Aspectos Éticos
O estudo foi aprovado pelo Comitê de Ética no Uso de Animais (CEUA- UEL) da Universidade Estadual de Londrina (UEL), de acordo com protocolo número 12071.2013.21, e validado pelo CEUA- UNICAMP (Anexos). Durante a execução do projeto foram seguidos e respeitados todos os princípios adotados pelo Colégio Brasileiro de Experimentação Animal (COBEA).
Amostra
A amostra consistiu em 30 coelhas fêmeas brancas da raça New Zealand (Oryctolagus cuniculus), com idade entre 3 a 6 meses, e pesos oscilando entre 2,5 a 4 kg (média 3,2 kg). Os animais foram submetidos a avaliação veterinária previamente à seleção, descartando quaisquer anormalidades físicas que pudessem interferir nos resultados.
As coelhas foram mantidas no biotério da UEL, onde foi feita a parte experimental do estudo, em caixas acrílicas individuais, medindo 50 x 30 x 50 cm, com temperatura ambiente estável (~25°C) com ciclos de 12 horas claro/escuro. Receberam água e alimentação específica para a espécie, ad libitum, durante todo o período, exceto no dia do procedimento, quando ficaram em jejum por 2 horas antes da indução anestésica.
Definição dos grupos
No momento da cirurgia, os animais foram aleatoriamente divididos em dois grupos (15 cada): grupo PP (controle) e grupo PPR (teste), submetidos a implante de tela de PP convencional e tela de PP recoberta com gel de PRP, respectivamente. A tela de PP utilizada foi uma tela convencional de polipropileno monofilamentar, medindo 10 x 10 mm, e poros de 1500 µm.
Preparo do Gel de PRP
Para confecção do PRP autólogo na forma de gel foram seguidos os passos do protocolo descrito por Anitua et al (88). Após indução anestésica com quetamina 40 mg/kg e xilazina 3mg/kg, 5 ml de sangue foram colhidos de cada animal através de punção cardíaca. O sangue foi transferido para um tubo de polipropileno estéril com capacidade para 1.8 ml, contendo 0.10 ml de citrato de sódio a 3,2%. Após homogeneização, o tubo foi centrifugado a 1200 rpm durante 10 minutos e, então, 1,5 ml do plasma foi transferido para tubo plástico Eppendorf estéril, o qual foi centrifugado a 1500 rpm por mais 10 minutos. O sobrenadante foi descartado e 0,5 μl de gluconato de cálcio 10% estéril foi adicionado ao material remanescente e homogeneizado por 15 minutos para adquirir a consistência de gel (Figura 1).
Figura 1. Etapas do processo de confecção do PRP autólogo na forma de gel, de acordo com o
protocolo descrito por Anitua et al.
Em seguida, foi realizada contagem plaquetária de 25 % das amostras de gel, selecionadas de forma aleatória, sendo encontrada, em média, uma contagem de plaquetas 4.5x maior que a normalmente presente no sangue periférico (360.000 versus 80.000/μl) (Figura 2). O gel obtido foi então cuidadosamente depositado de
forma homogênea sobre toda a superfície da tela de PP, garantindo-se que toda a extensão da tela e os espaços entre os poros fossem preenchidos.
Figura 2 – Média da concentração plaquetária em plasma centrifugado (coluna negra)
comparado ao plasma rico em plaquetas (PRP – coluna azul). Valores apresentados correspondem ao número de plaquetas por μl.
Técnica Cirúrgica
Após devidamente anestesiados, os animais permaneceram em decúbito dorsal para o procedimento cirúrgico. Na sequência, seguem os passos do ato cirúrgico:
a) Assepsia vaginal com solução alcóolica de iodopovedine 10%;
b) Incisão transversa, com lâmina de bisturi, de 2 cm no introito vaginal, na parede posterior, em virtude da presença do septo retovaginal;
c) Dissecção com tesoura lateral e longitudinalmente, cerca de 2 cm, até exposição da fáscia retovaginal;
d) Implante, de maneira sistematizada, da tela entre as camadas mucosa e muscular da vagina (Figura 3), sem qualquer fixação, para evitar reação tecidual ao fio de sutura;
e) Sutura da mucosa vaginal com pontos simples com fio de nylon 3.0.
Figura 3. A. Fotomicrograma com aumento de 2,5 x ilustrando as camadas da vagina de
coelhas. B. Epitélio (em azul), Subepitélio (em amarelo), Muscular (em verde), Adventícia (em roxo). As áreas circulares vazias marcadas com um sinal (x) são aquelas previamente ocupadas pelos filamentos da tela implantada.
