Définition et différents types des bactéries biosesnseurs

Un biosenseur QS est une souche qui permet une détection quantitative et/ou qualitative d’un signal QS grâce à l’émission d’un signal visible, mesurable et/ou quantifiable tel que la bioluminescence ou la production de la violacéine (Kalia, 2013). Au cours de la dernière décennie, plusieurs biosenseurs ont été développés pour détecter les différents auto-inducteurs et en particulier ceux de type 1 (AHL) et de type 2 (AI2) (Tableau 4).

En général, les bactéries biosenseurs sont des souches contenant un système rapporteur (operon vio, luxCDABEG, lacZ…) et dépourvues d’un gène codant pour une synthase QS (luxI, luxS ou autre selon le cas). Elles peuvent être classées en trois catégories :

- La première catégorie regroupe les souches portant une mutation au niveau de la synthase QS à partir de bactéries qui ont naturellement un gène rapporteur (phénotype détectable) connu pour être sous la dépendance du QS. C’est le cas par exemple de Chromobacterium

violaceum CV026 (McClean et al., 1997). CV026 porte une mutation du gène cviI (homologue luxI) de la souche sauvage C. violaceum ATCC 12472, produisant normalement la C6-HSL qui régule l’expression de l’operon vio responsable de la sécrétion de la violacéine (coloration pourpre). Par conséquent, la souche biosenseur CV026 n’est capable de synthétiser la violacéine qu’en réponse à une C6-HSL exogène. - La deuxième catégorie regroupe les bactéries mutées par inactivation de la synthase QS et

par l’introduction d’un gène rapporteur exogène tel que lacZ (gène codant pour la β-galactosidase) dont l’expression est contrôlée par l’activation du récepteur QS suite à la détection d’un auto-inducteur exogène. C’est le cas de la bactérie biosenseur

Agrobacterium tumefaciens A136 (pCF218) (pCF372) (Fuqua and Winans, 1994). Cette bactérie biosenseur est construite à partir de la souche sauvage A. tumefaciens R10 possédant un système AHL actif (TraI/3-oxo-C8-HSL/TraR). C’est une bactérie pathogène des plantes chez lesquelles elle cause la tumeur de la galle du collet. Cette pathogénicité

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est contrôlée par le QS, notamment les gènes traI/traR situés sur un plasmide nommé Ti (tumor-inducing) (Krenek et al., 2015). A136 (pCF218) (pCF372) est donc mutée au niveau du gène traI et ne peut pas produire donc d’AHL. Le plasmide pCF218 contient le gène traR associé au promoteur tetR inductible à la tétracycline. Le plasmide pCF372 contient le promoteur transcriptionnel de traI fusionné à lacZ. Le récepteur TraR se lie à l’AHL exogène et active l’expression de traI-lacZ. A136 (pCF218) (pCF372) devient bleue lors de la détection d’AHLs exogènes sur un milieu contenant le substrat chromogène de la β-galactosidase, le 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-galactopyranoside (X-Gal). La β-galactosidase est produite lors de l’activation de l’expression du gène lacZ par le complexe AHL-TraR (Stickler et al., 1998).

- La troisième catégorie de biosenseurs implique la construction d’une souche recombinante initialement dépourvue d’un système QS actif, par l’introduction d’un plasmide recombinant portant les gènes nécessaires à la détection qualificative et/ou quantificative d’un auto-inducteur exogène. Par exemple, Escherichia coli JM109 (Winson et al., 1998) transformée par le plasmide pSB1075 (lasR-PlasI-luxCDABE) qui porte le gène lasR de P.

aeruginosa et le promoteur de lasI ainsi qu’une cassette luxCDABE, permet donc la

détection phénotypique de la 3-oxo-C12-HSL. LasR lie le 3-oxo-C12-HSL exogène et active l’expression de l’opéron luxCDABE par sa liaison au promoteur PlasI, ce qui se matérialise par l’émission de la bioluminescence.

Du fait du caractère universel d’AI2 chez toutes les bactéries qui le synthétisent, seuls deux biosenseurs AI2 développés à partir de la souche sauvage V. harveyi BB120 sont utilisés principalement dans la détection de cette molécule signal. Il s’agit de V. harveyi BB170 (luxN::Tn5 Kan) et V. harveyi MM32 (luxN::Cm, luxS::Tn5 Kan). La différence entre ces deux souches est la présence ou l’absence respectivement du gène codant pour la synthase d’AI2 (LuxS). L’addition d’AI2 exogène stimule donc la bioluminescence de la souche BB170 déjà luminescente par l’expression de son système AI2, et induit celle de MM32 qui n’est pas bioluminescente (Miller et al., 2004). Cependant, la découverte et le développement des biosenseurs AHL ne cessent d’évoluer tout d’abord du fait de la diversité des molécules d’AHLs dans l’environnement (notamment en milieu marin), mais aussi à cause de la spécificité relative du récepteur LuxR pour une molécule ou pour un ensemble des molécules d’AHLs (Tableau4).

