Conception of an anti-infectious and MRI visible mesh used for pelvic organs prolapse and abdominal hernias surgery

Disponibleenlignesur

www.sciencedirect.com

IRBM33(2012)78–85

Article original

Conception d’un treillis anti-infectieux et visible en IRM pour la prise en charge chirurgicale des prolapsus génitaux et des hernies abdominales

Conception of an anti-infectious and MRI visible mesh used for pelvic organs prolapse and abdominal hernias surgery

O. Guillaume

, S. Blanquer

, V. Letouzey

, C. Paniagua

, L. Lemaire

, F. Franconi

, J.-P. Lavigne

, O. Lefranc

, P. Gravagna

, R. de Tayrac

, J. Coudane

, X. Garric

aMaxMousseronInstituteofBiomolecules(IBMM),UMRCNRS5247,facultédepharmacie,universitéMontpellier-1,universitésMontpellier-2,15,avenue C.-Flahault,34093Montpellier,France

bServicedegynécologieobstétrique,CHUdeCaremeau,30100Nîmes,France

cMicro-etnanomédecinesbiomimétiques–MINT,universitéd’Angers,49933Angers,France

dInserm,U1047,UFRofmedicine,universityMontpellier-1,30908Nîmescedex02,France

eSofradim-Covidien,116,avenueduFormans,01600Trévoux,France

Rec¸ule21d´ecembre2011;rec¸usouslaformeréviséele18janvier2012;acceptéle18janvier2012 DisponiblesurInternetle3mars2012

Résumé

Laposechirurgicaledeprothèsesafindepallierlesdescentesd’organesdelazonepelvienneoupariétaleestuneopérationdeplusenplusfréquente etrequièrel’implantationdeplusde1200000dispositifsmédicauxannuellement.Or,lescasdecomplicationsetderéinterventionschirurgicales restenttrèsélevés,principalementdusauxinfectionsassociéesàuneréponseinflammatoireimportante,ainsi qu’auxérosions,expositionset migrationsdesprothèses.Cestravauxprésententdifférentesstratégiespermettantd’apporterdespropriétésderésistanceàl’infectionetdesuivi postopératoireàl’aided’unevisibilitéenIRMàdestreillis.Pourcela,unenrobagedepolymèresdégradables(polyesters)piégeantdesantibiotiques estcrééàl’aided’unaérographeautourdesfilamentsdestreillistoutenconservantleursaspectsmorphologiquesetleurspropriétésmécaniques.Cet enrobagetemporairepermetunelibérationprolongéedeprincipesactifsinhibantl’adhésionbactérienne,laformationdebiofilmetlaprolifération bactériennepériprothétiquependantplusdetroisjoursinvitro.Parallèlement,despolymèrescontenantdesagentsdecontrastegrefféssurleur squelettecarbonéontétéutiliséscommeagentd’enrobage,afind’apporterdespropriétésdevisibilitéenIRMauxtreillis.Invitro,cestreillis enrobésinduisentunsignalsignificatifenIRMexpérimentale(7Tesla)etprésententunetrèsbonnestabilitédel’agentdecontraste,quelleque soitlatechniquedestérilisationemployée.

©2012ElsevierMassonSAS.Tousdroitsréservés.

Abstract

Surgicaloperationsforsofttissuereinforcement(i.e.pelvicorgansprolapseorabdominalhernias)arecommonproceduresandrequireannually atleast1,200,000of prostheses. Unfortunately,postoperatorycomplications and reinterventions are stillimportant,mainly due to infection, inflammation,erosion,expositionormeshesmigration.Wepresenthereseveralstrategiestobringtomeshesanti-infectiveresistanceandclinical follow-upcapabilitythroughanMRIvisiblematerial.Acoatingofthemeshbydegradablepolymers(polyesters)trappingantibioticswascreated usinganairbrushingtechnique,withoutmodifyingdramaticallythemorphologyandthemechanicalpropertiesofthemeshes.Thistemporary drugreservoir-coatingallowsasustainedreleaseofthedrugsandhamperinvitrobacterialcontaminationandbiofilmformationonthemeshes, associatedtoalargeperiprostheticmicroorganismgrowthinhibitionforaminimumofthreedays.Simultaneously,magneticresonancecontrast

∗Auteurcorrespondant.

Adressee-mail:xavier.garric@univ-montp1.fr(X.Garric).

1959-0318/$–seefrontmatter©2012ElsevierMassonSAS.Tousdroitsréservés.

doi:10.1016/j.irbm.2012.01.007

agentwasgraftedontothebackboneofpolymersandusedascoatingmaterialinorderto bringMRIvisibilitypropertytomeshes.Invitro, polymers-contrastagentcoatinginduceasignificantsignalinanexperimentalMRI(7Tesla)andnocontrastagentreleasewasobservedduring thestabilitystudies,whateverthesterilizationproceduresused.