Após recuperação anestésica, os animais retornaram ao biotério, recebendo analgesia por via oral com solução de tramadol 1mg/kg, a cada 6 horas por 48 horas e antibiótico profilaxia com dose única de penicilina benzatina 40.000 UI/kg. Os animais foram monitorizados diariamente, com inspeção da ferida operatória e avaliação de possíveis complicações locais. Procedeu-se retirada dos pontos
cirúrgicos no décimo dia pós-operatório, exceto nos animais eutanasiados no sétimo dia pós-implante.
Aleatoriamente, os animais foram subdivididos em subgrupos (n=5) para eutanásia em: 7, 30 e 90 dias de pós-operatório, quando foram novamente levados à sala cirúrgica e submetidos à excisão vaginal, em bloco, contendo todas as camadas da parede vaginal. As amostras foram então acondicionadas em recipientes contendo solução de formaldeído 10% por 48 horas e depois transferidas para solução alcóolica a 70%. Posteriormente as amostras foram fixadas com formol 10%, embebidas em parafina e, por fim, seccionadas para confecção de lâminas, as quais foram numeradas. Cada lâmina continha 3 cortes do material cirúrgico extraído de cada animal, como forma de otimizar a representatividade da amostragem.
A definição dos três períodos de eutanásia (7, 30 e 90 dias) baseou-se em estudo de cicatrização em vaginas de coelhas, que aponta diferentes picos de atividade das principais etapas envolvidas do processo cicatricial. Se por um lado, o processo inflamatório agudo e a neovascularização são mais intensos em fases mais precoces (7dias), por outro lado a maturação do colágeno e a inflamação crônica ocorrem mais tardiamente, após 30dias do trauma cirúrgico (89).
Técnica de Imunohistoquímica
De acordo com revisão de literatura (90-94) foram selecionados anticorpos com especificidade tecidual para coelhos e funções direcionadas aos objetivos de estudo pré-estabelecidos (Tabela 1). Para avaliação da resposta imuno-inflamatória: a) agente pró-inflamatório: fator de necrose tumoral alpha (TNF-α); b) agentes anti- inflamatórios: fator de crescimento transformador beta (TGF-β) e interleucina-13 (IL- 13). Para avaliação do metabolismo do colágeno: matriz metaloproteinase 2 (MMP- 2). E, por fim, para avaliação da angiogênese: molécula de adesão celular endotelial plaquetária também conhecida como cluster de diferenciação 31 (CD-31).
Tabela 1. Painel de Marcadores Imuno-histoquímicos
Marcador Função
TNF - α Citocina fundamental no processo imunoinflamatório, responsável pela modulação de proteínas de fase aguda e indução de inflamação e apoptose (90).
TGF –β Citocina de ação predominante anti-inflamatória, mediante inibição de linfócitos B e da produção de anticorpos (91).
IL-13 Citocina predominantemente anti-inflamatória, mediante inibição da produção de citocinas inflamatórias oriundas de lipopolissacarídeos de monócitos (92).
MMP-2 Participa na remodelação tecidual, com degradação de colágeno e componentes da matriz extracelular (93).
CD-31 Presente em células endoteliais e componentes do sangue (plaquetas, leucócitos, megacariócitos), sendo utilizado para avaliar o grau de angiogênese (94).
TNF-α: fator de necrose tumoral alfa; TGF-β: fator de crescimento transformador beta; IL-13: interleucina 13, MMP-2: metaloproteinase 2; CD-31: cluster de diferenciação 31
O estudo imunohistoquímico foi realizado no Centro de Investigação em Pediatria (CIPED) da Faculdade de Ciências Médicas da UNICAMP. Foram utilizados blocos de controle específicos para a padronização dos anticorpos, conforme orientações em bula dos reagentes adquiridos, e realizada aplicação teste de controle positivo interno e externo, além de teste para definição da melhor
diluição para cada reagente. As mesmas amostras de tecido usadas para controles positivos foram também utilizadas como controle negativo, mediante a omissão do uso de anticorpos primários.
Foram confeccionadas as lâminas sinalizadas, obtidas a partir de cortes com 5 µm de espessura no micrótomo Hyrax M60 (Zeiss, Munique, Alemanha), as quais foram encubadas, inicialmente em temperatura ambiente por 30 minutos, e depois a 8°C durante a noite.
