2.3.1 Cultures cellulaires et entretien des cellules
Nous avons utilisé une lignée de fibroblastes humains de type HS68.
Milieu utilisé
DMEM (Minimum Eagle Medium de Dulbecco) complété par 10% SVF (sérum de veau fœtal) et 100 UI/mL de Pénicilline / Streptomycine .
Culture
Les cellules sont cultivées dans des flacons de culture de 75 cm2, dans une étuve à 37°C enrichie à 5% de CO2. Les fibroblastes, adhésifs, se multiplient en monocouche jusqu'à ce qu’une inhibition de contact freine la division cellulaire. Il leur faut pour cela environ six jours. A ce stade, on compte environ 1 000 000 cellules par flacon. Elles sont alors rincées et trypsinées (trypsine 0,005% v :v) puis réparties (« passées ») dans deux nouveaux flacons. Elles sont remises en culture dans les mêmes conditions. Afin d’éviter tout effet lié au vieillissement, les fibroblastes sont utilisés entre les 13è et 19è passages.
Pour les expériences de microscopie, les cellules sont ensemencées à 10000 cellules par mL 48h avant l’observation, cultivées et traitées sur une lamelle de verre de 0,17 mm d’épaisseur préalablement déposée au fond de la boite. Juste avant l’observation, les cellules sont rincées trois fois avec du HBBS, puis incubées dans le même tampon avec la deutéroporphyrine ou la phtalocyanine d’aluminium disulfonée, avec ou sans LDL. Le choix de ce tampon a permis d’exclure la possibilité de fixation des produits sur les composants biologiques du milieu de culture, le sérum de veau contenant des transporteurs protéiques tels que, par exemple, l’albumine.
2.3.2 Microscopie
Les images des cellules ont été obtenues grâce à un microscope inversé (Nikon Eclipse TE300) équipé d’un objectif à huile 60x dont l’ouverture numérique est de 1,4 (Nikon France). L’excitation des cellules était réalisée grâce à une lampe à mercure (Osram HBO 100 W) dont les raies sont isolées à l’aide de filtres passe-bande (ici, 330-380 nm) montés sur une roue placée sur le chemin optique (lambda 10-2, Sutter Instrument Company). L’intensité de cette excitation a été optimisée grâce à l’utilisation de filtres neutres (NDx8). Les images ont été acquises grâce à une caméra CCD (Roper Scientific France) avec un grandissement de 2,25x. Le temps d’intégration était de 1000 ms. L'acquisition, le traitement et l'analyse de données ont été réalisés avec le logiciel de Metamorph, tous les deux fournis par
Matériel et méthodes
2.3.3 Localisation sub-cellulaire
Après les incubations cellulaires, les cellules sont excitées dans l’UV (filtre d’excitation à 330-380 nm, miroir dichroïque à 400 nm). L’émission de fluorescence rouge des colorants a été collectée grâce à un filtre passe-bande (645 +/- 75 nm, Omega). La longueur d’onde d’excitation a été choisie de façon à ce qu’il soit possible d’exciter la molécule étudiée (deutéroporphyrine ou phtalocyanine d’aluminium disulfonée) et le marqueur spécifique d’organelles éventuellement utilisé (en l’occurrence, le LysoTracker green) de la même façon, et ainsi d’avoir la même excitation pour toutes les observations.
En effet, dans le cas de la phtalocyanine, la localisation subcellulaire a été déterminée par colocalisation avec un marqueur spécifique. Avant l’incubation avec le photosensibilisateur, les préparations ont été rincées trois fois avant d’être incubées 30 min avec du LysoTracker green (200 nM). Le protocole utilisé est celui indiqué par le fournisseur (Molecular Probes) pour le marquage des lysosomes. Sous excitation dans l’UV, la fluorescence verte de ce marqueur a été isolée grâce à un filtre passe-bande (535 +/- 45 nm, Omega). La gamme d’émission de fluorescence des deux fluorophores en présence, la fluorescence rouge de la AlPcS2 et celle, verte, du LysoTracker sont suffisamment différentes pour permettre une séparation parfaite des signaux en utilisant successivement les deux filtres passe-bande.
