PREVALENCE DES INFECTIONS URINAIRES CHEZ LES PERSONNES VIVANT AVEC LE VIH AU CENTRE HOSPITALIER UNIVERSITAIRE DEPARTEMENTAL DU BORGOU

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REPUBLIQUE DU BENIN

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MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI **********

ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY CALAVI ************

DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE **************

OPTION : ANALYSES BIOMEDICALES *****************

RAPPORT DE STAGE DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE

THEME

Présenté et soutenu le 10 avril 2019 par : Ismaël ISSA

Sous la direction de :

Année Académique : 2017-2018 11^ème Promotion

Tuteur :

M. Moussa ALASSANE

Biologiste médical CHUD Borgou/Bénin

Superviseur :

Pr Honoré S. BANKOLE Microbiologiste

Professeur Titulaire des Universités EPAC/UAC

PREVALENCE DES INFECTIONS URINAIRES CHEZ LES PERSONNES VIVANT AVEC LE VIH AU CENTRE HOSPITALIER

UNIVERSITAIRE DEPARTEMENTAL DU BORGOU

Composition du Jury :

Président : Pr Théodora A. AHOYO Superviseur : Pr Honoré S. BANKOLE Examinateur : Dr Olivia HOUNGBEGNON

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REPUBLIQUE DU BENIN

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MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI

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ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI

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DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE

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OPTION : ANALYSES BIOMEDICALES

DIRECTEUR : DIRECTEUR ADJOINT :

Professeur Guy Alain ALITONOU Professeur François-Xavier FIFATIN

CHEF DE DEPARTEMENT : Professeur Eugénie ANAGO

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Réalisé par ISSA Ismaël Pageii

LISTE DES ENSEIGNANTS DU DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE

NOMS ET PRENOMS MATIERESENSEIGNEES

ABLEY Sylvestre Déontologie médicale

AGBANGLA Clément Génétique moléculaire

AGOSSOU Gilles Législation et Droit du travail

AHOYO Théodora Angèle Microbiologie /Santé publique et Hygiène hospitalière

AKOWANOU Christian Physique

AKPOVI D. Casimir Biologie cellulaire/ Physiologie humaine / Biochimie métabolique ALITONOU Alain Guy Chimie générale/ Chimie organique

ANAGO Eugénie Biochimie structurale/ Biochimie clinique/ Biologie moléculaire ANAGONOU Sylvère Education physique et sportive

ATCHADE Pascal Parasitologie/ Mycologie/

Entomologie médicale

BANKOLE Honoré Bactériologie

DESSOUASSI Noël Biophysique

DOSSEVI Lordson Techniques instrumentales

DOSSOU Cyriaque Technique d’Expression et Méthode de Communication

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Réalisé par ISSA Ismaël Pageiii

NOM ET PRENOMS MATIERES ENSEIGNEES

DOUGNON Victorien Microbiologie/ Méthodologie de la recherche

HOUNNON Hyppolite Mathématiques

HOUNSOSSOU Hubert Biostatistiques

KOFFI Aristide Anglais

KOUDANDE Marlène Cytologie sanguine/introduction à l’hématologie

LOKOSSOU Gatien Immunologie générale/

Immunologie pathologie

LOZES Evelyne Immunologie générale/

Immunologie pathologie Père MASLOKONOU Vincent Histologie général

SECLONDE Hospice Transfusion sanguine

SENOU Maximin Histologie appliquée

SEGBO Julien Biochimie/Biologie moléculaire

SOEDE Casimir Anglais technique

TOPANOU Adolphe Hématologie/hémostase

TOHOYESSOU Zoé Soins infirmiers

YOVO K. S. Paulin Pharmacologie/ Toxicologie

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Réalisé par ISSA Ismaël Pageiv

DEDICACE

A Dieu Tout-Puissant pour sa grâce et ses bienfaits dans ma vie !

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Réalisé par ISSA Ismaël Pagev

REMERCIEMENTS

Avant tout propos je tiens à adresser mes sincères remerciements :

 A Mon père ISSA Fousséni et ma mère YOROU Salamatou, pour tout l’amour dont ils m’ont entouré et pour avoir consenti tant d’efforts en vue de m’assurer un avenir meilleur.

 A mes frères et sœurs Moufoutaou, Bassiti, Raliatou et Faliratou pour tout leur soutien moral durant mon cursus.

 A mon superviseur, Professeur Honoré BANKOLE ; malgré vos occupations, vous avez accepté assurer la supervision de ce travail. Que Dieu vous bénisse.

 A mon tuteur, M. Moussa ALASSANE et ses collègues de la section de bactériologie ; la simplicité avec laquelle vous m’avez reçu dans votre section, me va droit au cœur. Puisse le Tout-Puissant vous combler de ses grâces.

 A toutes les familles ISSA, YOROU, LAMA

 A mes amis Mouslimou, Razizou, Alima, Achiraf, Zoulkaneri. Courage et persévérance, que la paix soit avec vous.

 A mes amis Carlos, Olivier, Soumaila, Séibo, David, Rosine, Spéro, Ulriche, Josiane. Que la paix soit avec vous.

 Au Docteur Moutawakilou GOMINA et à tout le personnel du laboratoire pour les nombreux conseils et le suivi durant tout mon séjour au CHUD/Borgou.

 A tous les Enseignants de l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi, merci infiniment pour le travail que vous abattez. Longue vie à vous !

 A tous mes camarades de promotion, courage et persévérance à vous.

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Réalisé par ISSA Ismaël Pagevi

HOMMAGES

A son Excellence le Président du Jury,

Vous nous faites un grand honneur en présidant ce jury. Nous tiendrons compte de vos remarques, critiques et conseils pour améliorer la qualité scientifique de ce document.

Aux Honorables Membres du jury,

Soyez remerciés de la considération dont vous faites preuve en acceptant de siéger dans notre jury de soutenance du rapport de fin de formation. Vos remarques et suggestions sont les bienvenues.

