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Alban Mathieu
To cite this version:
Alban Mathieu. Etude fonctionnelle de la communauté microbienne de la peau par une approche métagénomique. Autre. Ecole Centrale de Lyon, 2014. Français. �NNT : 2014ECDL0010�. �tel- 02140144�
DOCTEUR DE L’UNIVERSITÉ DE LYON Délivré par l’
ÉCOLE CENTRALE DE LYON École doctorale : EEA
Spécialité : Génomique microbienne
Par Alban Mathieu
Etude fonctionnelle de la communauté microbienne de la peau par une approche métagénomique
Directeur de thèse: Pascal SIMONET
Soutenue à l’Ecole Centrale de Lyon, Ecully Le 25 Avril 2014
Devant le jury composé de
Prof. Max Maurin, Institut de Biologie et Pathologie,
CHU de Grenoble. Rapporteur
Dr. Jean François Brugère, Université d’Auvergne,
Clermont-‐Ferrand. Rapporteur
Dr. Gérard Lina, Centre de Biologie et d'Anatomie
Pathologique Sud , Lyon. Examinateur
Dr. Eric Pelletier, CEA / Génoscope-‐Centre National de
Séquençage, Evry. Examinateur
Prof. Timothy M. Vogel, Université Claude Bernard
Lyon 1, Ecully, France. Examinateur
Dr Patrick Robe, Libragen, Toulouse. Co-‐directeur de thèse Dr. Pascal SIMONET, CNRS Ecole Centrale de Lyon,
Ecully, France. Directeur de thèse
La peau l’un des plus grands organes du corps humain avec une superficie moyenne de 1,5m2 à 2m2 est à l’interface avec le monde extérieur et régule les échanges entre les deux milieux. Avec ses nombreuses invaginations et des apports nutritifs constants cet écosystème favorise la colonisation par des microorganismes.
Les études taxonomiques basées sur le séquençage du gène rrs après amplification PCR à partir de l’ADN extrait ont permis de découvrir la diversité des différentes populations microbiennes qui colonisent la peau humaine dont peu sont cultivables in vitro. A côté des espèces communes à tous les individus une certaine spécificité individuelle a été trouvée de même qu’il a été montré que la surface du corps humain se différencie en régions avec des spécificités physico-‐chimiques propres pour lesquelles des correspondances taxonomiques du microbiote ont été détectées.
Ce travail de thèse, réalisé dans le cadre d’un contrat CIFRE avec la société LibraGen a eu pour but d’aborder le volet fonctionnel du microbiote cutané grâce à l’application de l’approche séquençage haut débit de l’ADN metagénomique bactérien extrait de la peau humaine. Cet objectif a nécessité le développement d’une méthode de prélèvement-‐
extraction de l’ADN afin de remédier aux contraintes spécifiques de l’écosystème étudié, une faible densité microbienne et la putative présence de contamination par l’ADN humain. Les données de séquence obtenues nous ont permis de caractériser le potentiel fonctionnel du microbiote cutané des différents sites cutanés et, par comparaisons inter-‐
environnementales de déterminer les fonctions spécifiquement rencontrées dans ce microbiote lié à l’homme. Les applications de ces travaux sont importantes comme par exemple la démonstration d’un effet sur le microbiote d’une application quotidienne d’onctions qui modifie tant la diversité taxonomique que le potentiel fonctionnel du microbiote cutané.
En premier lieu, j’aimerais remercier toutes les personnes qui m’ont offert la possibilité d’effectuer ce travail. La première personne à qui je pense est Pascal, merci à toi de m’avoir permis de continuer une nouvelle thèse, même si la première collaboration s’était avérée tumultueuse et compromise (ce n’était pas de notre faute). Ces plusieurs années de travail (mais pas que) avec toi ont été formatrices et agréables d’un point de vue professionnel évidemment, mais aussi humain. Merci de m’avoir accompagné tant de fois à Genève, Toulouse, etc..
Merci à toute l’équipe de Libragen de m’avoir ouvert leur porte pour débuter une collaboration et d’avoir accepté de commencer ce travail pionnier. Merci à Renaud de m’avoir accueilli dans un premier temps, merci à Marie- Joëlle d’avoir continué cette collaboration et de s’être impliquée dans la concrétisation et le devenir des travaux.
J’aimerai également remercier Cyrille, avec qui les 3 premiers mois à Toulouse ont été formateurs et m’ont donné envie de valoriser les travaux de recherche, merci à Patrick d’avoir pris le relais et d’avoir suivi les travaux tout au long de ces dernières années. J’aimerai également remercier les personnes qui se sont investies physiquement dans ces études, Daniel, Rob, encore une fois Cyrille et Patrick. La vie n’a pas due être facile pour ces 2 mois passés avec du déodorant que sur une aisselle… Ou peut-être devrais-je remercier votre entourage ! Merci à toute l’équipe de Toulouse, Anne-Marie, Aurélien, Joran, Chantal, Pascale, Boris, Carine, Rob et Fabrice.