Seguem os nomes comerciais, em língua inglesa, dos reagentes utilizados com a diluição escolhida: a) TNF-α receptor-1 (policlonal, Abcam 19139, diluído para 1:1000; b) mouse monoclonal antibody to Anti-IL13 receptor alpha 2 (policlonal, Abcam 55275 diluído para 1:1000); c) TGF-β 1 (policlonal, Abcam 9758, diluído para 1:800); d) MMP-2 (clone [4D3], Abcam 2462, diluído para 1:250); e) CD-31 (clone JC 70A, Abcam 9498 diluído para 1:500).
A ligação antígeno-anticorpo foi observada utilizando-se um sistema de detecção avançada (Dako EnVision™) e a imunocoloração foi obtida através do uso da diaminobenzidina (DAB), resultando em marcação de coloração marrom.
Análise Imunohistoquímica
A leitura das lâminas foi realizada no Laboratório de Biomateriais em Urologia da UNICAMP. Para análise histológica das lâminas coradas, utilizou-se um microscópio Zeiss Primo Star™ conectado a uma câmera Zeiss AxioCam ICC 1™ (Carl Zeiss Microscopy, Jena, Alemanha). Todas as lâminas foram avaliadas por um único patologista, respeitando-se o princípio de cegamento, ou seja, no momento da análise, as lâminas continham apenas identificação numérica, sem qualquer identificação quanto ao grupo ou período correspondente.
Cada lâmina apresentava três cortes histológicos. O patologista analisava sistematicamente toda a extensão da lâmina, com magnificação de 20x, selecionando, de forma aleatória, três áreas de interesse, que representassem o tecido circunjacente à área do implante da tela, para registro fotográfico.
Para análise objetiva da expressão imunohistoquímica, utilizou-se um programa analisador de imagens já validado em estudo prévio de nosso grupo (11)
(AxioVision Microscope V 4.8.0.0 Software). O programa permite que o pesquisador defina e selecione, dentro do campo da imagem, qual é o foco de interesse para subsequente cálculo automático de extensão e intensidade de imunoexpressão, ambas expressas em valores numéricos, e representando respectivamente: a área percentual da área total e a densidade média, conforme exemplificado na figura 4. Essas foram as duas variáveis utilizadas para comparação entre os grupos. Para cada variável, o valor final da área e da densidade foi obtido mediante média aritmética dos 3 valores obtidos para cada lâmina.
Figura 4. A, Imunoexpressão do reagente MMP-2 na tonalidade marrom B, Recurso especial do
programa AxioVision Microscope V4.8.0.0 ressaltando a área de interesse, em vermelho, para subsequente cálculo automático de área percentual (45,1%) e densidade média (153,9). Fotomicrogramas com magnificação de 20x. Escala=20µm para A e B. MMP-2: metaloproteinase 2
Análise estatística
Para comparação das medidas entre tratamentos e tempos, considerando a média das 3 áreas de estudo na lâmina de cada animal, foi utilizada a ANOVA 2, fatores com transformação por postos, seguida pelo teste de Tukey post hoc para localização das diferenças, quando necessário. Utilizou-se para os cálculos o programa computacional SAS System for Windows (Statistical Analysis System), versão 9.4. SAS Institute Inc., 2002-2012, Cary, NC, USA. A análise estatística encontra-se de modo mais detalhada nos apêndices desta tese.
RESULTADOS
Todos os animais sobreviveram aos procedimentos. Não se observou presença de seromas, erosões, infecções, deiscências ou quaisquer outras intercorrências ou complicações intra ou pós-operatórias. A Tabela 2 ilustra os registros de área percentual e densidade média para os cinco reagentes para ambos os grupos (PP e PRP) em todos períodos avaliados (7, 30 e 90 dias de pós implante). A Tabela 3 apresenta os resultados estatísticos (p valor) comparando os grupos e períodos.