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Réalisé par ISSA Ismaël Pagevii

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I : Répartition des patients suivant le sexe ... 19 Tableau II : Répartition des patients suivant les tranches d’âges. ... 20

Tableau III : Répartition des patients en fonction du taux de lymphocytes T CD4 ... 21

Tableau IV : Répartitions des échantillons d’urines en fonction des résultats de la culture. ... 22 Tableau V : Répartition des résultats de la culture en fonction du sexe. ... 23 Tableau VI : Répartition des résultats de la culture en fonction de l’âge. ... 24 Tableau VII : Répartition des résultats de la culture en fonction de la leucocyturie ... 25 Tableau VIII : Répartition des germes isolés en fonction des échantillons d’urines. ... 26 Tableau IX : Répartition des résultats de la culture en fonction du taux de

lymphocytes T CD4 ... 27

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viii Réalisé par ISSA Ismaël Page

LISTE DES ABREVIATIONS ET SIGLES

CHUD Centre Hospitalier Universitaire

Départemental

CIPEC Centre d’Information et de Prise En

Charge

EPAC Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi

PVVIH Personnes Vivant avec le Virus de

l’Immunodéficience Humaine

VIH Virus de l’Immunodéficience Humaine

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Réalisé par ISSA Ismaël Pageix

SOMMAIRE

INTRODUCTION ... 1

CHAPITRE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ... 3

I.1. INFECTIONS URINAIRES ... 4

I.2. LE VIH ... 6

CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES D’ETUDE ... 9

II.1. CADRE ... 10

II.2. MATERIEL ... 11

II.3. METHODES ... 11

CHAPITRE III : RESULTATS ET COMMENTAIRE ... 18

CONCLUSION ... 30

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ... 32

TABLE DES MATIERES ... 37

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Réalisé par ISSA Ismaël Pagex

RESUME

Les infections urinaires constituent un véritable problème de santé publique. Il existe plusieurs risques de survenue de ces infections parmi lesquels se trouve l’immunodépression grave. Cette étude a eu pour objectif d’évaluer l’impact des infections urinaires chez les personnes vivant au VIH. Il a été réalisé une étude prospective allant du 03 septembre 2018 au 23 octobre 2018 qui a porté sur 30 personnes vivant avec le VIH. La population d’étude a été dominée par les femmes (56,67%). Les tranches d’âges de 35 à 45 ans et de 25 à 35 ans ont été les plus représentées.

Dans cette étude il a été enregistré une prévalence d’infections urinaires de 16,67% dans la population d’étude avec une prédominance féminine (23,50%).

Les entérobactéries ont été les bactéries les plus impliquées avec une prédominance d’Escherichia coli (80%) suivi de Klebsiella spp (20%). Les cas d’infections urinaires ont été enregistrés aussi bien chez les personnes ayant un taux de lymphocytes T CD4 inférieur à 200 cellules/𝜇𝐿, que ceux ayant un taux supérieur à 200 cellules/μL.

Mots clés : infection urinaire, altération immunitaire, entérobactéries

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Réalisé par ISSA Ismaël Pagexi

ABSTRACT

Urinary tract infections are a real public health problem. There are several risks of occurrence of these infections among which is severe immunosuppression. This study aimed to evaluate the impact of urinary tract infections in people living with HIV. A prospective study was conducted from September 03, 2018 to October 23, 2018 covering 30 people living with HIV. The study population was dominated by women (56.67%). The age groups 35 to 45 and 25 to 35 were the most represented.

In this study, there was a prevalence of urinary tract infections of 16.67% in the study population with a female predominance (23.50%). Enterobacteria were the most involved bacteria with a predominance of Escherichia coli (80%) followed by Klebsiella spp (20%). Cases of urinary tract infections were recorded in people with a CD4 T cell count of less than 200 cells / μL, and those with a cell count greater than 200 cells / μL

Key words: urinary tract infection, immune damage, enterobacteria

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INTRODUCTION

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Réalisé par ISSA Ismaël Page2

Les infections urinaires constituent un motif fréquent de consultation en médecine [1].L′incidence annuelle des infections urinaires est estimée aux Etats- Unis à 11 millions de cas [2]. Au Bénin en 2012, le nombre de cas d’infections urinaires rencontrés en consultations et en hospitalisations a été évalué à 18.300 [3]. Souvent considérées comme banales et bénignes, les infections urinaires peuvent avoir des conséquences pathologiques sévères. Elles peuvent aboutir à une dissémination hématogène ou une insuffisance rénale aussi bien chez l’homme que chez la femme [4, 1]. Elles viennent en deuxième position des maladies infectieuses chez l’Homme après les maladies respiratoires et sont fréquentes aussi bien en communauté qu’à l’hôpital constituant ainsi un véritable problème de santé publique [1].

Il existe plusieurs risques de survenue de ces infections parmi lesquels se trouve la dépression immunitaire grave [5]. Le virus de l’immunodéficience humaine (VIH) est l’un des agents infectieux capable de causer progressivement la dépression immunitaire laissant place à l’installation des infections opportunistes.

La présente étude a eu pour objectif général d’évaluer la fréquence de survenu des infections urinaires chez les personnes vivant avec le VIH.

Plus spécifiquement il s’est agi de :

- faire le diagnostic des infections urinaires chez 30 personnes vivant avec le VIH.

- doser les lymphocytes T CD4 chez 30 personnes vivant avec le VIH.

Le présent document, en dehors de l’introduction et la conclusion comporte dans sa première partie une synthèse bibliographique sur les infections urinaires et sur le VIH. La deuxième partie présente la méthodologie suivie. Et la dernière partie a été consacrée aux résultats obtenus suivis du commentaire.

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Chapitre I

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

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I.1. INFECTIONS URINAIRES I.1.1. Définition

Les infections des voies urinaires (UTI) commencent lorsque les bactéries ont accès aux voies urinaires et attaquent les muqueuses de la vessie, des uretères et / ou du pelvis rénal [6].

Elles peuvent être divisées en infections des voies urinaires supérieures, impliquant les reins (pyélonéphrite), et en infections des voies inférieures qui impliquent la vessie (cystite), l'urètre (urétrite) et la prostate (prostatite).

L'infection peut se propager d'un site à l'autre [7].