Tableau 4. Caractéristiques de quelques biosenseurs utilisés pour l’induction du QS.

Souche Modification génétique ^Système

rapporteur ^phénotype

AHLs reconnues

Récep

-teur ^Références

Courtes chaînes d’AHLs

C. violaceum CV026 cviI::Tn5 Opéron vio Violacéine C4 à C6-HSLs CviR ^{(McClean et al.,}

1997)

E. coli JM109 pSB401 (luxR-PluxI-luxCDABE) luxCDABE Bioluminescence ^{3-oxo-C4 à}

C6-HSL ^LuxR

(Winson et al., 1998)

E. coli JM109 pSB406 (rhlR-PrhlI-luxCDABE) luxCDABE Bioluminescence C4-HSL RhlR ^{(Winson et al.,}

1995)

E. coli JM109 ^{pSB536 (ahyR-PahyI}

luxCDABE)- ^{luxCDABE Bioluminescence C4-HSL AhyR (Swift et al., 1997)}

E. coli JLD271 pAL101 (rhlR-PrhlI-luxCDABE) luxCDABE Bioluminescence C4-HSL RhlR ^{(Lindsay and}

Ahmer, 2005)

E. coli MT102 pJBA130 (luxR-PluxI-gfpmut3 gfp Fluorescence ^3-oxo-C6

C6, C8-HSLs ^LuxR

(Andersen et al., 2001)

E. coli VJS533 ^{pHV200I (luxR-PluxI}

-luxCDABE) ^{luxCDABE Bioluminescence 3-oxo-C6-HSL LuxR}

(Pearson et al., 1994)

V. harveyi BB886 luxPQ::Tn5 luxCDABE Bioluminescence 3-OH-C4-HSL LuxN ^{(Bassler et al.,}

1997)

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E. coli MG4 pKDT17 (lasR-PlasI-lacZ) lacZ ^Activité

β-galactosidase

C10, C12-HSLs ;

3-oxo-C10-HSL

LasR (Cha et al., 1998)

E. coli JLD271 pAL105 (lasR-PlasI-luxCDABE) luxCDABE Bioluminescence

3-oxo-C12-HSL ^LasR

(Lindsay and Ahmer, 2005)

P. aeruginosa PA14 lasI

pUCP18 (PrsaL-luxCDABE) luxCDABE Bioluminescence

3-oxo-C12-HSL ^LasR

(Massai et al., 2011)

P. aeruginosa PA14

lasI ^{pMS402 (PrsaL-luxCDABE) luxCDABE Bioluminescence}

3-oxo-C12-HSL ^LasR

(Massai et al., 2011)

Très Longues chaînes d’AHLs

S. meliloti sinI::lacZ lacZ ^Activité

β-galactosidase

3-oxo-(C14, C16)-HSLs ; C16-HSL

SniR ^{(Llamas et al.,} 2004)

E. coli JM109 pSB1075 (lasR-PlasI-luxCDABE) luxCDABE Bioluminescence

3-Oxo-C14, C16-HSLs, C12 à C16-HSLs C14:1 à C18:1-HSLs 3-oxo-C16:1 à LasR (Winson et al., 1998; Savka et al., 2010)

3-oxo-C18:1-HSLs

Large gamme d’AHLs

A. tumefaciens NT1 pZLR4 (traR-PtraCDG -traCDG::lacZ- ) ^lacZ Activité β-galactosidase C6 à C12-HSLs 3-OH (C6, C8, C10)-HSLs 3-oxo-(C12, C14)-HSLs

TraR (Cha et al., 1998)

A. tumefaciens WCF47 ou A136

pCF218 (PtetR-traR)

pCF372 (PtraI-lacZ) ^lacZ

Activité β-galactosidase C6 à C14-HSLs 3-OH-(C8-C10)-HSLs 3-oxo-(C6,C8)-HSLs;

TraR ^{(Zhu et al., 1998} (Dickschat, 2010) 3-hyhdroxy-AHLs P. fluorescens 1855 pSF105 (phzR) pSF107 (phzR-phzA-uidA::lacZ) phzA-lacZ Activités β-galactosidase 3-OH (C6, C8, C10)-HSLs ^{PhzR (Khan et al., 2005)} AI2

V. harveyi BB170 luxN::Tn5 luxCDABE Bioluminescence AI2 ^LuxP/

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V. harveyi MM32 luxN::Cm luxS::Tn5 luxCDABE Bioluminescence AI2 ^LuxP/

Q ^{(Miller et al., 2004)}

Autres signaux

V. harveyi BB475 ^luxM::Tn5

luxP::Tn5 ^{luxCDABE Bioluminescence CAI-1 CqsS}

(Defoirdt et al., 2005)

P. aeruginosa PAO1 pqsA::luxCDABE luxCDABE Bioluminescence PQS PqsR ^{(Fletcher et al.,}

3.2. Moyens d’utilisation des bactéries biosenseurs dans la détection