conjuguŽ (R/W)9-AS2-TAMRA (nommŽ ici (R/W)9-ASPNA-TAMRA), dans lequel la rhodamine est lÕagent photosensibilisateur. LÕirradiation des cellules ˆ 545 nm provoque la redistribution de la fluorescence associŽe au conjuguŽ, des endosomes vers le cytoplasme et le noyau. MalgrŽ la grande efficacitŽ de la PCI, aucune inhibition de lÕactivitŽ lucifŽrase nÕa ŽtŽ observŽe apr•s irradiation ˆ 545 nm des cellules traitŽes par le conjuguŽ. En revanche, la lucifŽrase est inhibŽe apr•s traitement des cellules par le conjuguŽ (R/W)9-AS2, dans le cas dÕune PCI induite par la phthalocyanine dÕaluminium. Dans ces m•mes conditions, le conjuguŽ marquŽ par la TAMRA nÕest pas actif. Cette Žtude apporte un questionnement sur lÕutilisation de la TAMRA comme photosensibilisateur efficace pour lÕactivitŽ biologique des PNA.

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Article

soumis ˆ the Faseb Journal

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Cell Delivery of Antisense Peptide Nucleic Acids (PNAs) by the Small

Arginine-Rich Cell-Penetrating Peptide (R/W)9.

Céline Cordier1,2,3, Fatima Boutimah1,2,3, Mathilde Bourdeloux1,2,3, Florian Dupuy1,2,3, Elisabeth Met1,2,3, Stéphanie Bonneau4,5, Christine Vever-Bizet4,5, Carine Giovannangeli1,2,3 Gérard Chassaing6,7,8, Fabienne Burlina6,7,8, and Tula Ester Saison- Behmoaras1,2,3,*

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Muséum National d’Histoire Naturelle, Laboratoire des Régulations et Dynamique des

Génomes, 43 rue Cuvier, 75005, Paris, France, 2INSERM, U565, France, 3CNRS, UMR

7196, France, 4UPMC-Univ Paris 06, Laboratoire Jean Perrin, Université P. et M. Curie 4,

Place Jussieu, 75005 Paris, France, 5CNRS, FRE 3231, France, 6UPMC-Univ Paris 06,

Laboratoire des BioMolécules, Université P. et M. Curie 4, Place Jussieu, 75005 Paris,

France, 7CNRS, UMR 7203, France, 8ENS, UMR 7203, Département de Chimie, Ecole

Normale Supérieure, 24, Rue Lhomond 75005 Paris, France *

Corresponding author: Tula Saison-Behmoaras, Laboratoire des Régulations et Dynamique des Génomes, 43 rue Cuvier, 75005 Paris. Tel: 003140793686; Fax: 003140793705; E-mail: tula@mnhn.fr

2

Abstract

Peptide nucleic acids (PNAs) are very attractive antisense and anti-gene agents, but these molecules are not passively taken into cells. Arginine-rich cell-penetrating peptides have been used to enhance delivery of charge-neutral PNAs. Here, using a functional cell assay and fluorescent-based methods, we investigated cell uptake and antisense activity of a PNA that targets the HIV-1 poly-purine tract sequence delivered using the arginine-rich (R/W)9 peptide (RRWWRRWRR). PNA conjugated to the peptide through disulfide and maleimide linkers showed similar cell uptake characteristics and biological activities in permeabilized HeLa cells engineered to express a luciferase gene with the PPT sequence upstream of the start site. At micromolar concentrations, almost 80% inhibition of the target gene was also obtained in the presence of the endosomolytic agent chloroquine (CQ). Therefore, the nonapeptide efficiently facilitated entry of the steric blocker PNAs into eukaryotic cells. Replacement of the arginines in (R/W)9 with lysines inhibited cell penetration. The conjugates were efficiently released from endosomes as demonstrated based on photochemical internalization (PCI) of the fluorescent conjugate (R/W)9-PNA-TAMRA. In contrast to our observation in cells treated with CQ, no antisense effect was detected after PCI, highlighting the importance of performing both functional and localization analyses to validate the efficacy of a conjugate.