L’infection urinaire peut être symptomatique ou non, haute ou basse, compliquée ou non, en fonction du terrain sur lequel elle survient. Elle est définie par l’association d’une bactériurie supérieure à 10⁴/ml et d’une leucocyturie supérieure à 10⁴ leucocytes/ml (sous réserve d’un prélèvement correct des urines).

Si les urines n’ont pas séjourné dans la vessie plus de deux à trois heures, la leucocyturie peut être inférieure à 10⁴ leucocytes/ml [7].

I.1.2. Facteurs de risque

Des groupes spécifiques de personnes présentent un risque accru d'infection des voies urinaires. Les populations vulnérables sont des femmes, en particulier pendant la grossesse, les nourrissons et les personnes âgés [8].

La susceptibilité à ces infections peut aussi être augmentée par certaines conditions à savoir les lésions de la moelle épinière, les cathéters urinaires, le diabète, la sclérose en plaques, le déficit immunitaire et les anomalies urologiques sous-jacentes [9].

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I.1.3. Les portes d’entrées des infections urinaires I.1.3.1. Les voies de pénétration des bactéries

Au cours des infections urinaires, on distingue quatre types de voies de pénétration

 La voie hématogène : il s’agit des bactéries amenées au niveau des reins par le sang.

 La voie lymphatique : il s’agit des bactéries apportées par la lymphe.

 La voie ascendante : il s’agit des bactéries qui pénètrent dans l’appareil urinaire par l’urètre.

 La voie iatrogène : elle est due au cathétérisme instrumental ou à la pose d’une sonde à demeure.

I.1.4. Complications d’une infection urinaire

Si l’infection n’est pas traitée ou est mal traitée et revient fréquemment, elle peut mener à une pyélonéphrite préjudiciable aux reins. Elle peut s’aggraver au point d’entraîner une septicémie ou une insuffisance rénale. Dans tous les cas, il importe de consulter un médecin en cas de signes d’infection urinaire.

I.1.5. Bactéries responsables des infections urinaires

Plusieurs bactéries sont responsables des infections urinaires. Les plus fréquemment rencontrées sont les entérobactéries, les entérocoques, le genre Pseudomonas, les staphylocoques, les streptocoques [10].

Parmi les entérobactéries, Escherichia coli est prédominant dans les infections urinaires. Les autres impliquées sont les Klebsielles, le genre Proteus, le genre Enterobacter, le genre Serratia [10].

I.1.6. Diagnostic biologique des infections urinaires

L’examen cytobactériologique des urines est indiqué devant toute suspicion clinique d’infection urinaire. La présence de renseignements cliniques accompagnant la prescription est indispensable [5].

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C’est un examen de référence pour affirmer ou infirmer l’infection urinaire et identifier l’espèce de la bactérie en cause. Mais avant, il faut que les conditions de prélèvement soient rigoureusement respectées. Il permet de réaliser un antibiogramme permettant de déterminer le profil de sensibilité aux antibiotiques de la souche isolée.

I.2. LE VIH I.2.1. Définition

Le virus de l’Immunodéficience Humaine VIH appartient à la famille des retroviridae, vaste famille de virus à ARN équipés d’une enzyme structurale appelée transcriptase inverse [11]. Le virus infecte les cellules du système immunitaire, les détruit ou les rend inefficaces. L’infection par le virus se traduit par une détérioration progressive du système immunitaire, entraînant une

«immunodéficience».

I.2.2. Manifestations cliniques I.2.2.1. La primo-infection

C'est la phase précoce de l'infection. A cette étape, le virus se multiplie de façon intensive dans les cellules mononuclées du sang circulant ainsi que dans les cellules mononuclées des ganglions. Environ 3 à 8 semaines après l'infection initiale, 50% à 70% des personnes présentent des symptômes qui ressemblent à ceux de la grippe ou de la mononucléose.

Elle peut passer inaperçue ou s'accompagner de signes cliniques (présence de ganglions, fièvre, malaise général, maux de tête, courbatures et douleurs articulaires, éruption cutanée, ulcérations des muqueuses). Ces symptômes durent généralement environ une ou deux semaines, puis disparaissent. Au cours de cette phase, appelée syndrome rétroviral aigu, le VIH se reproduit en grandes quantités et diffuse dans l'ensemble de l'organisme [12].

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I.2.2.2. La phase asymptomatique

Après la période de primo infection, les personnes dont le système immunitaire reste à peu près intact après 10 ans représentent environ 10% des personnes atteintes par le VIH. Plus souvent, la quantité de virus augmente dans le sang et le nombre de lymphocytes T CD4 diminue sur des périodes pouvant s’étendre de 3 à 12 ans. Lorsque les personnes atteintes par le VIH ne présentent aucun signe physique de maladie, elles sont dites asymptomatiques [12].

I.2.2.3. La phase symptomatique/infections opportunistes (SIDA)

La déplétion lymphocytaire est compensée par la production de nouvelles cellules T CD4 jusqu’à ce que le processus de compensation s’effondre sous la poussée de la multiplication virale, il apparaît alors le stade SIDA. Cette évolution de l'infection se traduit par la survenue de pathologies plus ou moins graves.

Certains symptômes d'allure banale peuvent apparaître (dermite séborrhéique, zona, herpès, candidoses).

D'autres lésions sont plus spécifiques de l'infection par le VIH (leucoplasie chevelue de la langue). Le système immunitaire est maintenant en état d'insuffisance grave. Il se trouve alors dans l'incapacité de défendre correctement l'organisme contre la survenue de certaines infections dites opportunistes. Le SIDA correspond au stade avancé de l’infection par le VIH, c'est à-dire la forme la plus grave de l'infection par le VIH [12].

I.2.3. Mode de transmission.

Les principaux modes de transmission sont aujourd’hui parfaitement connus.

Il s’agit de :

- La transmission par voie sexuelle : elle se fait par l’intermédiaire des muqueuses buccales, génitales ou rectales, lorsqu’elles sont en contact avec les sécrétions sexuelles ou le sang contenant le virus.

