Le cycle viral de SBV suit les étapes du cycle classique des Orthobunyavirus. Les étapes de ce cycle sont donc décrites ci-dessous (Fig. 8).
Figure 8: Etapes classiques du cycle des Orthobunyavirus(Cifuentes-Muñoz et al., 2014). E.E. : early endosome ; L.E. : late endosome.
1-Attachement
La première étape est l’attachement à la membrane de la cellule hôte. Comme précisé ci-dessus, l’attachement est médié par les glycoprotéines et principalement par Gc. Le récepteur cellulaire est inconnu, mais vu l’étendue des populations cellulaires sensibles au virus, le récepteur est probablement une molécule ubiquiste. La présence de Gn semble nécessaire pour que Gc adopte une conformation qui expose les sites d’attachement. Au niveau du cycle chez l’arthropode vecteur, il semble que Gn participe plus directement à l’attachement du virus sur les cellules du tube digestif du vecteur (Knipe et al., 2013).
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2-Endocytose
L’endocytose est basée sur les molécules de clathrine. Elle peut donc être bloquée par le sucrose et la chlorpromazine.
3-Fusion
La fusion est la conséquence de l’acidification de l’endosome. Cette baisse de pH induit un changement de conformation qui expose le domaine de fusion de Gc. La fusion a pour conséquence le largage des molécules de nucléoprotéines dans le cytosol.
4-Transcription et réplication
La synthèse est associée aux membranes périnucléaires. L’ARN qui serait libre ne peut servir de patron à la transcription. Il doit obligatoirement être associé à la protéine N. Les promoteurs de la réplication sont les extrémités 3’ et 5’ des molécules de vARN. Pour cette fonction, leur complémentarité semble aussi importante que leur séquence elle-même.
La transcription primaire est basée sur un système de « vol de coiffe » (cap snatching) qui recycle, dans le cytoplasme, les mARN maturés de la cellule. Ce cap snatching est assuré par la fonction d’endonucléase de la polymérase L. Il a été étudié en détails pour SBV (Coupeau et al., 2013b). Les séquences des coiffes sont variables. Il semble que la longueur de la coiffe induise un comportement différent de la polymérase : pour les coiffes les plus longues, la polymérase transcrit directement le vARN, pour les coiffes plus courtes, la polymérase opte pour une technique « d’amorçage et réalignement » (prime and realign) qui ajoute quelques nucléotides supplémentaires à la séquence.
La terminaison ne s’accompagne pas d’un motif polyA. Coupeau et al. confirment l’absence de queue polyA. Ils proposent, pour le segment S, un motif en « épingle à cheveux » (hairpin), conservé chez de nombreux Orthobunyavirus, qui pourrait avoir un rôle dans la substitution à la queue polyA.
Il semble que les Orthobunyavirus couplent la traduction à la transcription. En l’absence de ribosomes actifs sur le mARN, la polymérase interrompt précocement la transcription.
La réplication vise à produire une molécule d’antigénome, un ARN à polarité positive sans coiffe et complet dont l’extrémité 3’ s’étend jusqu’à l’extrémité 5’ du vARN. Le signal qui induit le passage de la transcription à la réplication n’est pas connu. L’une des hypothèses est que la concentration élevée en protéine N (protéine la plus produite) pourrait être le facteur déclenchant de ce changement d’activité de la polymérase.
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5-Assemblage du virion
L’assemblage du virion se produit au niveau de l’appareil de Golgi. Lorsque la polyprotéine M est processée, c’est Gn qui contient le signal de localisation vers l’appareil de Golgi et qui entraîne l’hétéro-multimère Gn-Gc vers cette organelle (Roman-Sosa et al., 2016). La nucléoprotéine s’accumule dans le cytoplasme avant d’être transportée vers l’appareil de Golgi, probablement le long des filaments d’actine.
L’encapsidation est un point critique pour tout virus dont le génome est segmenté, la difficulté étant d’empaqueter tous les segments d’ARN. Les facteurs d’encapsidation sont contenus dans les extrémités 3’ et 5’. Il semble que les signaux d’encapsidation n’aient pas tous la même efficacité et que, si le taux d’encapsidation n’est pas le même pour tous les segments, un mécanisme de régulation est probablement à l’œuvre qui permet de garantir la présence des trois segments (Knipe et al., 2013).