©2012ElsevierMassonSAS.Allrightsreserved.

1. Introduction

Lesprolapsusdesorganesgénitauxetlesherniesdelaparoi abdominalesont des troubles de plus en plusfréquents dans lessociétésindustrialisées,favorisésparunepopulationatteinte de surpoids et majoritairement vieillissante [1,2]. Le traite- ment de ces troubles est principalement chirurgical, à l’aide de matériaux prothétiques (treillis) permettant de reposition- nerl’organe prolabé etde renforcerles tissusdéfaillants [3].

Cependant,l’utilisationdecesmatériauxestlimitéeparlerisque d’infectionchronique,d’inflammationmaisaussidemigration [4],derétraction[5],d’érosiontissulaireoud’expositionprothé- tique[6],pouvantêtreresponsablesderejetplusieursmoisvoire annéesaprèsimplantation[7].Cestravauxprésententdifférentes stratégiespermettantd’apporterdespropriétésderésistanceà l’infectionàdestreilliscommercialisésainsiquedevisualisation enIRMautorisantunsuivipostopératoiredesprothèses.

Pourcela,destreillisanti-infectieuxsontdéveloppésenenro- bant les filaments de prothèses d’un réservoir en polymères biocompatibles et dégradables (polyesters de type poly[␧- caprolactone]et poly[DL-acidelactique]). Danscet enrobage estpiégée uneassociation de principesactifs anti-infectieux.

L’enrobageestréaliséàl’aided’unsystèmed’aérographeper- mettantlapulvérisationsuccessivementdeplusieurscouchesde nature différente[8].Les associations d’agentsanti-infectieux présententunlargespectred’action,notammentsurlesgermes responsablesd’infectionsnosocomialesenuro-gynécologieou enviscérale[9,10].Desétudesontétéréaliséesafindedéfinir:

• l’associationbi-antibiothérapielaplusefficace;

• lesquantitésminimalesd’antibiotiquesàajouterauxtreillis pouravoiruneefficacitémaximaleinvitro;

• l’optimisationdusystèmed’enrobageafind’obteniruneciné- tiquedelibérationprolongéesurtroisàquatrejours;

• l’influencedelastérilisationsurlastabilitédesprincipesactifs etsurlescinétiquedelibération.

Parallèlement,des polymères ont été synthétisés par acti- vation anionique permettant de greffer de manière covalente etdurableunagentdecontrasteenIRM (DTPA-Gd)sur, soit un polymère dégradable, la poly(␧-caprolactone) (PCL), soit un polymère biostable, le poly(acrylate de méthyle) (PAM) [11–13].Laprésencedecetagentdecontrastesurlachaînedes polymèrespermetderehausserlesignaldespoudresdepoly- mères.Aprèsenrobagedestreillisparcesnouveauxpolymères, lerehaussementdusignalinduitparlaprésence del’élément Gd³⁺autoriseunevisualisationinvitrodel’ensembledelapro- thèse.Ilestalorspossibled’apprécieren IRMlastructurede laprothèse,samorphologieouencoresaporosité.Lastabilité de l’agent de contraste estsuffisante pour pouvoir visualiser les matériaux pendant plusieurs mois, même aprèsavoir été

stérilisés.CespolymèresvisiblesenIRMneprésententpasde signesdetoxicitélorsdesétudesinvitrosurdeslignéesfibro- blastiques. L’intérêt de ces travaux de recherche résidedans lapossibilitédelocaliseruneprothèseenIRMsur decourtes périodes,parl’utilisationdelaPCL-DTPA-Gdquiestunpoly- mèredégradable,ouaucontrairesurdepluslonguespériodes, parl’utilisationduPAM-DTPA-Gdquiestunpolymère bios- table.

2. Matérieletméthodes

2.1. Conceptiondeprothèsesanti-infectieuses 2.1.1. Matérielutilisé

Lestreillisenpolypropylène(PP)sontfournisparlasociété Covidien-SofradimProduction,lesantibiotiquessontcommer- cialisésparlasociétéSigma-Aldrich(ofloxacineetrifampicine), la PCL provient de Sigma-Aldrich, tandis que le poly(D L- acide lactique) (PLA50) estsynthétisé au laboratoirepar une technique de polymérisation par ouverture de cycle. Le sys- tèmed’enrobageutiliséestunaérographefourniparHarder&

Steenbeck.