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- La transmission par voie sanguine : elle concerne principalement les professionnels de santé, en milieu de soins et en laboratoire, qui sont victimes d’accidents d’exposition au sang; les toxicomanes par voie intraveineuse, les hémophiles et les transfusés.

- La transmission verticale (mère-enfant) : elle survient surtout au moment de l’accouchement, mais elle peut aussi survenir in utero dans les semaines précédant l’accouchement et par l'allaitement maternel.

I.2.3. Conséquences des complications des infections urinaires chez les PVVIH

Une infection des voies urinaires non traitée ou mal traitée ou qui revient fréquemment, peut remonter l’uretère et déboucher dans le rein. Ce problème rénal peut évoluer en insuffisance rénale.

L’insuffisance rénale nuit habituellement aux néphrons en leur faisant perdre leur capacité de filtration.Ellepeut se présenter sous forme aiguë ou chronique. Faute de traitement, l’insuffisance rénale chronique peut mener éventuellement à l’insuffisance rénale terminale. Trois problèmes rénaux peuvent toucher les PVVIH : les calculs rénaux, les infections des voies urinaires, le syndrome de Fanconi et tous ces problèmes rénaux peuvent évoluer en insuffisance rénale. Les marqueurs de la fonction rénale sont anormaux chez 30% des patients infectés par le VIH [13].

La maladie rénale liée au SIDA est devenue une cause fréquente de la maladie rénale en phase terminale nécessitant une dialyse et les maladies rénales peuvent être associées à l'hospitalisation, la progression du SIDA et la mort [13].

(21)

Chapitre II

MATERIEL ET METHODES D’ETUDE

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II.1. CADRE

II.1.1. Cadre institutionnel

L’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC) est une institution universitaire publique de formation professionnelle. Il est divisé en deux secteurs:

le secteur industriel et le secteur biologique. Notre formation s’y est déroulée en trois années dans le Département de Génie de Biologie Humaine (GBH) logé dans le secteur biologique.

II.1.2. Cadre technique

Créé en 1959, le Centre Hospitalier Universitaire Départemental du Borgou CHUD/B est situé dans la partie septentrionale du Bénin, à Parakou. L’actuel Directeur est le Docteur Antoine Dodji MENSAH. Le centre est composé d’une administration et de plusieurs services dont une maternité, un service d’hospitalisation, une pédiatrie, une médecine, une radiologie, une ophtalmologie, une ORL, une stomatologie, une banque de sang, un bloc opératoire, une urgence et un laboratoire de biologie clinique ; un centre d’information et de prise en charge (CIPEC).

Le laboratoire du CHUD/B situé sur l’étage du bâtiment principal de l’hôpital dispose d’une salle de prélèvement sanguin et d’une salle de prélèvement bactériologique. On distingue en tout, trois différentes sections : Hématologie- Parasitologie, Biochimie-Sérologie et Bactériologie-Parasitologie, section dans laquelle se sont déroulées nos manipulations. Il est dirigé par un médecin biologiste le Docteur Moutawakilou GOMINA.

Toutes les manipulations ont été effectuées au laboratoire de bactériologie du CHUD Borgou et au laboratoire de sérologie du CIPEC.

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II.2. MATERIEL

II.2.1. Matériel biologique

Le matériel biologique a été constitué des échantillons de sang et des urines recueillis de 30 personnes vivant avec le VIH.

II.2.2. Milieux de culture

Dans le cadre de ce travail, nous avons utilisé la gélose EMB ; la gélose de Chapman ; la gélose CLED ; la gélose au sang frais de mouton, la galerie de Leminor.

II.2.3. Réactifs et colorants

Les réactifs et colorants utilisés pour la réalisation de ce travail sont entre autres le violet de gentiane ; le lugol ; l’alcool à 95 °C ; la fuchsine de Ziehl diluée au 1/10 ; le réactif de Kovacs ; l’eau oxygénée.

II.2.4. Appareils

Dans le cadre de ce travail, nous avons utilisés, une étuve à 37°C, un microscope optique ; deux réfrigérateurs ; un autoclave ; une balance électronique ; une centrifugeuse ; un BD FACSPresto Near-patients CD4 counter.

II.2.5. Autre matériel

Il s’agit des pipettes Pasteur stériles ; d’une cellule de Malassez ; des lames des lamelles ; des boîtes de Pétri stériles à usage unique et un bec Bunsen ; des tubes EDTA.

II.3. METHODES II.3.1. Type d’étude

Il s’agit d’une étude prospective qui s’est déroulée du 23 juillet au 22 octobre 2018 au CIPEC et au laboratoire de bactériologie du CHUD Borgou.

II.3.2. Préparation des milieux de culture

Tous les milieux de culture utilisés ont été préalablement préparés et stérilisés suivant les indications données par le fabricant (Annexe1).

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II.3.3. Critères d’inclusion

Ont été inclus dans cette étude les personnes vivant avec le VIH quels que soient le sexe et l’âge et venant en consultation au CHUD Borgou pendant la période d’étude. Nous avons obtenu le consentement de tous ces patients.

II.3.2. Prélèvement des échantillons biologiques II.3.2.1. Echantillons d’urines

Après les consignes adéquates, un flacon stérile de 50mL a été remis à chacun des patients pour le recueil de 25mL d’urines matinales au moins.

 Technique de prélèvement chez l’homme - Laver bien les mains;

- Laver soigneusement le pénis au savon simple (Palmida, savon de Marseille…);

- Rincer à l’eau propre courante ; - Eliminer le premier jet ;

- Recueillir environ 25 ml du deuxième jet dans un pot stérile ; - Fermer automatiquement le pot ;

 Technique de prélèvement chez la femme.

- Laver bien les mains;

- Faire une toilette vulvaire au savon simple (Palmida, savon de Marseille…) et à l’eau propre ;

- Recueillir environ 25mL du deuxième jet dans un pot stérile ; - Fermer automatiquement le pot.

Les échantillons ont été ensuite acheminés le même jour au laboratoire pour les manipulations.

II.3.2.2. Echantillons de sang

Il s’agit des prélèvements veineux sur tube EDTA.