6-Sortie
Les virions s’accumulent dans l’appareil de Golgi avant d’être transportés dans des vésicules d’exocytose et sont relargués dans le compartiment extracellulaire lors de la fusion de cette vésicule.
Effet de la réplication sur la cellule hôte
La sensibilité des cellules au cycle viral dépend de l’organisme dont elles proviennent. En effet, les Bunyavirales ont, le plus souvent, un cycle lytique en cellules de mammifères et non-lytique en cellules d’arthropodes.
Cette différence de destin cellulaire signe un « choix » tactique du virus qui n’a besoin que d’un passage transitoire chez son hôte mammifère alors que, en revanche, il lui est nécessaire de mener une infection au long cours chez son insecte vecteur. Le cycle non-lytique en cellule d’insectes est donc, pour le virus, la possibilité de persister dans les tissus du vecteur. Il est d’ailleurs intéressant de noter que chez les hantavirus, qui sont les seuls Bunyavirales à persister chez un mammifère, le cycle viral en cellules de mammifères n’est pas lytique (Knipe et al., 2013).
Introduction Vecteur
Vecteur
La découverte, en 2011, d’un virus proche de AKAV et des autres Orthobunyavirus transmis par des insectes vecteurs a d’emblée permis de suspecter une maladie à transmission vectorielle. Le vecteur le plus rapidement suspecté, et confirmé, a été le culicoïde (Diptera : Ceratopogonidae).
Définition
L’OMS décrit, en 1961, les critères de reconnaissance d’une espèce en tant que vecteur :
- isoler le virus en l’absence de tout sang visible dans l’organisme d’insectes sauvages capturés ;
- détecter une virémie chez les membres de l’espèce suspectée suite à un repas sanguin sur un vertébré infecté ou en conditions expérimentales de laboratoire ;
- démontrer la capacité à transmettre le virus après piqûre ;
- accumuler les preuves de terrain confirmant une association significative entre l’arthropode infecté et la population de vertébrés présentant les signes de l’infection. Dans le contexte du SBV, l’élevage en laboratoire avec prise de repas sanguin n’est pas, à l’heure actuelle, maîtrisé pour le principal culicoïde suspecté, C. obsoletus. La preuve de la capacité vectorielle se base donc sur la détection du matériel génétique du virus en quantités suffisantes pour être compatibles avec une transmission.
Plusieurs méthodes sont décrites :
- Rasmussen et al., 2012, testent la présence du virus dans les pools de culicoïdes par qRT-PCR. L’hypothèse que les résultats positifs ne proviennent pas de sang résiduel lié à un repas sanguin est confirmée par le résultat négatif de PCR ciblant les ß-actines des bovins et des ovins.
- Elbers et al., 2013, séparent les têtes des corps. Pour les échantillons positifs, ils comparent les Ct obtenus par qRT-PCR dans les têtes et dans les corps. Les Ct plus bas dans les têtes confirment l’amplification du virus et donc le rôle de vecteur.
- De Regge et al., 2014, testent la présence de SBV dans les têtes des culicoïdes en ne sélectionnant que des femelles non engorgées ayant pondu.
Par ces méthodes, plusieurs espèces ont été détectées comme vecteurs potentiels au premier rang desquels on trouve le complexe Obsoletus (comprenant : C. obsoletus, C. scoticus, C.
chiopterus). D’autres espèces, avec une fréquence de détection moins grande, sont suspectées de
Introduction Vecteur
Comme rappelé dans la partie traitant de l’épidémiologie de SBV, le rôle du vecteur dans la propagation du virus est capital. Son importance mériterait d’y consacrer une large partie, probablement équivalente à ce qui vient d’être développé pour le cycle intrisèque. Cependant, les expériences de cette thèse étant assez éloignées de la problématique des culicoïdes, ne seront rassemblés ici que les éléments essentiels de la biologie du vecteur principal, C. obsoletus.