CHAPITRE 3 : RESULTATS 1 – Association d’une
porphyrine avec les membranes
Résumé
La traversée membranaire par diffusion passive est sans nul doute l’un des phénomènes majeurs impliqués dans l’entrée des porphyrines dans les cellules. La pénétration de ces molécules dans les cellules cancéreuses est favorisée par l’acidification du milieu extracellulaire dans la tumeur. Afin de déterminer clairement de quelle façon ce pH peut modifier le comportement de la deutéroporphyrine, archétype des porphyrines dicarboxyliques, dans les membranes, nous avons d’abord déterminé les pK en solution aqueuse de cette molécule : pKA2 = 6,6 ; pKA1 = 5,3 ; pKN1 = 4,1 ; pKN2 = 2,3. Nous nous sommes ensuite intéressés à l’interaction de cette porphyrine avec des vésicules lipidiques unilamellaires utilisées comme modèle de membranes en faisant varier le pH du milieu. Ces processus ont été appréhendés du point de vue cinétique, en suivant les changements de fluorescence de la porphyrine lorsqu’elle s’insère dans les liposomes. Les constantes de vitesse d’entrée dans les vésicules (kon) et de sortie (koff) de la porphyrine varient de façon sigmoïde en fonction du pH. Cette dépendance indique que plusieurs formes de la molécule sont impliquées dans les phénomènes mesurés. Les valeurs théoriques des kon et koff correspondant à ces différentes formes ont été déterminées. Nos résultats montrent que la neutralisation des azotes centraux est nécessaire à l’entrée dans la bicouche, confirmant que l’association met en jeu des interactions hydrophobes entre le noyau porphyrique et les lipides. Néanmoins, la neutralisation de la porphyrine est également défavorable à son entrée dans les liposomes. Sous cette forme, en effet, la molécule a une très forte tendance à former des dimères, qui ne peuvent pas pénétrer dans les bicouches lipidiques. Un milieu extérieur relativement basique est donc un facteur favorable à l’entrée de la deutéroporphyrine dans les membranes. Par contre, l’interaction se faisant par le noyau hydrophobe, les chaînes polaires orientées vers la phase aqueuse, plus celles-ci sont chargées et moins l’enfouissement de la molécule dans les lipides sera profond, favorisant donc, du point de vue cinétique, la sortie de la deutéroporphyrine des membranes. La fenêtre d’efficacité de l’association de la deutéroporphyrine aux membranes est donc relativement étroite, comprise entre le pKA1 et le pKA2 de la molécule.
Chapitre 3
ASSOCIATION PORPHYRINE-MEMBRANE
Dans ce chapitre, les résultats présentés portent sur la caractérisation des processus d’incorporation de la deutéroporphyrine dans des vésicules lipidiques en fonction du pH. En effet, comme nous l’avons préalablement spécifié, l’acidification du milieu extracellulaire semble être un facteur favorisant l’entrée de ces molécules dans les cellules hyper-prolifératives.
Pour les petites molécules, la perméabilité membranaire peut être correctement analysée par un modèle de solubilité/diffusion [121]. Ce dernier est basé sur le fait que de telles molécules passent facilement de la phase aqueuse à la phase lipidique, du fait de leur petite taille. Le passage des interfaces ne posant pas de problème, l’étape limitante est donc la phase de diffusion à travers la membrane. Le flux de molécules perméantes, qui répond à la première loi de Fick, est donc fonction de l’épaisseur de la membrane et du coefficient de perméabilité de la molécule. Cependant, la taille des porphyrines n’est pas négligeable devant l’épaisseur de la membrane. Pour de telles molécules, le passage des interfaces lipide/eau est sans aucun doute un phénomène plus difficile, et ce d’autant plus pour les porphyrines dicarboxyliques dont les chaînes latérales peuvent être chargées et réparties autour de la molécule dont elles peuvent briser l’aspect symétrique. Alors que les caractéristiques de diffusion des molécules non chargées sont généralement en corrélation directe avec leur coefficient de partage huile/eau [94], l’intérêt et les limites de l’utilisation de ce type de paramètre pour prédire le comportement des porphyrines vis à vis des membranes est l’objet de discussions [95]. Par exemple pour la deutéroporphyrine, dont les charges sont placées d’un même côté du macrocycle, la pénétration dans la bicouche se fait vraisemblablement par le noyau porphyrique, les chaînes tournées vers la phase aqueuse [122]. Du pH environnant dépend l’état de protonation des groupes carboxyliques et donc vraisemblablement le comportement de la porphyrine par rapport à la barrière hydrophobe que représente la membrane.
L’appréhension des facteurs gouvernant la dynamique de diffusion de la deutéroporphyrine à travers les membranes en fonction du pH est essentielle pour comprendre son entrée dans les cellules et sa répartition sub-cellulaire. Des études basées sur l’étude du transfert de la deutéroporphyrine depuis des modèles de membranes vers la HSA ont été préalablement réalisées au laboratoire et ont montré
est fortement influencé par l’état de protonation des chaînes carbonées [96, 118]. Nous avons donc voulu déterminer de quelle façon ces phénomènes de protonation/déprotonation sont impliqués dans les mécanismes de franchissement des interfaces, i.e. d’entrée et de sortie de la bicouche lipidique, afin de corréler l’état d’ionisation de la molécule avec sa vitesse d’entrée dans les membranes.