 Technique

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- Installer le patient ;

- Apprêter le matériel de prélèvement ; - Placer le garrot ;

- Demander au patient de faire le poing ; - Choisir le site de ponction ;

- Désinfecter la zone de ponction avec un Tampon d’alcool ; - Retirer le couvercle inférieur de l’aiguille ;

- Adapter l’aiguille au corps vaccuteiner ;

- Retirer le couvercle de protection de l’aiguille ; - Effectuer la ponction sans attendre ;

- Recueillir la quantité de sang dans le tube adapté au corps vaccuteiner ; - Retirer le tube ;

- Demander au patient d’ouvrir le poing et retirer le garrot ; - Retirer délicatement l’aiguille ;

- Demander au patient d’appuyer sur le tampon ; - Jeter l’aiguille dans la boîte de sécurité ;

- Homogénéiser le sang par retournement successif ; - Marquer le tube et le déposer dans le portoir.

II.3.3. Manipulations au laboratoire II.3.3.1. Echantillon d’urines

II.3.3.1.1. Première jour

a) Traitement des échantillons.

A chacun des échantillons d’urines, un numéro a été attribué. Après l’examen macroscopique, chaque échantillon d’urine a été réparti à raison de 10 ml par tube

dans deux tubes à hémolyse stériles numérotés respectivement 1 et 2.

Le tube n°1 a été directement utilisé pour ensemencer la gélose CLED. Quant au tube n°2, il a été centrifugé à 3000 tours/minute pendant 10 minutes. Le culot obtenu a été utilisé pour l’examen microscopique et la culture.

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b) L’examen macroscopique.

Il consiste à voir la couleur, les éléments surajoutés et la turbidité de l’urine.

c) L’examen microscopique direct.

Il comprend l’état frais et l’état coloré au Gram.

 État frais

Une préparation a été obtenue en mettant entre lame et lamelle une goutte de culot urinaire. L’observation a été faite au microscope à l’objectif X40. L’état frais a permis de voir la présence ou non de bactéries, leur mobilité éventuelle et la présence des éléments figurés notamment les leucocytes.

La leucocyturie a été déterminée à l’aide de la cellule de Malassez à partir de l’urine totale.

 État coloré au Gram.

L’étalement a été réalisé à partir du culot urinaire puis a été coloré au Gram (Annexe 2). L’observation a été faite à l’objectif X100.

Elle a permis d’apprécier la morphologie des bactéries, leur type de Gram, leur mode de regroupement et le degré de l’infection.

d) La culture

Les milieux de culture ont été choisis en tenant compte des résultats de l’examen microscopique. Ils ont ensuite été ensemencés puis incubés à 37°C à l’étuve pendant 24h.

II.3.3.1.2. Deuxième jour.

Cette journée a été consacrée à la lecture des milieux préalablement ensemencés, à l’examen de Gram contrôle et à la réalisation des tests d’identification.

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a) Lectures des milieux ensemencés.

Les caractères des colonies présentes sur le milieu de culture ont été décrits.

La bactériurie a été déterminée à partir du milieu CLED en comparant la densité des colonies présentes sur le milieu à une série de reproduction étalon (10³, 10⁴, 10⁵, 10⁶, 10⁷).

b) Le Gram de contrôle.

Un examen de contrôle a été réalisé. Pour ce faire, un frottis coloré au Gram à partir de chaque type de colonie a été effectué et observé au microscope à l’objectif X100. Il a pour but de confirmer les résultats de l’examen microscopique direct.

c) Réalisation des tests biochimiques.

Une série de test biochimique a été réalisée en fonction du type de bactérie isolée. A cet effet, des tests biochimiques ont été réalisés suivant une méthode spécifique liée à chaque famille de bactérie.

L’identification des bacilles Gram négatif a été faite à partir de la galerie de Leminor.

 Recherche de la catalase.

 Technique

- Déposer une goutte d’eau oxygénée sur une lame.

- Déposer, à l’aide de l’anse de platine ou d’une pipette Pasteur boulée, une colonie isolée de la souche à tester.

 Lecture

La réaction positive se traduit par une effervescence.

 Recherche de l’oxydase.

 Technique

- Déposer un disque imprégné de réactif sur une lame, l’imbiber avec une goutte d’eau distillée stérile.

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- Prélever une colonie parfaitement isolée avec une pipette Pasteur et l’écraser sur le disque pendant une dizaine de secondes. Observer immédiatement.

 Lecture

La réaction positive se caractérise par l’apparition d’une coloration rose ou violette sur le disque.

d) Ensemencement de la galerie de Leminor.

La galerie de Leminor a été constituée des milieux suivants : la gélose Kligler-Hajna ; le milieu mannitol-mobilité ; le milieu urée-indole ; l’eau peptonée exempte d’indole. La galerie a été ensemencée à partir d’une colonie jeune de 24h ayant poussé sur le milieu EMB.

 Milieu Urée-Indole.

Une colonie bien isolée de la souche à tester a été sélectionnée. Une partie de cette colonie a été émulsionnée dans le milieu urée-indole.

 Gélose Kligler-Hajna.

Elle a été ensemencée à partir du bouillon urée-indole ci-dessus, par un piquage central dans le culot et des stries serrées sur la pente.

 Gélose Mannitol-Mobilité.

Elle a été ensemencée par un piquage central à partir du bouillon urée-indole ci-dessus.

 Eau peptonée exempte d’indole.

Elle a été ensemencée à partir du bouillon urée-indole ci-dessus.

 Gélose au citrate de Simmons.

Elle a été ensemencée avec la partie restante de la colonie utilisée pour ensemencer le bouillon urée-indole.

La galerie ainsi ensemencée a été incubée à 37°C pendant 24h à l’étuve.

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II.3.3.1.3. Troisième jour

Elle a été consacrée à la lecture de la galerie de Leminor, et l’identification de la bactérie.

II.3.3.1. Echantillons de sang

II.3.3.1.1. Dosage des lymphocytes T CD4

Le dosage des lymphocytes T CD4 a été effectué avec d’un automate (BD FACSPresto) suivant les instructions du fabricant.