Tabela 2. Área percentual and densidade média da expressão dos marcadores IL-13, TGF-β,
TFN-α, MMP-2, e CD-31 nos grupos PP (tela de polipropileno) e PRP (tela de polipropileno + plasma rico em plaquetas) nos diferentes períodos pós implante (7, 30 e 90 dias)
Marcadores Grupos 7 dias 30 dias 90 dias
Área (%) Densidade Área (%) Densidade Área (%) Densidade
IL- 13 PP 22.34 87.28 23.13 87.88 19.24 87.54 PRP 21.56 87.48 18.51 86.82 16.53 87.17 TGF-β PP 21.68 107.19 30.60 108.46 26.11 107.26 PRP 23.93 106.64 27.54 107.39 20.42 106.49 TFN-α PP 10.87 60.26 7.66 60.64 8.66 61.24 PRP 6.45 60.19 7.34 60.51 8.76 60.43 MMP-2 PP 39.76 55.93 40.67 61.82 36.52 58.52 PRP 44.34 59.82 44.93 57.94 28.27 54.99 CD-31 PP 2.41 108.18 1.11 104.72 1.65 107.28 PRP 6.34 108.70 4.84 104.78 5.83 107.93
Tabela 3. Valores estatísticos (p-valor) comparando os períodos (7, 30 e 90 dias) e os grupos PP
(tela de polipropileno) e PRP (tela de polipropileno + plasma rico em plaquetas)
Marcadores Imunoexpressã o
Comparação entre Comparação entre
Períodos (p) Grupos (p) IL-13 Área 0.0051ᵃ 0.0672 Densidade 0.9888 0.0956 TGF-β Área 0.0778 0.5656 Densidade 0.2951 0.0945 TFN-α Área 0.5839 0.1160 Densidade 0.0967 0.1930 MMP-2 Área 0.0223ᵇ 0.9462 Densidade 0.3912 0.4527 CD-31 Área 0.0420ᶜ <0.0001ᵈ Densidade 0.0006ᵉ 0.3102 ᵃ 7≠90 dias, 30≠90 dias (PP=PRP) ᵇ 7≠90 dias , 30≠90 dias (PP=PRP) ᶜ 7≠30 dias (PP=PRP) ᵈ PP<PRP (para os 3 períodos) ᵉ 7≠30 dias, 90≠30 dias (PP=PRP)
Não houve diferença entre os grupos em relação à resposta anti-inflamatória (IL-13 e TGF -β), tanto para área percentual, quanto para densidade (Figuras 5 e 6). Entretanto, na comparação dos diferentes períodos, notou-se uma diminuição da área percentual na análise da IL-13 para ambos os grupos (PP e PRP) aos 90 dias de eutanásia, em comparação com outros períodos (p=0.0051) (Figura 7).
Figura 5. As áreas circulares vazias marcadas com um sinal (x) são aquelas previamente
ocupadas pelos filamentos da tela implantada, enquanto as áreas coradas em marrom correspondem a imunoexpressão do IL-13 no tecido circunjacente ao implante. A, B e C – grupo PP aos 7, 30 e 90 dias, respectivamente; D, E e F – grupo PRP aos 7, 30 e 90 dias, respectivamente. Áreas percentuais de expressão do IL-13: A = 22,3 B = 23,1%; C = 19,2%; D = 21,5; E = 18,5%; F = 16,5%. Fotomicrogramas com aumento de 20x. Escala =50µm para A-F. IL-13= interleucina-13; PP: tela de polipropileno; PRP: tela de polipropileno + plasma rico em plaquetas
Figura 6. As áreas circulares vazias marcadas com um sinal (x) são aquelas previamente
ocupadas pelos filamentos da tela implantada, enquanto as áreas coradas em marrom correspondem a imunoexpressão do TGF- β no tecido circunjacente ao implante. A, B e C – grupo PP aos 7, 30 e 90 dias, respectivamente; D, E e F – grupo PRP aos 7, 30 e 90 dias, respectivamente. Áreas percentuais de expressão do TGF-beta: A = 21,6% B = 30,6%; C = 26,1%; D = 23,9; E = 27,5%; F = 20,4%. Fotomicrogramas com aumento de 20x. Escala =50µm para A-F. TGF-beta= fator de crescimento transformador beta; PP: tela de polipropileno; PRP: tela de polipropileno + plasma rico em
Figura 7. Gráfico ilustrando as áreas percentuais de imunoexpressão do IL-13 nos três períodos de avaliação para ambos os grupos (PP e PRP). Eixo vertical corresponde aos valores percentuais (%) da expressão do IL-13; Eixo horizontal apresenta os períodos de avaliação pós implante (7, 30 e 90 dias). Linha negra= grupo PP; Linha azul= grupo PRP. IL-13= Interleucina 13; PP: tela de polipropileno; PRP: tela de polipropileno + plasma rico em plaquetas
Quanto à reposta pró-inflamatória (TNF-α), não houve diferença significativa na densidade média entre os períodos (p=0.0967) ou entre os grupos (p=0.1930). Da mesma forma, para área percentual, também não houve diferença entre os períodos (p=0.5839) ou entre os grupos (p=0.1160) (Figura 8).
