Les acyltransférases

I.5.1. Nomenclature

Les acyltransférases (EC 2.3) sont des enzymes qui catalysent le transfert du groupement acyl- d’un composé « donneur » vers un composé « accepteur ». Ce transfert est souvent associé avec la formation d’une liaison ester ou amide (excepté EC 2.3.3). Dans la nomenclature officielle ces enzymes sont nommées suivant le schéma : « donneur:accepteur groupetransférase » mais les noms formés de la façon suivante sont aussi acceptés : « accepteur groupetransférase » ou « donneur groupetransférase ». Les acyltransférases forment trois sous-classes. Les aminoacyltransférases (EC 2.3.2) et les enzymes qui catalysent la conversion du goupement acyl- en alkyl- au cours du transfert (EC 2.3.3) font l’objet de sous-classes spécifiques. Les autres acyltransférases sont regroupées dans la sous-classe EC 2.3.1. (IUBMB, [en ligne]).

Les enzymes de biosynthèse des acides gras, les « Fatty Acid Synthases » (FAS), et les enzymes de biosynthèse des polycétones, les « Polyketide Synthases » (PKS), de type I peuvent par ailleurs posséder des domaines catalytiques acyltransférases et même plus précisément des domaines acétyl/malonyltransférase (MAT).

I.5.2. Fonctions métaboliques

Les acyltransférases ont des fonctions métaboliques très variées. Certaines acyltransférases comme la citrate synthase (EC 2.3.3.1, Gottschalk 1969) participent au métabolisme carboné central. D’autres sont présentes dans le métabolisme des acides aminés. A titre d’exemple, la N-acétylglutamate synthase participe à la synthèse de l’arginine (EC

53 2.3.1.35, Marvil and Leisinger 1977). Elles sont aussi largement impliquées dans le métabolisme des lipides. Les acétyl/malonyl transférases, MAT, catalysent le transfert des groupements malonyl ou acétyl vers les protéines porteuses de groupements acyls, les « Acyl Carrier Protein » ou ACP au cours de la synthèse des acides gras (Ruch and Vagelos 1973). Les acyltransférases interviennent également dans la synthèse des céramides (Sribney et al. 1966), des cholesteryl esters (Carlos et al. 2005) et des triacylglycérols (Stöveken et al. 2005). Les carnithine acyltransférases jouent un rôle dans le transport des lipides au sein de la mitochondrie (Farrel et al. 1984). Par ailleurs, chez les mammifères, les acyltransférases jouent un rôle de détoxification en transférant les acides organiques sur des acides aminés (Nandi et al. 1977, Van der Westhuizen et al. 2000). Les histones acétyltransférases catalysent aussi l’acétylation des histones sur leurs résidus lysines. Cette acétylation joue un rôle dans l’activation de la transcription (Tanner et al. 2000).

De plus, les acyltransférases interviennent dans le métabolisme secondaire. Elle participe à la synthèse de nombreuses molécules bioactives comme l’anticancéreux taxol (Walker et al. 2002), la pénicilline G (EC 2.3.1.164, Tobin et al 1990) ou la céphalosporine C, dans une dernière étape d’acétylation de la desacétocéphalosporine (Gutierrez et al. 1992). Enfin, l’acylation enzymatique des antibiotiques engendre souvent leur inactivation. Ce mécanisme de résistance aux antibiotiques est largement répandu. Il intervient notamment dans les résistances au chloramphénicol (Zaidenzaig et al. 1979) et aux aminoglycosides (Shaw et al. 1993).

I.5.3. Méthodes de dosage

Il existe de nombreuses méthodes pour doser les réactions enzymatiques acyltransférases. La plupart sont spécifiques d’une réaction enzymatique donnée car elles sont basées sur le dosage du substrat accepteur ou du produit de la réaction. Cependant, certaines méthodes s’appliquent de manière générale aux réactions acyltransférases qui catalysent le transfert d’un groupement acyl- d’un acyl-coenzyme A vers une molécule acceptrice. Ces méthodes sont basées sur le dosage du CoASH libéré par la réaction. Les groupements -SH réagissent avec certains réactifs (dithiols) ce qui entraîne la formation d’un composé chromogénique dosé ensuite par spectrophotométrie. L’aldithriol-4 et le réactif d’Ellman peuvent être utilisés (Williams and Northrop 1978, Scarbrough et al. 1979, Radika and