 Technique

Préparer les contrôles de processus suivant le mode d'emploi de l’appareil.

Réaliser le dosage avec les échantillons.

- Bien homogénéiser le sang et utiliser la pipette pour en prélever ;

- Déposer soigneusement une goutte d’échantillon dans le port d'entrée de la cassette. (Tenir la cassette par ses arêtes uniquement) ;

- S’assurer que le sang atteigne le haut du port d'entrée ; - Fermez bien le capuchon de la cassette ;

- Régler la minuterie intégrée sur 30 minutes ;

- S’assurer que l'indicateur de remplissage est plein ; - Appuyer sur l'onglet ‘’Run Test’’ ;

- Appuyer sur ‘’ID patient’’ Entrez l’Identifiant du patient et appuyer sur

‘’Accepter’’ ; - Insérer la cassette ;

- Retirer la cassette éjectée dans les 30 secondes ; - Appuyer sur ‘’Accepter’’ ;

- Éliminer la cassette en respectant les précautions ;

- Appuyer sur Haut ou Bas pour faire défiler les résultats du test ; - Noter le résultat du test exprimé par microlitre de sang.

(30)

Chapitre III

RESULTATS ET COMMENTAIRE

(31)

III.1. RESULTATS

III.1.1. Caractéristiques de la population d’étude Tableau I : Répartition des patients suivant le sexe .

Effectifs Pourcentages

Masculin 13 43,33%

Féminin 17 56,67%

Total 30 100%

La population d’étude a été dominée par le sexe féminin (56,67%).

(32)

Tableau II : Répartition des patients suivant les tranches d’âges.

Les tranches d’âges de 35 à 45 ans et de 25 à 35 ans ont été les plus représentées avec des proportions respectives de 33,33% et 26,67%.

Tranches d’âges Effectifs Pourcentages

[15 ; 25[ 03 10%

[25 ; 35[ 08 26,67%

[35 ; 45[ 10 33,33%

[45 ; 55[ 04 13,33%

[55 ; 65[ 05 16,67%

Total 30 100%

(33)

Tableau III : Répartition des patients en fonction du taux de lymphocytes T CD4.

La majorité des patients avait présenté un taux de lymphocytes T CD4 compris entre 200 et 499 cellules/𝜇L et un taux supérieur ou égal à 500 cellules/μL de sang avec les proportions respectives de 46,67% et 36,67%.

< 200/𝛍L 05 16,66%

200-499/𝛍L 14 46,67%

≥ 500/𝛍L 11 36,67%

Total 30 100%

(34)

III.1.2. Résultats de la culture.

Tableau IV : Répartitions des échantillons d’urines en fonction des résultats de la culture.

Positive 05 16,67%

Négative 25 83,33%

Total 30 100%

A la culture, 16,67% (05/30) des échantillons d’urines ont donné une culture positive.

(35)

Tableau V : Répartition des résultats de la culture en fonction du sexe.

Culture

Sexe

Total

Masculin Féminin

Positive 01

(07,67%)

04 (23,50%)

05 (16,67%)

Négative 12

(92,33%)

13 (76,50%)

25 (83,33%)

Total 13

(100%)

17 (100%)

30 (100%)

Le taux de positivité chez les femmes a été évalué à 23,50% contre 7,67%

chez les hommes.

(36)

Tableau VI : Répartition des résultats de la culture en fonction de l’âge.

Les résultats positifs ont été beaucoup plus enregistrés (40%) dans la tranche d’âges de 35 à 45 ans.

Ages

Culture

Total

Positive Négative

[15 ; 25[ 00

(00%)

03 (100%)

03 (10%)

[25 ; 35[ 01

(12,50%)

7 (87,50%)

08 (26,67%)

[35 ; 45[ 04

(40%)

6 (60%)

10 (33,33%)

[45 ; 55[ 00

(00%)

04 (100%)

04 (13,33%)

[55 ; 65[ 00

(0%)

05 (100%)

05 (16,67%)

Total 05

(16,67%)

25 (83,33%)

30 (100%)

(37)

Tableau VII : Répartition des résultats de la culture en fonction de la leucocyturie.

Parmi les échantillons d’urines ayant donné une culture négative, 12%

(03/25) ont présenté une leucocyturie significative.

Leucocyturie

Culture

Total Positive Négative

Significative

(≥ 10^{4 /}mL) 05

(100%)

03 (12%)

08 (26,67%)

Non significative (<10⁴/mL)

00 (00%)

22 (88%)

22 (73,33%)

Total 05

(100%)

25 (100%)

30 (100%)

(38)

Tableau VIII : Répartition des bactéries isolées en fonction des échantillons d’urines.

Les entérobactéries ont été les seules bactéries isolées.

 Présence 05 16,67%

- Bacilles Gram négatif 05 100%

Escherichia coli 04 80%

Klebsiella spp 01 20%

 Absence 25 83,33%

Total 30 100%

(39)

Tableau IX : Répartition des résultats de la culture en fonction du taux de lymphocytes T CD4.

Les cultures d’urines positives ont été enregistrées aussi bien chez les patients ayant un taux de lymphocytes T CD4 inférieur à 200 cellules/μL que chez les patients ayant un taux de lymphocytes T CD4 compris entre 200 et 499 cellules/μL et ceux ayant un taux de lymphocytes T CD4 supérieur ou égal à 500 cellules/μL.

Culture

Total

Positive Négative

< 200/𝛍L 01

(20%)

04 (80%)

05 (16,66%)

200-499/𝛍L 03

(21,43%)

11 (78,57%)

14 (46,67%)

≥ 500/𝛍L 01

(9,10%)

10 (90,90%)

11 (36,67%)

Total 05

(100%)

25 (100%)

30 (100%)

(40)

III.2. COMMENTAIRE

Le présent travail a eu pour objectif général d’évaluer la fréquence de survenu des infections urinaires chez les personnes vivant avec le VIH.