Je souhaiterais également remercier toute l’équipe du service d’allergologie de l’hôpital Lyon Sud, c’est à dire l’équipe de Jean-François Nicolas et de Frédéric Bérard. Merci à Aurore Rozières de m’avoir plus qu’aidé dans la rédaction de différents projets, de ma thèse, ainsi que le protocole pour le comité d’éthique. Merci aux infirmières pour m’avoir aidé à échantillonner, à Gérard Lina, à Marc Vocanson, à Jean-François Nicolas et à Frédéric Bérard pour nous avoir suivis dans les projets et assistés aux différentes réunions. Il est très frustrant pour moi de n’avoir pu aboutir et pu présenter nos travaux dans ce manuscrit.
Je remercie bien évidemment toute l’équipe de Génomique microbienne environnementale, qui a beaucoup changé entre mon arrivée au sein de l’équipe et la fin de ce travail maintenant. Néanmoins, un petit groupe résiste encore et toujours à l’envahisseur. Merci à toi, Tim, pour toutes les discussions scientifiques qui dérivent quand même relativement vite vers des sujets très éloignés. J’espère pouvoir encore progresser aux échecs pour pouvoir au moins avoir une victoire contre toi.. Merci à Seb, pour son aide assez fréquente dans mes difficultés d’écriture informatique underscoreMerciunderscore, pour ses bon petits plats aux conclaves et pour sa bonne humeur, quand je ne passe pas par la porte interdite. Merci à Cath, mon ancienne coloc, ça commence à faire un bout de temps maintenant mais c’était vraiment sympa ! J’espère que maintenant tu es imbattable sur la chanson française. Merci à Joseph pour ses petits coups de gueule intempestifs sur tout, et ses discussions intéressantes sur tout.
Lorrie, Laura, Christoph, Jean-Seb, David. Beaucoup d’entre vous ont joué le jeu de l’échantillonnage, je sais ça a pu être embarrassant au début que je frotte vos dessous de bras, mais on s’habitue à tout, non ? Merci à mes stagiaires Rabéa et Nikola, qui n’ont pas beaucoup eu besoin de moi pour faire du joli travail.
Merci à ceux et celles qui faisaient partie de mon bureau, certains sont déjà cités, mais je pense à Amal et Eliana, qui m’ont bien fait rire pendant ces 3 ans. Félicitations pour vos bouts de choux. Merci à toutes les personnes du laboratoire, François, Marie-Christine, Christian, Edith, Edwige, Marie, Naoufel et beaucoup d’autres ! Ah et merci Alice, qui m’a racketté de 50 centimes tous les midis pour pouvoir rentrer au chaud quand l’hiver était glacial.
Enfin il reste encore beaucoup de personnes plus proches que j’aimerai remercier. Ma famille évidemment, merci Père, merci Mère, pour m’avoir permis de faire ces longues années d’études, sans voir forcément où j’irai à la fin.
Merci à mes frères et sœur, Cyrille (tu conduis bien), Félix (tu écris bien) et Carole (tu dessines bien). Merci les amis fléchois, Bertrand, JS et Jérem et tous les autres ; Merci les amis lyonnais, Manu, Jano, Olive, Romain et tous les autres. Et finalement Merci ma Steph, pour qui la metagénomique n’a plus de secrets, j’espère ne pas avoir été trop ennuyeux avec la rédaction de ce qui suit.
réduire le nombre de variables expliquant la structuration des individus/échantillons entre eux, et de les représenter sur un nombre réduit d’axes.
Core : Ensemble taxonomique microbien qui représente les microorganismes d’un environnement gobal sur l’ensemble des sous-‐environnements (ie. dans cette étude, le core microbiote du front est représenté par les microorganismes détectés dans tous les environnements du front des différents individus testés).
Fitness : Valeur adaptative des espèces à leur environnement. Capacité d’une entité biologique à se reproduire et/ou se multiplier dans un environnement.
Lecture : Nom attribué aux séquences d’ADN contenues dans un métagénome de l’analyse des séquenceurs, plus communément appelé « read » d’après leur nom anglais.
MDA : Multiple displacement amplification. Technique d’amplification aléatoire d’ADN utilisant une polymérase de phage afin d’augmenter les quantités disponibles pour un échantillon.
PCR : Polymerase chain reaction. Réaction de polymérisation en chaîne.