2.1.2. Formulationdetreillisanti-infectieux

Unenrobagedepolymèreréservoir(PCLouPLA)piégeant lesprincipesactifs estcrééautour desfilamentsdetreillis en PP par pulvérisations successives de solutions de polymère- antibiotique(1%m/vdansdel’acétone)directementàlasurface du matériau. Après séchage sous vidependant 12heures, un dernier enrobageestréaliséavecdessolutionscontenant uni- quement le polymère dissous. L’ensemble est séché pendant 12heures,suivid’unepeséefinaleafindedéfinirlamassedes couchesdéposées.Lamorphologiedestreillisestcaractériséeà l’aided’unmicroscopeélectroniqueàbalayageenvironnemen- tal(MEBE,PhilipsXL30,10kV)etparunmicroscopeoptique (MO,stéréomicroscopeLeicaMZ6).Uneétudedespropriétés mécaniquesdes treillis enrobés encomparaison àceux avant enrobageestréaliséeenutilisantunappareilàtractionInstron 4444.

2.1.3. Techniquesdedosagedesprincipesactifs

Les cinétiques de libération des principes actifs contenus dans les treillisanti-infectieux sont obtenues grâce àun sys- tèmede chromatographieliquidehauteperformance(HPLC).

Pour cela,lestreillis sontimmergésdans 10mLde solutions tampon phosphate (PBS) maintenus à 37^◦C sous agitation.

Aux différenteséchéances, 10␮L des solutions delibération sont injectésdans l’HPLC. La phasestationnaire consiste en une colonne de Kinetex PFP, et la phase mobile consiste en un mélange de solvant (débit 1mL/min) en palier selon l’ordresuivant:acétonitrile/eau(20/80)pendantdeuxminutes;

acétonitrile/eau (60/40) de deux à 13minutes, puis acétoni- trile/eau (20/80) de 13à 20minutes. Grâce à ces paliers de solvants,letempsderétentiondel’ofloxacineestde5,2minutes (détectionà294nm)etceluidelarifampicineestde13,6minutes (détectionà343nm).

2.1.4. Efficacitéantibactérienneinvitro

L’efficacité antibactérienne des treillis estévaluée invitro surdifférentsmicroorganismesissusd’isolatscliniques(CHU deNîmes).Pourcela,destestsd’évaluationdel’inhibitionde l’adhésiondesbactériesetdelaformationdebiofilmsontréa- liséssuivantlaméthodedeBalazs[14]surEscherichiacoliet Staphylocoque epidermidis.Ces tests sontcomplétéspar une évaluation du diamètre d’inhibition péri-prothétique des dif- férentstreillis sur E.coli,S.epidermidis,S.aureusrésistant à la méticilline (SARM), Enterococcus faecalis, Pseudomonas aeruginosaouKlebsiellapneumonia.

2.2. ConceptiondepolymèresvisiblesenIRM 2.2.1. Matérielutilisé

LaPCLetlePAMsontfournisparSigma-Aldrich.Lespoly- mèresgreffésàl’agentdecontraste(legadoliniumcomplexéà l’acidediéthylène penta-acétiquecomplexé)(DTPA-Gd),sont synthétisésaulaboratoireparactivationanionique,permettant l’obtentiondelaPCL-DTPA-GdetduPAM-DTPA-Gd.

2.2.2. ÉvaluationdelavisualisationdespolymèresenIRM Les essais de visualisation en IRM sont réalisés sur les poudres de polymères ainsi que sur des prothèses enro- bés de ces polymères. Les échantillons sont placés dans un gel d’agar dégazé puis analysés à l’aide d’une IRM expéri- mentale fonctionnant avec un champ magnétique de 7Tesla (séquenced’acquisitionéchodespin(ES)detypeRARE(Rapid AcquisitionforRelaxationEnhancement) avecTR=2000ms, TE=31,7msetundélaid’inversionde1300ms).

2.2.3. Formulationetétudedestabilitédestreillisvisibles enIRM

Destreillissontenrobésparaérographieenpulvérisantdes solutionsdePCL-DTPA-GdoudePAM-DTPA-Gddissousdans l’acétone(1%m/v)surlasurfacedestreillis.Aprèsséchage,ces treillissontincubésdansdesgelsd’agaravantd’êtreanalysésen IRM.Deplus,uneétudedelastabilitéinvitrodecesnouveaux agentsdecontrasteestréaliséeenincubantlestreillisenrobés dans10mLdetamponphosphate(PBS)maintenussousagita- tion(130rpm)età37^◦C.Auxdifférenteséchéances,1mLdes solutionsdestabilitéestprélevéetlacompositionengadolinium (Gd³⁺)estdéterminéeparundosageenICP-MS(spectrométrie de masse couplée à un plasma inductif), puis 1mLde solu- tion fraîche de PBSest ajouté. En parallèle, des treillis sont régulièrementanalysésenIRMafind’évaluerladurabilitéde l’hypersignalaucoursdutemps.

