Discussion des différentes méthodes utilisées 44

Le suivi des larves a été réalisé trois années de suite (2004, 2005 et 2006). Cette année la méthode de capture a subi des modifications. Deux filets tractés sur les côtés ont remplacé l’unique filet tracté à l’arrière du bateau (méthode de 2004) et les réceptacles en inox utilisés en 2005 on été remplacés par des bouteilles en PVC. Comme en témoigne les CPUE (Captures Par Unité d’Effort de Pêche) présentées en figure 36, ces modifications semblent favorables.

Les CPUE sont relativement différentes d’une année sur l’autre. Les valeurs de cette année dépassent largement celles des années précédentes. La méthode de traction des filets sur les côtés semble être relativement meilleure que lorsque le filet est tiré à l’arrière du bateau pour capturer les larves. En effet, à l’arrière du bateau les larves ont tendance à être entraînées dans le sillon du bateau et non pas à être poussées au fond des filets. Les plus grandes larves s’échappaient alors dans le sillon et évitaient les filets. La disposition des filets sur le côté du bateau a permis de pallier cet inconvénient. Les larves ne sont plus emportées par le sillon du bateau et peuvent être plus facilement capturées par les filets. L’utilisation de bouteille en PVC, moins lourdes que l’inox, a permis un meilleur maintien des filets dans l’eau. Ces derniers étaient de ce fait beaucoup plus capturant.

Toutefois, comme les années précédentes, les larves de grandes tailles n’ont presque jamais été capturées. Qu’il soit tracté ou tiré sur les cotés, le filet à ichtyoplancton ne semblent donc convenir à la pêche des grands stades larvaires (stades 5 et plus, mesurant plus de 20 mm).

Figure 36 : Comparaison des CPUE obtenues pour chaque campagne de prélèvement en 2004, 2005 et 2006 Autres méthodes d’échantillonnage

Le fait que la méthode d’échantillonnage ne soit plus adaptée à la capture des grands stades larvaires vient principalement du fait d’une modification morphologique des larves. En effet, à mesure que les larves grandissent, leur capacité de nage leur permet d’éviter le filet. De plus, elles auront tendance à s’éloigner de la surface de l’eau, en relation avec la migration

verticale du zooplancton. Il semblerait aussi qu’elles ont tendance à rester en groupe et non plus réparties de façon homogène dans le milieu.

Connaissant l’écologie des différents stades larvaires de corégone ainsi que des juvéniles (vitesse de nage, habitat), il est possible de déterminer une méthode de capture adaptée à chacune de ces phases de vie. Par exemple, une vitesse de nage plus importante des larves doit être compensée par une vitesse de tractation des filets plus importante. Ceci n’étant pas réalisable avec nos filets car le dispositif les soutenant ne supporterait pas une force d’eau plus importante.

Il existe une méthode d’échantillonnage utilisant un filet poussé à l’avant du bateau. Comme notre filet, il présente l’avantage de ne pas entraîner les larves dans le sillon du bateau. Cependant, cette méthode est également inefficace pour la capture des grands stades de

développement larvaires. Dans le cas des perches, Wanzenböck et al. (2000) ont montré que le

filet poussé à l’avant n’est plus efficace pour des poissons supérieurs à 30 mm.

Pour les juvéniles pélagiques, Wanzenböck et al. (2000) préconise la senne tournante.

Dans notre cas, les juvéniles ou les stades larvaires avancés (supérieurs à 20 mm) de corégone sont encore dans la zone littorale, la senne de plage semble donc plus appropriée. En effet, la pêche à la senne (filet rectangulaire dont la bordure supérieure est munie de flotteurs et la partie inférieure est lestée et possède des anneaux dans lesquels passe un filin) s’est déjà révélée adaptée à la capture des juvéniles de corégone. Cette méthode est, quant à elle, inadaptée pour la pêche des petites larves (inférieures 15 mm), puisqu’elles sont petites et transparentes et peuvent être négligées facilement au moment du nettoyage du filet.