54 Northrop 1984). Dans ce cas, la réaction est suivie par mesure de l’absorbance à 324 nm et 412 nm respectivement.

I.5.4. Les N-acétyltransférases qui ressemblent au facteur GCN5 (les GNAT)

I.5.4.1. Historique et présentation

Parmi les N-acétyltransférases, les N-acétyltransférases apparentées à la protéine GCN5 forment une superfamille, la famille GNAT, qui inclut notamment des aminoglycosides N-acétyltransférases, la sérotonine N-acétyltransférase, la glucosamine-6- phosphate N-acétyltransférase, les histones acétyltransférases, la mycothiol synthase, la N- myristoyltransférase et la famille Fem des aminoacyltransférases. Toutes ces enzymes transfèrent le groupement acyl- d’un acyl-CoA vers l’amine primaire de différentes molécules acceptrices. Cette famille s’est constituée autour de quelques aminoglycosides acétyltransferases. Les gènes codant pour ces enzymes ont montré quatre motifs protéiques conservés bien qu’ils aient une faible similarité de séquences lorsqu’ils sont comparés deux à deux. De plus, ces gènes ont montré une homologie de séquence avec les facteurs de transcription eucaryotes, le premier étant le facteur GCN5 chez la levure qui possède aussi une activité histone acétyltransférase. C’est ainsi qu’a été créée la famille GNAT. Depuis, les analyses bioinformatiques ont permis d’identifier quelques 10000 protéines appartenant à la GNAT dans tous les règnes du vivant (Neuwald and Landsman 1997, Vetting et al. 2005). Elles sont regroupées dans la base de données Pfam sous le numéro d’accession PF00583. (Pfam, [en ligne]).

I.5.4.2. Des motifs protéiques conservés

Les enzymes appartenant à la GNAT possèdent jusqu’à 4 régions (motifs) conservées (si on considère la séquence primaire) et qui s’étendent sur 100 résidus. Ces motifs nommés de A à D sont observés dans l’ordre C-D-A-B dans la séquence. Ces régions ne permettent pas pour autant de déterminer des séquences protéiques consensus car les séquences protéiques ont souvent un faible pourcentage d’identité lorsqu’elles sont comparées deux à deux. Par ailleurs toutes les enzymes de la GNAT ne possèdent pas l’ensemble des motifs et le motif A semble le plus universellement conservé (Neuwald and Landsman 1997). Il pourrait être

55 impliqué dans la liaison de l’acétyl-CoA (plus rarement d’autres acyl-CoA), susbtrat commun à toutes ces enzymes.

I.5.4.3. Structure

L’étude de la structure de quelques membres de la GNAT montre que ces enzymes présentent une grande similarité structurale. Elles présentent généralement une structure secondaire constituée d’un feuillet N-terminal (β1), suivi de deux hélices (α1, α2), trois feuillets anti-parallèles (β2 à β4), une hélice centrale (α3) et enfin d’un repliement β5-α4−β6

(Vetting et al. 2005). Le motif A montre un repliement particulièrement conservé. Il s’étend de β4 à β5 et les études structurales (tout comme les études par mutagénèse) confirment son rôle dans la liaison à l’acétyl-coA (plus rarement un autre acyl-CoA comme le myristoyl). En effet, l’acétyl-coA se glisse parfaitement dans le sillon en forme de V dessiné par les feuillets

β4 et β5 (Sternglandz and Schindelinz 1999, Pourreza et al. 2005) (Figure I-13).

Figure I-13 Structure de l’aminoglycoside 6’ N-acétyltransférase type Ii d’Enterococcus faecalis en complexe avec l’acétyl-CoA. Les acides aminés du motif A sont colorés en gris foncé et la molécule d’acétyl-CoA est montrée en noir. Issu de Pourreza et al. (2005), d’après Wybenga-Groot et al. (1999).

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I.5.4.4. Mécanisme réactionnel

Pour une grande partie des GNAT, la réaction enzymatique se déroule de la manière suivante. L’acyl-CoA et la molécule acceptrice se lient à l’enzyme pour former un complexe ternaire. Une fois ce complexe formé, il y a une attaque nucléophile de l’amine de la molécule acceptrice sur le carbone de la liaison thioester de l’acyl-CoA, puis, libération du CoASH.

Parfois, la réaction peut être facilitée par une catalyse acide (l’attaque nucléophile est favorisée par la formation d’un carbocation au niveau de la liaison thioester), par une catalyse basique (l’attaque est favorisée par la déprotonation de la fonction amine, Trievel et al. 1999), ou par les deux (Vetting et al. 2005).

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CHAPITRE II