2.2.4. Étudedecytocompatibilitéinvitro

Les fibroblastes utilisés sont, soit une culture primaire d’origine dermique humaine, soit une lignée recommandée

parl’AFNOR(lignéemurine,L-929).Lesfilmsdepolymères (PAM-DTPA-Gd etPCL-DTPA-Gd,et leurstémoins PAMet PCL)sontobtenusparaérographiedirectementdanslefondde boîtedeculture24puits.Cinqmillesfibroblastessontdéposés sur lasurfacedechaque filmdans1mLdemilieudeculture.

Auxdifférentstemps,untestMTTestréaliséentriplicataafin d’évaluerlenombredecellulesprésentesparquantificationde leuractivitémitochondriale.

En parallèle, nous évaluons la capacitédes cellules fibro- blastiquesàcoloniserlestreillisenrobésencomparaisonàceux commerciauxavantmodification.Pourcela,destreillisPP,des treillisenrobésdePCLoudePAM,ainsiquedestreillisenro- bés de polymères visiblesen IRM (treillisPCL-DTPA-Gd et treillis PAM-DTPA-Gd) sont découpés en disque de 15mm.

Ces disquessontdéposés dansunesuspensiondefibroblastes (400000cellules/mL)etagitésavecunagitateuràrouleaupen- dantdeuxheures.Aprèsrinc¸age,lesdisquessontmisenculture dansduMEMcomplet.Auxdifférenteséchéances,uneobserva- tiondescellulesprésentessurlasurfacedestreillisestréaliséeau MEB,associéeàuneobservationdelavitalitédesfibroblastes qui estréaliséeaumicroscopeconfocalàfluorescencesuiteà unecolorationauLiveandDead.

3. Résultats

3.1. Développementdetreillisanti-infectieux 3.1.1. Miseaupointdelaméthoded’enrobagepar aérographie

Un enrobagepar aérographieestréalisé autourdes treillis commerciauxmacroporeuxcomposésdemonofilamentsdePP tricotés(grammage38g/m²).Desquantitéscroissantesdepoly- mère (polyesters dégradables: PCL ou PLA) sont déposées à la surface des treillis afin de déterminer ledépôt maximal n’influenc¸antpasdemanièredrastiquelespropriétésdestreillis.

Nousavonsdéfiniqu’unenrobagede20mgdepolyesterspar treillis de 9cm²présente un réservoir potentiel de principes actifsintéressant,sansmodifierlescaractéristiquesmorpholo- giquesdestreillis(Fig.1).Cetenrobageprésenteuneépaisseur de20␮mautourdesfilamentsdestreillisenPPde100␮mde diamètre.

L’étude des paramètres mécaniques de treillis enrobés de polymère nerévèlepasdemodificationsmajeuresparrapport à ceux avant enrobage concernant l’élongation à la rup- ture(TreillisPP=150±10%etTreillisenrobés=140±9%), la contrainte à la rupture (Treillis PP=7,3±0,5MPa et Treillis enrobés=7,5±1,1MPa) ou encore sur le module de plasticité (Treillis PP=7,6±1,0MPa et Treillis enro- bés=4,5±0,1MPa). En revanche, la rigidité des treillis enrobés est significativement augmentée par rapport aux treillis initiaux en PP (TreillisPP=4,0±0,5et Treillis enro- bés=34,1±9,3MPa).Cependant,cesmodificationsnesontpas rédhibitoirescardestreilliscommercialisésactuellementdesti- nés à lachirurgie uro-gynécologiqueprésentent desmodules d’élasticitéprochesde42MPa[15].

Fig.1.Illustrationaumicroscopeoptiqueetaumicroscopeélectroniqueàbalayageenvironnementaldestreillisenpolypropylèneavantenrobage(AetB)etdes treillisaprèsenrobage(CetD),leséchellesreprésentent1mm(AetC)et100␮m(BetD).

3.1.2. Conceptionetefficacitédeprothèsespiégeantdes agentsantibiotiques

Afinquelesprothèsesanti-infectieusesprésententunlarge spectreantibactérien etqueces dernièresévitentl’émergence debactériesrésistantes,deuxantibiotiquessontincorporésdans cetenrobagedepolymère(ofloxacineetrifampicine).Cedépôt estobtenuparunetechniqued’enrobagedetroiscouchessuc- cessivesréaliséàl’aided’unaérographe.Lesétudesd’efficacité antibactérienneinvitroont démontréqu’unmélangede2mg deces principesactifs (50/50m/m)associé à20mgde PCL- PLAestsuffisant pourinduireuneefficacitémaximalesurde nombreuxgermes.

Eneffet,cesnouveauxtreillisinhibentl’adhésiond’E.coliet deS.epidermidisetlimitentlacapacitédecesbactériesàformer dubiofilmsurcesprothèses.Deplus,cestreillisanti-infectieux induisentuneinhibitiondelaproliférationbactériennesurdes diamètrespéri-prothétiquessignificatifssurdesgermesBacilles à Gram– (E.coli, P. aeruginosa, K. pneumoniae) et Cocci à Gram+(S.epidermidis,S.aureus,SARM,E.faecalis)(Fig.2).