Il existe donc des méthodes adaptées aux différents types de poissons que l’on souhaite capturer. Il est judicieux de connaître celle qui est la plus efficace pour que l’échantillonnage que l’on souhaite poursuivre soit le meilleur possible. Pour les corégones, il est recommandé d’utiliser des filets poussés à l’avant du bateau ou tractés sur les côtés pour la capture de larves dont la taille est inférieure à 20 mm et la senne de plage pour des larves ou des juvéniles supérieurs à 20 mm.

IV.1.2. Utilisation d’isotopes stables

Avantages

L’étude du régime alimentaire et de la place trophique des poissons par l’approche classique qu’est l’analyse des contenus stomacaux, peut se heurter à certaines limites. C’est le cas chez les jeunes larves pour lesquelles l’analyse des contenus stomacaux est longue et difficile. De plus, comme nous l’avons dit précédemment, l’étude des contenus stomacaux n’offre qu’une vue ponctuelle du régime alimentaire des individus observés. Il faut également analyser beaucoup d’estomacs pour avoir une image représentative du régime alimentaire, qui ne soit pas biaisée par des prises accidentelles ou anecdotiques, comme ce fut le cas avec les larves ayant consommé des larves de chironomes. L’approche par les isotopes stables permet donc de pallier ces difficultés et nous propose des résultats rapides et intégratifs sur le régime des poissons (Dufour & Gerdeaux, 2001).

Limites

L’approche isotopique est efficace pour suivre l’évolution de la position trophique et des sources de nourriture au cours du développement des jeunes poissons (Post, 2003 ; Vander

isotopes stables doit être couplé à l’analyse des contenus stomacaux afin que les résultats obtenus soient validés. En effet, les changements saisonniers et interannuels des signatures isotopiques du zooplancton (Perga & Gerdeaux, 2006), le manque de connaissance sur le taux de fractionnement par les larves et de son évolution au cours de la croissance fait de l’isotope une approche encore difficile à interpréter. L’approche est, de plus, très onéreuse (6 euros par microcapsules analysés).

IV.1.3. L’otolithométrie

Avantages

La découverte des marques de croissance journalières a ouvert de nouvelles possibilités d’étude de la dynamique de la croissance et de la survie pendant la première année de vie des poissons. En effet, cette méthode permet de connaître l’histoire de vie du jeune poisson (arrêt de croissance lié à un stress, augmentation du taux de croissance…).

Limites

La préparation des otolithes est longue et fastidieuse. De plus, certaines étapes sont extrêmement délicates.

Des comparaisons entre différents observateurs ont montré que les structures des otolithes sont souvent interprétées différemment par chaque lecteur (variabilité entre les interprétations répétées, intra- ou inter-lecteurs). Dans un article, Fablet et Le Josse (2005) notaient que lors d’un workshop européen sur la lecture des otolithes de plaie (2003), il s’est avéré que le taux d’accord entre les différents lecteurs variait de 40% à 95% selon l’expérience du lecteur et ce taux variait de 85% à 95% pour les lecteurs experts. Il est donc avantageux d’avoir une personne expérimentée qui peut valider les lectures. Il est aussi essentiel d’évaluer la précision des données pour dégager les schémas les plus appropriés en terme de lecture et d’interprétation. Il existe également diverses techniques d’imagerie numérique permettant d’aider le lecteur au traitement des otolithes et ainsi d’augmenter la précision de lecture et donc d’interprétation des données.

Par ailleurs, de nombreuses études ont permis d’affirmer que, dans le cas de C. lavaretus,

les accroissements primaires sont bien des structures journalières (Eckmann & Rey, 1987). Cependant, une telle affirmation ne se vérifie pas dans tous les cas. En effet, le dépôt des accroissements des otolithes n’est pas toujours journalier ou n’est pas toujours discernable

(Eckmann, 1999 ; Panfili et al., 2002). De plus, les accroissements primaires peuvent ne pas être

quotidiens jusqu’à un certain temps après l’éclosion, dû à des températures de l’eau trop basses, généralement inférieures à 6°C (Eckmann & Rey, 1989).

IV.2. Ecologie des larves de C. lavaretus