Les femmes ont constitué 56,7% de la population d’étude. Cette prédominance féminine pourrait s’expliquer par les prédispositions anatomiques naturelles de la femme à un risque plus élevé de transmission du VIH [14]. Les tranches d’âges de 35 à 45 ans et de 25 à 35 ans ont été les plus représentées. L’adulte est le plus affecté par le VIH. La majorité des patients ont présenté un taux de lymphocytes T CD4 supérieur à 200 cellules/𝜇L de sang. Ce résultat pourrait s’expliquer par le fait que l’état d’altération immunitaire des patients dans notre étude était moins profond.

Parmi les 30 échantillons d’urines 16,67% ont présenté culture positive avec une leucocyturie significative. Ceci témoigne d’une infection urinaire. Par ailleurs, la prévalence des infections urinaires a été significativement plus élevée chez la femme que chez l’homme. Cette situation serait liée à l’anatomie génitale de la femme. En effet, l’urètre de la femme est court et proche du vagin et de l’anus ce qui facilite l’entrée des organismes infectieux.

Il a été observé que parmi les échantillons d’urines ayant donné une culture négative, 12% ont présenté une leucocyturie significative. Ce résultat pourrait s’expliquer par le fait que la plupart des patients atteints du VIH prennent des produits contenant des antimicrobiens prophylactiques contre les infections opportunistes provoquant une pneumonie ou une diarrhée, ce qui rend la culture négative [15].

Les entérobactéries ont été les seules bactéries isolées dans cette étude avec une prédominance d’Escherichia coli (80%) suivi de Klebsiella spp (20%). En effet dans la population générale, les bactéries les plus souvent impliquées dans les infections urinaires sont très largement représentées par les entérobactéries avec Escherichia coli en tête de file (80% à 85% des cas) [9].

(41)

Les infections à Escherichia coli proviennent le plus souvent de la flore intestinale alors son isolement majoritaire dans cette étude et notamment chez les femmes serait lié à un manque d’hygiène.

Les cas d’infections urinaires ont été enregistrés aussi bien chez les personnes ayant un taux de lymphocytes T CD4 inférieur à 200 cellules/𝜇𝐿, que ceux ayant un taux supérieur à 200 cellules/μL. Les infections urinaires pourraient donc survenir aussi bien chez les personnes à système immunitaire affaiblit que chez les personnes qui ont un système immunitaire normal.

(42)

CONCLUSION ET SUGGESTIONS

(43)

La fréquence des infections urinaires obtenue est considérable d’autant plus que les infections urinaires représentent l’une des causes de complications urogénitales. Elles peuvent survenir chez les personnes Vivant avec le VIH comme dans la population générale mais le risque est élevé lorsque l’état d’altération immunitaire est élevé. Les entérobactéries sont les bactéries les plus fréquemment impliquées et Escherichia coli est l’espèce prédominante. Il serait important que les cliniciens dans le suivi des personnes vivant avec le VIH portent une attention sur les infections urinaires et renforcent la sensibilisation sur les mesures d’hygiène de base. La propreté individuelle et collective ainsi que l’entretient de l’environnement hospitalier (matériel médical, locaux) demeurent des moyens nécessaires à prendre en considération pour permettre une nette diminution des infections urinaires chez les PVVIH et dans la population générale.

Pour finir nous suggérons :

- Aux Cliniciens d’inclure l’examen cytobactériologique des urines dans les examens de laboratoire lors de la prise en charge des personnes vivant avec le VIH.

- Aux autorités du Centre Hospitalier Universitaire Départemental du Borgou de doter le laboratoire de bactériologie de matériels convenables pour permettre aux techniciens de faire une manipulation fiable.

(44)

REFERENCES

(45)

1. COMES J. F. Epidémiologie bactérienne des cystites non compliquées en Lorraine, Thèse de doctorat en Biologie médicale, Nancy : Faculté de médecine de L’Université Henri Poincaré ; 2011 ; 89p

2. NIELUBOWICZ G. MOBLEY H. Host pathogen interactions in urinary tract infection ; Nat Rev Urol ; 2010 ; 7(8) : 430-441

3. AMOUSSOU R.K, ACAKPO A.S, AMI-TOURE R., et al. Annuaire des statistiques sanitaires, Bénin ; 2012 ; 121p.

4. BEN HAJ K. A., KHEDHER M. Fréquence et résistance aux antibiotiques des bactéries uropathogènes à l’hôpital universitaire Tahar sfar de Mahdia, Revue Tunisienne d’Infectiologie ; 2010 ; 4(2) : 57-61

5. SPILF, Diagnostic et antibiothérapie des infections urinaires bactériennes communautaires de l’adulte. Med Mal Infect, actualisation 2015; 43p

6. GODALY G., AMBITE I., PUTHIA M., et al, Infection des voies urinaires Mécanismes moléculaires et traduction clinique, pathogens ; 2016 ; 5 (1):1-24 7. SALOMON R. Infections urinaires chez l’enfant. J Pédiatr Puériculture,

2001; 14: 6-12

8. NICOLLE L.E. Uncomplicated urinary tract infection in adults including uncomplicated pyelonephritis. Urol Clin North Am. 2008 ; 35(1) : 1-12

9. FOXMAN B. Epidemiology of urinary tract infections: incidence, morbidity, and economic costs ; 2003 ; 49(2) : 53-70

10. SLEYUM S. N. et LAOUAR S., Infection urinaire chez la femme enceinte à propos de 24 cas colligés au laboratoire d’El-Mansoura (mère-enfant)

(46)

Constantine, Mémoire de Master, Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie ; Université des Frères Mentouri Constantine, 2016 ; 50p

11. HASSANE BOUGOUNON C., Les causes du décès des patients adultes sous traitement anti rétroviral au CERKES ; thèse de Doctorat, faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odonto-Stomatologie ; université de Bamako ; 2008 ; 103p.