Key words: steric blocker, antisense, peptide nucleic acids, cell penetrating peptides,

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INTRODUCTION

Peptide nucleic acids (PNAs) show high sequence specificity in binding to the complementary single-stranded RNA and to single- or double-stranded DNA targets. In addition, PNAs have increased chemical stability relative to natural nucleic acids. Due to these features PNAs have exceptional potential for therapeutic applications and diagnostic use (1, 2). Despite their neutral charge, PNAs do not enter cells more readily than negatively charged oligonucleotides (3). A variety of methods have been developed to improve PNA uptake into cells, and the currently favored approach involves conjugation to cell-penetrating peptides (CPPs) (4–6). Many groups have attempted to understand what makes a CPP a good PNA carrier, but there are discrepancies in the results reported most likely resulting from the diversity of the used cell systems, targets (nuclear or not), types of conjugates (linkers, linker localization, peptides, PNA length), and the methods for evaluating CPP efficacy (assays for biological function (7–12) versus fluorescent labels that indicate localization). The detailed mechanism of how the CPP-cargo conjugates enter the cell remains unclear and recent data suggest an energy-dependent endocytic pathway (13). Cationic CPPs interact with cell glycosaminoglycans, but the mechanisms of cell uptake after cell surface binding are diverse and in some cases controversial. It is clear that the cell entry mechanism strongly depends on the nature and size of the CPP and also on the type of cargo. Recently, we demonstrated that two steric-blocker tridecamer PNAs that target the HIV-1 poly-purine tract (PPT) sequence induce a sequence-specific and dose-dependent antisense inhibition of luciferase activity in streptolysin-O (SLO)-permeabilized HeLa cells engineered to express the luciferase gene with the PPT sequence upstream of the luciferase gene start site (14).

Here, we used the same cell system and fluorescence-based methods to determine the factors involved in the cell uptake efficiency and antisense activity of the anti-PPT PNA H- CCCCCCTTTTCT-Lys (14) conjugated to the (R/W)9 nonapeptide (H-RRWWRRWRR-

NH2), which is one of the most efficient among the CPPs tested previously (15, 16). The

(R/W)9-PNA cell uptake and antisense activities were not strongly affected by whether a disulfide or a maleimide linker was used to conjugate (R/W)9 to the PNA, whereas substitution of the arginine residues in (R/W)9 by lysines led to a six-fold decrease in cell uptake of the (K/W)9-PNA conjugate compared to (R/W)9-PNA. Cell uptake in the presence

4 of heparin confirmed that the arginine residues confer an advantage to the conjugate. Moreover, use of mutant CHO cells in which proteoglycan synthesis is deficient showed that glycosaminoglycans are implicated in cell surface binding and internalization of (R/W)9-PNA and (K/W)9-PNA conjugates. We then demonstrated that several pinocytic pathways are involved in (R/W)9-PNA internalization in endosomal/lysosomal vesicles. Quantification of luciferase activity in the presence of the lysosomotropic agent chloroquine (CQ) (17) indicated that the PNA antisense effect in CQ-treated cells was comparable to what observed in SLO-permeabilized cells. After photochemical internalization (PCI) (18, 19) of (R/W)9- PNA labeled with the TAMRA photosensitizer (20, 21), TAMRA fluorescence was observed in the cytosol and nucleus, but no luciferase inhibition was observed. These experiments showed that endosomal escape and efficient cytosolic and nuclear delivery of conjugates are not the only prerequisite for intracellular antisense activity.

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MATERIALS AND METHODS

PNA oligomers and PNA-CPP conjugates

The H-CCCCCCTTTTCT-Lys anti-PPT PNA (ASPNA), the H-TTTTCCTCTCCCT-Lys scrambled PNA (SCRPNA), and the PNA-CPP conjugates, with or without Texas red (TR) or 5-carboxytetramethylrhodamine (TAMRA), were from Panagene (Korea).

Cell culture

HeLa cells were previously engineered to stably express the firefly luciferase (Photinus

pyralis) and the gfp reporter genes under the control of a bidirectional doxycycline-inducible

CMV promoter (14). The PPT sequence (5’-AAAAGAAAAGGGGGGA-3’) is present upstream of the AUG translation start site of the luc gene and the mutated sequence 5’- AAAAGAAGGGGAGGAA-3’ is present upstream of start site of the gfp gene, allowing us to test the sequence-specificity of anti-PPT molecules (14). These PPT/HeLa cells and the breast adenocarcinoma cell line MCF-7 (American Type Culture Collection, Manassas, VA, USA) were grown in DMEM medium (Gibco, Life Technologies) supplemented with 7% fetal calf serum (FCS). The Jurkat (human T lymphocytes) and the DU145 (human prostate cancer cells) cell lines (American Type Culture Collection) were grown in RPMI medium (Gibco, Life Technologies) supplemented with 10% FCS. The human bone osteosarcoma U- 2OS cell line was cultured in McCoy’s 5A medium and the Chinese hamster ovary (CHO) cell lines (CHO-K1 and CHO-745) in DMEM F12 medium (Gibco, Life Technologies) with

10% FCS. All cell lines were grown at 37 °C in a 5% CO2 atmosphere.