Contrairementauxtémoinssansantibiotiquesquisontrapide- mentcontaminés(Fig.2AetB).

Deplus,l’enrobageenpolymèredégradableutilisépourpié- gercesantibiotiquespermetunelibérationdecesprincipesactifs pardiffusionpendant48à72heures(Fig.2D).Cettelibération

prolongée autorise une activitéantibactérienne de ces treillis pendantaumoins72heures(Fig.2C).

Nousavonsensuiteévaluél’influencedelastérilisationsur lastabilité des poudresde principeactifet surleur cinétique de libération des treillis anti-infectieux (stérilisationpar irra- diationGamma,source⁶⁰Co).L’analysedeschromatogrammes despoudresdeprincipeactifaprèslastérilisationnerévèlela présence d’aucunproduit dedégradation, etlescinétiquesde libérationnesontpasmodifiées.

3.2. DéveloppementdetreillisvisiblesenIRM

3.2.1. Synthèsedespolymères-DTPA-Gdetvisualisationen IRM

Uneméthodedemodificationparactivationanioniquedéjà décrite au laboratoire est utilisée afin de greffer de manière covalenteetavecuneliaisondetypecarbone-carboneleDTPA (complexant duGd³⁺)sur laPCL ousurlePAM [12,13].La Fig.3AillustrelastructuredelaPCL-DTPAaprèscomplexation aveclegadolinium.Aveccetteméthoded’activation,lestauxde greffageduDTPAsurlaPCLousurlePAMsontglobalement comprisentre1et4%.

Aprèssynthèsedespolymères,cesdernierssontinclusdans un gel d’agar et analysés avecune IRM 7Tesla. La Fig.3B

Fig.2.Illustrationd’unbiofilmbactériensurdestreillisenPP(A).Diamètresd’inhibitionobtenusautourdetreillistémoinenpolypropylèneetaprès72heures autourdestreillisanti-infectieuxsurS.epidermidis(BetC).CinétiquesdelibérationdesdeuxantibiotiquesdanslePBSà37^◦C(D).

illustrel’absencederehaussementdesignaldugelseul(1)ou aprèsinclusionde laPCL-DTPA (2). Tandis quelaprésence dugadolinium dans letube contenantle Magnévist^® (àbase deDTPA-Gd)induituneffetT1surtoutelasurfacedupilulier, dûàladiffusiondescomposantsdanstoutlegel(3).Lepilulier 4contenantdelapoudredePCLgrefféeauDTPA-Gdpermetun rehaussementdesignalsignificatifenT1,uniquementauniveau de la zone d’inclusion du polymère dans le gel, signe d’une absencedediffusiondel’agentdecontrastedanslemilieu.

3.2.2. VisualisationdeprothèsesenIRMetétudedela stabilitédel’agentdecontraste

Aprèsavoirvalidélapossibilitédevisualiserlespoudresde polymères-DTPA-GdenIRM,destreillissontenrobésdePCL- DTPA-GdetdePAM-DTPA-Gd.Aprèsinclusiondansdesgels, lestreilliscommerciauxnonenrobésnerehaussentpaslesignal enIRM(Fig.3C).Alorsquelestreillisenrobésdepolymère- DTPA-Gdinduisent uneffet T1significatif quipermet de les localiserparfaitementdanslegeletd’apprécierlamorphologie et la porosité de ces treillis (exemple d’un treillis enrobéde PCL-DTPA-Gd,Fig.3D).

Afind’évaluerlastabilitédeces enrobagesàbased’agent decontraste, uneétude de libérationdu gadoliniumestréali- séeàpartirdetreillisenrobés.LaFig.3Emontrequelorsque l’agent decontrasten’estpasgreffé aupolymère d’enrobage,

leDTPA-Gddiffuseinstantanémenthorsdel’enrobage.Alors quelestreillisenrobésdePCL-DTPA-GdoudePAM-DTPA-Gd nelibèrentquedetrèsfaiblesquantitésdeGd(<2,7%) après 27semainesdestabilité.Enparallèle,lerehaussementdusignal destreillisenrobésestsimilairequelquessoitladuréedel’étude destabilité.

De plus, les techniques de stérilisation employées dans l’industriebiomédicale(stérilisationparirradiationGammaou pargazoxyded’éthylène)nemodifientnilastabilitédel’agent decontrastenil’effetT1destreillisenrobésaucoursdutemps.