12. PEGGY B., Infections bactériennes sévères non classant SIDA chez les personnes vivant avec le VIH : diagnostic microbiologique et profil de résistance aux antibiotiques, Thèse de médecine, Université de Bordeaux, 2015 ; 115p

13. GUPTA S.K., JUGE E., WINSTON J.A. et al. Guidelines for the Management of Chronic Kidney Disease in HIV-Infected Patients:

Recommendations of the HIV Medicine Association of the Infectious Diseases Society of America. Clin Infect Dis. 2005 ; 40 : 1559–1585

14. THIERRY B., évaluation des infections opportunistes au cours du traitement ARV dans le cadre de l’IMAARV, Thèse de Doctorat, Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odonto-Stomatologie, Université de Bamako, 2005 ; 75p 15. VICTORIA R. S. et FRANKLIN C. L., Urologic Problems in Patients with

Acquired Immunodeficiency Syndrome, The Scientific World Journal ; 2004 ; 4 : 427–437

(47)

ANNEXE 1 : Préparation des milieux de culture

 Gélose de Chapman

 Mettre 111g de poudre dans 1L d’eau distillée ;

 Mélanger jusqu'à obtention d’une solution homogène ;

 Laisser bouillir pendant 1min ;

 Stériliser à l’autoclave à 121°C pendant 15min ;

 Répartir en boîte de Pétri.

 Gélose Cystéine-Lactose-Electrolyte-Deficient

 Mettre en suspension 36,1g de milieu déshydraté (BK020) dans un litre d’eau distillée ou déminéralisée ;

 Porter lentement le milieu à ébullition sous agitation constante et l’y maintenir durant le temps nécessaire à sa dissolution ;

 Répartir en tubes ou en flacons ;

 Stériliser à l’autoclave à 121°C pendant 15 minutes.

Il a été ensuite coulé dans des boîtes de Pétri a raison d’un volume de 10 mL par boîte. Les plaques de gélose ainsi préparées ont été conservées au réfrigérateur à -4°C jusqu’à utilisation.

 Gélose lactosée à l’Eosine et au Bleu de Méthylène (EMB)

 Mettre 37,5g de poudre en suspension dans un litre d’eau distillée ;

 Porter à ébullition jusqu’à la dissolution complète ;

 Répartir la préparation dans des flacons ;

 Stériliser à l’autoclave à 121°C pendant 15 minutes.

 Gélose au sang frais + ANC

 Laisser refroidir à 45°-50°C la gélose Columbia préalablement préparée;

 Ajouter 5% de sang de mouton défibriné stérile, le mélange ANC

 Bien homogénéiser et couler en boîte de Pétri ;

 Laisser solidifier et conserver au réfrigérateur à 4°C.

(48)

ANNEXE 2 : Coloration de Gram Réaliser un frottis mince homogène avec le culot

 Technique

 Laisser sécher le frottis réalisé près du bec bunsen.

 Fixer le frottis en passant le dos de la lame une à deux fois à la flamme ;

 Placer le frottis à colorer horizontalement sur un support de coloration ;

 Recouvrir le frottis du violet de gentiane pendant une minute ;

 Rejeter le colorant et le rincer à l’eau courante ;

 Recouvrir ensuite le frottis de la solution de Lugol pendant une minute, rejeter le Lugol et le rincer de nouveau ;

 Procéder à une décoloration goutte à goutte avec de l’alcool à 95° jusqu’à l’apparition de la première goutte incolore ;

 Rincer abondamment la lame et le recouvrir de la fuchsine diluée au 1/10^ème pendant vingt secondes ;

Enfin rincer abondamment la lame à l’eau courante, laisser sécher le frottis.

 LECTURE

Examiner la lame colorée à l’objectif X100. Apprécier la présence ou non de germes, leur morphologie, leur Gram et leur mode de regroupement.

(49)

TABLE DES MATIERES

LISTE DES ENSEIGNANTS DU DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE ... II DEDICACE ... IV REMERCIEMENTS ... V HOMMAGES ... VI LISTE DES TABLEAUX ... VII LISTE DES ABREVIATIONS ET SIGLES ... VIII SOMMAIRE ... IX RESUME ... X ABSTRACT ... XI

INTRODUCTION ... 1

CHAPITRE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ... 3

I.1. INFECTIONS URINAIRES ... 4

I.1.1. Définition ... 4

I.1.2. Facteurs de risque ... 4

I.1.3. Les portes d’entrées des infections urinaires ... 5

I.1.3.1. Les voies de pénétration des bactéries ... 5

I.1.4. Complications d’une infection urinaire ... 5

I.1.5. Bactéries responsables des infections urinaires ... 5

I.1.6. Diagnostic biologique des infections urinaires ... 5

I.2. LE VIH ... 6

I.2.1. Définition ... 6

I.2.2. Manifestations cliniques ... 6

I.2.2.1. La primo-infection ... 6

I.2.2.2. La phase asymptomatique ... 7

I.2.2.3. La phase symptomatique/infections opportunistes (SIDA) ... 7

(50)

I.2.3. Mode de transmission. ... 7

CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES D’ETUDE ... 9

II.1. CADRE ... 10

II.1.1. Cadre institutionnel ... 10

II.1.2. Cadre technique ... 10

II.2. MATERIEL ... 11

II.2.1. Matériel biologique ... 11

II.2.2. Milieux de culture ... 11

II.2.3. Réactifs et colorants ... 11

II.2.4. Appareils ... 11

II.3. METHODES ... 11

II.3.1. Type d’étude ... 11

II.3.2. Préparation des milieux de culture ... 11

II.3.3. Critères d’inclusion ... 12

II.3.2. Prélèvement des échantillons biologiques ... 12

II.3.2.1. Echantillons d’urines ... 12

II.3.2.2. Echantillons de sang ... 12

II.3.3. Manipulations au laboratoire ... 13

II.3.3.1. Echantillon d’urines ... 13

II.3.3.1.1. Première jour... 13

II.3.3.1.2. Deuxième jour. ... 14

II.3.3.1.3. Troisième jour ... 17

II.3.3.1. Echantillons de sang ... 17

II.3.3.1.1. Dosage des lymphocytes T CD4 ... 17

Chapitre III : RESULTATS ET COMMENTAIRE ... 18

III.1.1. Caractéristiques de la population d’étude... 19

III.1.2. Résultats de la culture. ... 22

III.2. COMMENTAIRE ... 28

TABLE DES MATIERES ... 37