Reversible permeabilization and luciferase assay

SLO (Institute of Medical Microbiology and Hygiene, Mainz, Germany) was used to

reversibly permeabilize PPT/HeLa cells as previously described (14). Cells (2.6x105

cells/well in 96-well plates) were washed twice and resuspended in Hank’s Balanced Salt Solution (HBSS) with calcium and magnesium (Gibco, Life Technologies). Cells were permeabilized at 37 °C for 15 min by addition of an optimized amount of SLO (30-60 ng/well) to reach 80-95% permeabilization in the presence of the indicated concentrations of naked or conjugated PNAs. Resealing was achieved by addition of 225 µl DMEM

6 supplemented with 10% FCS, and cells were further incubated at 37 °C for 20 min. Cells

were then transferred to another 96-well plate (3x104 cells/well) and incubated at 37°C for 1

h. Finally, expression from the luc and gfp genes was were induced by addition of 1 µg/mL doxycycline (Sigma, France) and cultured for 24 h. Cells were then lysed in Passive Lysis Buffer (Promega, France) and luciferase activity was quantified with a spectrofluorimeter (Wallac Victor 2 Multi-label Counter, Perkin Elmer, USA) using the Luciferase Assay System (Promega). Background was subtracted from the luminescence readings. Results were normalized to the lysate protein concentration (determined with the Bradford protein assay, Bio-Rad, France); results are presented as relative light units (RLU/µg protein) and are expressed as the percentage relative to the luminescence obtained in untreated cells. Each data point is the mean of three replicates in at least four separate experiments.

Free uptake of conjugated PNAs

PPT/HeLa cells were seeded (9.5x103cells/well) in 96-well plates and grown overnight. Cells

were washed with PBS (Gibco, Life Technologies) and then incubated with PNAs or peptide- PNA conjugates in the presence or absence of 150 µM chloroquine (Sigma) in 50 µL of serum-free Opti-MEM medium or in Opti-MEM with 7% FCS (Gibco, Life Technologies) for 4 h. Luciferase expression was induced by addition of 150 µL doxycycline (1 µg/mL) in DMEM medium, and then cells were cultured for another 24 h. For cell viability assays, cells

were treated in the same way, and viability was evaluated with the CellTiter 96 Aqueous

Non-Radioactive Cell Proliferation Assay (Promega) according to the manufacturer’s instructions.

Fluorescence microscopy of live cells

In all experiments, 8-well chambered cover glass microslides (IBIDI, Biovalley, France) were

used. Cells (4 x 104 cells/well) were seeded in the chambers and cultured overnight at 37 °C.

Cells were washed with HBSS (Gibco) and incubated with the indicated concentrations of fluorescent conjugate or PNA in 150 µL Opti-MEM at 37 °C for indicated times. Culture medium was replaced with DMEM without phenol red (Gibco) for microscopic observation of live cells using two inverted microscopes: The first was a Leica microscope DMIRE2 (Leica Microsystems, Mannheim, Germany) equipped for epi-illumination with an Osram HXP R 120W 45C lamp and Rooper Coolsnap CCD camera. Acquisitions were made with

7 the Metamorph software, using a 100x oil immersion objective (numerical aperture of 1.4) and a CY3 filter (EX BP 545/30, EM BP 610/75). The second was a Zeiss Axio Observer.Z1 microscope with a structured illumination system (ApoTome) maintained in a 37 °C incubation room. Images were taken with an OrcaR2 (Hamamatsu) camera using a 63x oil immersion objective (numerical aperture of 1.4) and a 43 DsRed shift free filter (EX BP 550/25, EM BP 605/70). Acquisitions were made with the AxioVision4.8 software. Images were analyzed using the Image J software.

Fluorescence assisted cell sorting (FACS) analysis

For uptake kinetics, exponentially growing PPT/HeLa cells were plated in 48-well plates (4.0

x104 cells/well). The next day, cells were washed with PBS and incubated with TR-labeled

conjugates or naked PNAs, as described above. After incubation, cells were trypsinized (Gibco) and washed twice with PBS. Fluorescence analysis was performed with a C6 flow cytometer (Accuri) using the Cy5 channel (FL3). The background-free mean fluorescence values were calculated by subtracting the mean fluorescence of untreated cells from the obtained mean fluorescence. The error bars shown represent thestandart square deviation of at least three independent experiments. Based on cell size (FSC) and granularity (SSC), only the