3.2.3. Étudedecytocompatibilitéinvitro

Des études de cytocompatibilité sont réalisées avec des fibroblastes afin d’évaluer leur capacité à proliférer sur les polymères-DTPA-Gd par rapport aux témoins polystyrène (TCPS) et les polymères avant modification. Les premières étudesréaliséessurdesfilmsdepolymèrenedémontrentaucune cytotoxicitédelaPCL-DTPA-GdetduPAM-DTPA-Gdparrap- portauxdifférentstémoins.Eneffet,lestestsMTTréalisésaux différentstempsmontrentquelescellulesprolifèrentconvena- blementsurlasurfacedesfilms,etaucunemoléculemarqueur de toxicitén’est retrouvée dans lesurnageantdes milieuxde culture(lactatedéshydrogénaseouinterleukine-6).Deplus,les testsdeproliférationdesL-929surlestreilliscommerciauxet ceux enrobés depolymères visibles enIRM révèlent queles

Fig.3.StructuredelaPCL-DTPA-Gd(A)etefficacitédecepolymèreàrehausserlesignalenIRM7Tesla(B4)parrapportauxtémoinsnégatifs(B1,geletB2, PCL-DTPA)etautémoinpositif(B3,Magnévist^®).Visualisationdel’effetT1destreilliscommerciauxavantenrobage(C)etaprèsenrobageaveclaPCL-DTPA-Gd (D).EtudedestabilitédansduPBSà37^◦Cd’untémoin(treillisenrobésdepolymère+Magnévist^®[ ])comparéauxtreillisenrobésdePCL-DTPA-Gd( )et dePAM-DTPA-Gd( ).

cellulescolonisent trèsrapidementceuxenrobés depolymère PCL-DTPA-Gdou PAM-DTPA-Gd(Fig.4Bet C).L’analyse aumicroscopeconfocalàfluorescenceaprèscolorationauLive andDeadnouspermetdeconclurequelescellulessontviables (vertes,Fig.4EetF).Contrairementauxcellulesprésentessur lestreilliscommerciauxenPPquinese développentquetrès marginalement (Fig. 4A), et qui présentent une fluorescence rouge(cellulesmortes,Fig.4D).

4. Discussion

Suiteàl’implantationdetreillispour remédierauxhernies abdominalesouauxprolapsusdesorganesgénitaux, denom- breuses complications postopératoires surviennent quelques semaines,quelquesmoisvoirequelquesannéesaprèsl’actechi- rurgical [16–18].L’une des complications critiques associées auximplants médicauxestl’infection[19].Bienqu’untraite- mentantibio-prophylactiquesoitgénéralementadministréaux patientsaumomentdel’opération,lestauxd’infectiondeces treillisvariententre1à16%[20],etlaseulesolutionpossible

nécessitetrèssouventl’exérèsedumatériaucontaminé.Afinde pallierceproblème,nousavonsdéveloppéunenrobageconsti- tuédepolymèresbiocompatiblesetdégradablesayantunrôle de réservoir temporaire de principes actifs. Cetenrobage est déposé par aérographie directement sur la surface de treillis commerciauxenmonofilamentsdePPtricotés.Afindecréerdes treillis présentantuneactivitéantimicrobiennesur lesgermes responsables d’infections nosocomiales en chirurgiepariétale ouuro-gynécologique,deuxantibiotiquesontétéincorporésaux treillis(ofloxacineetrifampicine).Desétudesréaliséesinvitro nousontpermisdeciblerlesdosesd’agentsactifsefficacessur des bactéries bacillesà Gram– et coques à Gram+. De plus, cette techniqued’enrobage obtenuparaérographiepermet de libérerlesprincipesactifs demanièreprolongéesur72heures enlimitantl’«effetburst»initial.Cescinétiquesdelibération interviennentdirectementsurladuréedel’efficacitédecesnou- velles prothèses anti-infectieuses. In vitro, le développement bactérienpéri-prothétiqueetlacontaminationdestreillisanti- infectieuxsontinhibéspendantaumoinstroisjours.Desétudes complémentairessontencoreàréaliserafind’évaluerl’efficacité

Fig.4.ObservationaumicroscopeélectroniqueàbalayagedestreillisenpolypropylèneavantenrobageetaprèsenrobagedePCL-DTPA-GdoudePAM-DTPA-Gd aprèshuitjoursdecultureaveclesfibroblastesL-929(A–C),etobservationaumicroscopeconfocalàfluorescenceaprèsunecolorationLiveandDeaddestreillis PP,PCL-DTPA-GdouPAM-DTPA-Gd(D–F).

decesnouveauxtreillisanti-infectieuxdansunmodèleanimal dehernieinfectée[21].