Figura 8. As áreas circulares vazias marcadas com um sinal (x) são aquelas previamente
ocupadas pelos filamentos da tela implantada, enquanto as áreas coradas em marrom correspondem a imunoexpressão do TNF- α no tecido circunjacente ao implante. A, B e C – grupo PP aos 7, 30 e 90 dias, respectivamente; D, E e F – grupo PRP aos 7, 30 e 90 dias, respectivamente. Áreas percentuais de expressão do TNF-alfa: A = 10,8% B = 7,6%; C = 8,6%;
D = 6,4; E = 7,3%; F = 8,7%. Fotomicrogramas com aumento de 20x. Escala =50µm para A-F. TNF-alfa=
fator de necrose tumoral alfa; PP: tela de polipropileno; PRP: tela de polipropileno + plasma rico em plaquetas
O metabolismo do colágeno, avaliado pela atividade da MMP-2, não apresentou diferença significativa entre os grupos, tanto para densidade média (p=0.4527), quanto para área percentual (p=0.9462) (Figura 9). Todavia, similarmente ao IL-13, notou-se decréscimo da área percentual para ambos os grupos aos 90 dias de pós operatório em comparação com os outros períodos (p=0.0223) (Figura 10).
Figura 9. As áreas circulares vazias marcadas com um sinal (x) são aquelas previamente
ocupadas pelos filamentos da tela implantada, enquanto as áreas coradas em marrom correspondem a imunoexpressão do MMP-2 no tecido circunjacente ao implante. A, B e C – grupo PP aos 7, 30 e 90 dias, respectivamente; D, E e F – grupo PRP aos 7, 30 e 90 dias, respectivamente. Áreas percentuais de expressão do MMP-2: A = 39,7 B = 40,6% C = 36,5%; D = 44,3%; E = 44,9%%; F = 28,2%. Fotomicrogramas com aumento de 20x. Escala =50µm para A- F.MMP-2= metaloproteinase-2; PP: tela de polipropileno; PRP: tela de polipropileno + plasma rico em plaquetas
Figura 10. Gráfico ilustrando as áreas percentuais de imunoexpressão do MMP-2 nos três
períodos de avaliação para ambos os grupos. Eixo vertical corresponde aos valores percentuais (%) da expressão do MMP-2; Eixo horizontal apresenta os períodos de avaliação pós implante (7, 30 e 90 dias). Linha negra= grupo PP; Linha azul = grupo PRP. MMP-2: metaloproteinase-2; PP: tela de polipropileno; PRP: tela de polipropileno + plasma rico em plaquetas
O único parâmetro avaliado que apresentou diferença significativa entre os grupos foi a angiogênese (CD-31), sendo a área percentual encontrada maior no grupo PRP em todos os períodos de avaliação, em comparação com o grupo PP (p=<0.0001) (Figura 11 e 12). Além disso, notou-se, para ambos os grupos, uma diminuição da área percentual (p=0.0420) e da densidade média (p=0.0006) aos 30 dias do implante, em comparação com os outros períodos (Figura 13).
Figura 11. As áreas circulares vazias marcadas com um sinal (x) são aquelas previamente
ocupadas pelos filamentos da tela implantada, enquanto as áreas coradas em marrom correspondem a imunoexpressão do CD-31 no tecido circunjacente ao implante A, B e C – grupo PP aos 7, 30 e 90 dias, respectivamente; D, E e F – grupo PRP aos 7, 30 e 90 dias, respectivamente. Áreas percentuais de expressão do CD-31: A = 2.4%; B = 1.1%; C = 1.6%; D = 6.3; E = 4.1%; F = 5.8%. Fotomicrogramas com aumento de 20x. Escala =50µm para A-F. CD-31= cluster de diferenciação 31; PP: tela de polipropileno; PRP: tela de polipropileno + plasma rico em plaquetas
Figura 12. Gráfico ilustrando as áreas percentuais de imunoexpressão do CD-31 nos três
períodos de avaliação. Eixo vertical corresponde aos valores percentuais (%) da expressão do CD-31; Eixo horizontal apresenta os períodos de avaliação pós implante (7, 30 e 90 dias). Colunas negras= grupo PP; Colunas azuis = grupo PRP. CD31= cluster de diferenciação 31; PP: tela de polipropileno; PRP: tela de polipropileno + plasma rico em plaquetas
Figura 13. Gráfico ilustrando as densidades médias de imunoexpressão do CD-31 nos três
períodos de avaliação para ambos os grupos. Eixo vertical corresponde aos valores de densidade média da expressão do CD-31; Eixo horizontal apresenta os períodos de avaliação pós implante (7, 30 e 90 dias). Linha negra= grupo PP; Linha azul = grupo PRP. CD31= cluster de diferenciação 31; PP: tela de polipropileno; PRP: tela de polipropileno + plasma rico em plaquetas
DISCUSSÃO
Diante do atual cenário, instalado desde os relatos pelo FDA de numerosas complicações secundárias ao uso de telas, especialmente para tratamento de POP, os urologistas e ginecologistas que se dedicam a esses prevalentes problemas de saúde feminina vivem um dilema. Se por um lado, o uso de telas para tratamento de POP tem sido evitado, as cirurgias sítio-específicas, utilizando-se a simples sutura de tecido nativo da paciente, em muitos casos, tendem a apresentar resultados ineficazes e com altas taxas de recidiva.