Endehorsdurisqued’infection,lesuivipostopératoiredes prothèsesutiliséesenchirurgieesttrèsdifficile,voireimpossible enutilisantlesoutilsd’imagerieactuelle,etnotammentl’IRM [22,23].Cesdernièresannées, quelqueséquipesderecherche tentent d’incorporer des systèmes au sein de treillis afin de leslocaliserenIRM,maisàcejourtrèspeuderésultatssont concluants[24,25].Lastratégiechimiquedéveloppéeaulabo- ratoireapermisdegrefferdemanièredurableuncomplexant duGd³⁺ (leDTPA), sur le squelettede polymère dégradable (PCL) ou biostable (PAM) pour viser des applications bio- médicalestemporairesoupermanentes[12,13].Lespolymères obtenus(PCL-DTPA-GdetPAM-DTPA-Gd)induisentuneffet T1significatiflorsdel’analyseenIRM7Tesla.Deplus,lorsque ces polymères sont utilisés en tant qu’agent d’enrobage de treillis,il estalors possiblede localiserlestreillis enrobés et d’apprécierleurmorphologie,tandisqueceuxcommerciauxen PP n’induisent aucun rehaussement de signal. Lesétudes de stabilité du complexe et de la pérennitédu rehaussement du signaldestreillisenrobésontdémontréque,invitro,d’infimes quantitésdegadoliniumsontlibérées dansletemps.De plus, lesignalenIRMémisparlaprésenceduGdsurlestreillisest constantmêmeaprès27semainesd’incubationdanslePBS.Les techniquesdestérilisationemployéesdansl’industriemédicale (irradiationetgaz)n’influencepaslastabilitédecesnouveaux agentsde contrasteinsolubles.L’évaluationde latoxicitédes polymères-DTPA-Gd ne révèle pas de signes de cytotoxicité

particulierscarlesfibroblastesprolifèrentcorrectementsurles filmsdepolymèresetaussisurlestreillisenrobés.

5. Conclusion

De nombreuses complications postopératoires surviennent plusieurs moisvoire plusieurs annéesaprèsl’implantationde dispositifsmédicaux,etnotammentdansledomainedelachi- rurgie des tissus mous. Ces travaux présentent deux axes de recherchequivisentàapporteràlafoisdespropriétésderésis- tanceàl’infection etdevisibilité enIRMàdestreillisenPP.

Autour desfilamentsdePP,unenrobageestréaliséàbasede polymèresdégradablespiégeantdeuxantibiotiques.Ladiffusion decesagentsactifsempêchel’adhésion,laformationdesbio- filmsetledéveloppementbactérienautourdesprothèsespendant aumoins72heures.Afind’autoriserlalocalisationdesprothèses aprèsimplantation,nousavonsdéveloppéunenrobageàbase depolymèresgreffésàunagentdecontrasteinduisantuneffet T1enIRM.CetenrobageinduitunsignalsignificatifenIRMet constantdansletemps,ettrèspeudegadoliniumsontlibérésau cours desétudesdestabilitéinvitro.L’ensembledesrésultats invitroestconcluantetdoitêtrepoursuivipardestestsinvivo visantàlocalisercesmêmesprothèsesenrobésaprèsavoirété implantéesdansdesanimaux.Sicesrésultatsinvivosontconfir- més,cesprogrèspeuventêtreunoutild’intérêtmajeurpourles chirurgiensetlesradiologues.

Déclarationd’intérêts

Lesauteurs déclarentnepasavoirdeconflits d’intérêtsen relationaveccetarticle.

Remerciements

Cetravailaétéfinancéegrâceàl’aideapportéedanslecadre duprogrammeANRTECSAN2008(projetTREBARO)etàune allocationderechercheduministèredel’Éducationnationale,de l’EnseignementsupérieuretdelaRecherche.Nousremercions également DrOlivier Bruguier (Géosciences, Montpellier)et DrChantalCazevieille(IURC,Montpellier)pourlesanalyses enICP-MSetMEB.

Références

[1]RutkowIM.SurgicaloperationsintheUnitedStates.Then(1983)andnow (1994).ArchSurg1997;132(9):983–90.

[2]AnthonyT,BergenPC,KimLT,HendersonM,FaheyT,RegeRV,etal.

Factorsaffectingrecurrencefollowingincisionalherniorrhaphy.WorldJ Surg2000;24(1):95–100.

[3] EarleD,RomanelliJ.Prostheticmaterialsforhernia:what’snew?Contemp Surg2007;63.(2):63–9.

[4] AgrawalA,AvillR.Meshmigrationfollowingrepairofinguinalhernia:a casereportandreviewofliterature.Hernia2006;10(1):79–82.

[5]DietzHP,ErdmannM,ShekKL.Meshcontraction:mythorreality?AmJ ObstetGynecol2011;204(2),173.e1–4.

[6]DeffieuxX,HuelC,deTayracR,BotteroJ,PorcherR,GervaiseA,etal.

Vaginalmeshextrusionaftertransvaginalrepairofcystoceleusingapros- theticmesh:treatmentandfunctionaloutcomes.JGynecolObstetBiol Reprod(Paris)2006;35(7):678–84.

[7]DiwadkarGB,BarberMD,FeinerB,MaherC,JelovsekJE.Complica- tionandreoperationratesafterapicalvaginalprolapsesurgicalrepair:a systematicreview.ObstetGynecol2009;113(2Pt1):367–73.

[8]GuillaumeO,LavigneJP,LefrancO,NotteletB,CoudaneJ,GarricX.New antibiotic-elutingmeshusedforsofttissuereinforcement.ActaBiomater 2011;7(9):3390–7.

[9]Bafghi A, Benizri EI, Trastour C, Benizri EJ, Michiels JF, Bon- gain A. Multifilament polypropylene mesh for urinary incontinence:

10casesofinfectionsrequiringremovalofthesling.BJOG2005;112(3):

376–8.

[10]FalagasME, KasiakouSK.Mesh-related infectionsafterherniarepair surgery.ClinMicrobiolInfect2005;11(1):3–8.

[11]Ponsart S, Coudane J, Vert M. A novel route to poly(epsilon- caprolactone)-basedcopolymersviaanionicderivatization.Biomacromo- lecules2000;1(2):275–81.

[12]Blanquer S, Guillaume O, Letouzey V, Lemaire L, Franconi F, PaniaguaC,etal.Newmagnetic-resonance-imaging-visiblepoly(epsilon- caprolactone)-basedpolyesterforbiomedicalapplications.ActaBiomater 2012;8(3):1339–47.

[13]BlanquerS,CoudaneJ,deTayracR,GarricX,LetouzeyV,GuillaumeO, inventors.Hydrophobicpolymerforproducingmedicaldevicesvisiblein MRI.2011[InternationalPatentWO2011004332].

[14] BalazsDJ,TriandafilluK,WoodP,ChevolotY,vanDeldenC,HarmsH, etal.InhibitionofbacterialadhesiononPVCendotrachealtubesbyRF- oxygenglowdischarge,sodiumhydroxideandsilvernitratetreatments.

Biomaterials2004;25(11):2139–51.

[15]ParienteJL,VillarsF,BramR,IbarboureE.Mechanicalevaluationof varioussuburethraltapesusedforthetreatmentofstressurinaryinconti- nence.ProgUrol2005;15(6):1106–9.

[16]HendrixSL,ClarkA,NygaardI,AragakiA,BarnabeiV,McTiernanA.Pel- vicorganprolapseintheWomen’sHealthInitiative:gravityandgravidity.

AmJObstetGynecol2002;186(6):1160–6.

[17]OlsenAL,SmithVJ,BergstromJO,CollingJC,ClarkAL.Epidemiologyof surgicallymanagedpelvicorganprolapseandurinaryincontinence.Obstet Gynecol1997;89(4):501–6.

[18]BoylesSH,WeberAM,MeynL.Proceduresforpelvicorganprolapsein theUnitedStates,1979-1997.AmJObstetGynecol2003;188(1):108–15.

[19] Bliziotis IA,KasiakouSK,KapaskelisAM,FalagasME.Mesh-related infectionafterherniarepair:casereportofanemergingtypeofforeign-body relatedinfection.Infection2006;34(1):46–8.

[20]CobbWS,HarrisJB,LokeyJS,McGillES,KloveKL.Incisionalhernior- rhaphywithintraperitonealcompositemesh:areportof95cases.AmSurg 2003;69(9):784–7.

[21]MatheML,LavigneJP,Oliva-LauraireMC,GuiraudI,MaresP,deTay- racR. Comparisonof differentbiomaterialsfor vaginalsurgeryusing an in vivo model of meshes infectionin rats. Gynecol Obstet Fertil 2007;35(5):398–405.

[22]ZintherNB,ZeutenA,MarinovskijE,HaislundM,Friis-AndersenH.

FunctionalcineMRIandtransabdominalultrasonographyfortheassess- mentofadhesionstoimplantedsyntheticmesh5-7yearsafterlaparoscopic ventralherniarepair.Hernia2010;14(5):499–504.

[23]LaprayJF,CostaP,DelmasV,HaabF.Theroleofmedicalimaginginthe explorationofpelvicfloordisorders.ProgUrol2009;19(13):953–69.

[24]KraemerNL,HankCW,OttoJ,HodeniusM.AconceptforMRvisualiza- tionofsurgicaltextileimplants.InvestRadiol2010;45(8):477–83.

[25]OttoJ,KrämerNG,KrombachA,SlabuI,HodeniusM,BaumannM,etal.

ConceptofVisiblemeshandpossibilitiesforanalysisofmeshmigration andshrinkage.In:SchumpelickV,FitzPatrickDP,editors.Herniarepair sequelae.Springer;2010.