Salvo as questões associadas à correta indicação clínica, técnica operatória adequada, experiência do cirurgião, fatores locais e sistêmicos do paciente, não há dúvidas de que as características físico-químicas do material implantado têm direta correlação com a qualidade da integração e com a natureza da reação tecidual local secundária ao implante. Desvios de integração podem explicar, ao menos em parte, muitos casos de exposição de telas para o canal vaginal ou extrusão para trato urinário, bem como outras complicações descritas (8).
Diversas modificações das telas tradicionalmente utilizadas foram propostas em estudos clínicos na última década, abrangendo desde mudanças no peso ou tamanho dos poros, combinação com diferente polímeros, como o Fluoreto de polivinilideno (PVDF), além de recobrimento de telas com diversos materiais, tais como colágeno, titânio, polímeros absorvíveis (10,11,95). Nesse contexto, emergem, como possíveis agentes de recobrimento de telas, os derivados plaquetários. Estudos in vitro sugerem que as telas revestidas por plasma podem otimizar a biocompatibilidade, em comparação a outros tipos de tela (79).
O uso do PRP correlaciona-se à ação dos inúmeros fatores de crescimento plaquetários, muitos dos quais apresentando papel importante nas diferentes etapas da cicatrização de tecidos (hemostasia, proliferativa e remodelação) (96). Muitas lacunas de conhecimento, entretanto, persistem neste campo, envolvendo desde questões relacionadas a quais concentrações de fatores de crescimento seriam necessárias para acelerar o processo cicatricial, bem como o entendimento das ações de determinados fatores de crescimento que apresentam ações celulares muitas vezes inespecíficas.
Além do potencial efeito no processo cicatricial, outros fatores favorecem o uso do PRP na prática clínica. Por ser um material autólogo, preparado a partir do sangue do próprio paciente, elimina-se o risco de transmissão de agentes infecciosos ou resposta imunogênica exacerbada, ao contrário do que ocorre com agentes alogênicos ou xenogênicos. O processo de preparo é relativamente simples e pouco oneroso, e, até o momento, não há descrições de efeitos colaterais sistêmicos ou oncogênicos. As complicações são leves e apenas locais, relacionadas a punção venosa para a coleta do sangue (cicatrizes ou calcificações) (97,98).
Referências bibliográficas acerca do uso do PRP no tratamento de doenças de tecidos moles são relativamente recentes, apresentando resultados ainda controversos. Se por um lado, alguns estudos experimentais demonstraram benefícios reais em termos de aceleração de cicatrização, outros não conseguiram provar qualquer vantagem biomecânica de sua utilização (64). A grande questão é que carecem estudos multicêntricos randomizados, com amostras significativas, que permitam elucidar os reais benefícios clínicos dessa linha de tratamento.
Na Uroginecologia, o uso de PRP é ainda mais incipiente, com notória escassez de estudos publicados. A vagina é, sem dúvida, um sítio de implante com características únicas e peculiares, em virtude de microflora, dinâmica, imunologia e bioquímica específicas. Dessa forma, a extrapolação de dados referentes ao uso de telas implantadas em outras regiões do corpo, tais como as telas abdominais ou inguinais, não pode ser aplicada no caso das cirurgias ginecológicas. Assim, modelos experimentais utilizando a vagina como local de implante são fundamentais para melhor compreensão dos mecanismos de integração e biocompatibilidade aos