Phylotype : Unité de classement phylogénétique basée sur la relation phylogénique qu’ont les entités biologiques entre elles. Dans le cadre de la métagénomique, toutes les séquences d’un marqueur phylogénétique avec une analogie de séquences à 97% sont regroupées dans un même cluster, ce qui permet de les assigner à un niveau taxonomique.
qPCR : PCR quantitative, méthode expérimentale permettant de compter le nombre de copies de gènes présent dans un échantillon d’ADN.
cellulaires cutanées. ... 21 Figure 2 : Acidité et température selon les régions du corps humain (d’après Wilson et
al. 47). ... 24 Figure 3 : Schéma d’une coupe longitudinale de peau et des cellules de l’immunité
présentes (d’après Nestle et al. 57). ... 27 Figure 4 : Schéma de la participation des kératinocytes à la réponse immunitaire
(d’après Nestle et al. 57). ... 28 Figure 5 : Coupe schématique de peau et la distribution des microorganismes dans leur
microbiome. ... 31 Figure 6 : Les différentes techniques d’étude de la diversité microbienne et leurs
potentielles conclusions. ... 32 Figure 7 : Distribution topographique du microbiote de la peau selon les régions du
corps (d’après Grice et al 45). ... 35 Figure 8 : Observation microscopique d’un échantillon prélevé sur le pied (X500). ... 50 Figure 9 : Observation microscopique d’un échantillon prélevé sous l’aisselle (X500). .. 51 Figure 10 : Distribution relative des reads de métagénomes de la peau assignés aux 21
genres les plus détectés (MG RAST annotation, Evalue <10-‐5). ... 63 Figure 11 : Distribution relative de reads assignés à 6 genres bactériens ayant une
différence significative de représentation sur les métagénomes de peaux par
rapport aux 65 autres métagénomes environnementaux (en %, données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 65 Figure 12 : Distribution relative de reads assignés aux sous systèmes de niveaux général
1 (en %, données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 67 Figure 13 : Distribution relative de reads assignés aux sous systèmes de niveaux 3 ayant
une différence significative de représentation entre les 2 individus (en %, données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 68 Figure 14 : Analyse en composante principale base sur l’analyse de la distribution des
reads au niveau fonctionnel 3 de l’annotation MG-‐RAST (Evalue<10-‐5). ... 69 Figure 15 : Distribution relative de reads assignés à 6 fonctions bactériennes ayant une
différence significative de représentation sur les métagénomes de peaux par
rapport aux 65 autres métagénomes environnementaux (en %, données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 73 Figure 16 : Schéma récapitulatif du protocole expérimental. ... 84 Figure 17 : Analyse en composante principale des profils RISA des échantillons des
temps 1, 2 et 3 (avant traitement). ... 88 Figure 18 : Analyse en composante principale des profils RISA des échantillons des
temps 1, 2 et 3 (avant traitement). ... 89 Figure 19 : Analyse en composante principale des profils RISA des échantillons des
temps 1, 2 et 3 classés entre sites de prélèvements (avant traitement). ... 90 Figure 20 : Analyse en composante principale des profils RISA des échantillons des
aisselles (avant traitement). ... 92 Figure 21 : Analyse en composante principale des profils RISA des échantillons des pieds (avant traitement). ... 94 Figure 22 : Analyse en composante principale des profils RISA des échantillons des
hémi-‐fronts. ... 96
l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10 ). ... 101 Figure 24 : Distribution relative (en %) des genres statistiquement différents les 3 zones cutanées (données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 102 Figure 25 : Distribution relative des 3 genres majeurs bactériens cutanés dans les
métagénomes du pied appartenant à l’individu DAU. ... 104 Figure 26 : Distribution relative des 3 genres majeurs bactériens cutanés dans les
métagénomes du pied appartenant à l’individu RTH. ... 104 Figure 27 : Distribution relative des 3 genres majeurs bactériens cutanés dans les
métagénomes de l’aisselle appartenant à l’individu DAU. ... 106 Figure 28 : Distribution relative des 3 genres majeurs bactériens cutanés dans les
métagénomes de l’aisselle appartenant à l’individu RTH. ... 107 Figure 29 : Distribution relative des 3 genres majeurs bactériens cutanés dans les
métagénomes du front appartenant à l’individu DAU. ... 108 Figure 30 : Analyse en composante principale basée sur l’analyse des distributions
fonctionnelles au niveau fonctionnel 3 de l’annotation MG-‐RAST (Evalue<10-‐5) des échantillons provenant de la zone cutanée aisselle. ... 110 Figure 31 : Analyse en composante principale basée sur l’analyse des distributions
fonctionnelles au niveau fonctionnel 3 de l’annotation MG-‐RAST (Evalue<10-‐5) des échantillons provenant de la zone cutanée du pied et du front. ... 112 Figure 32 : Distribution relative (en %) de fonctions ayant subi un putatif impact des
traitements effectués à la zone cutanée (données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 116 Figure 33 : Distribution relative (en %) de voies fermentaires ayant une différence
significative de distributions entre les environnements aisselle, pied et front
(données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 119 Figure 34 : Distribution relative (en %) de fonctions associées aux voies fermentaires
différemment distribuées entre les métagénomes de zones avec traitement
comparés aux métagénomes des zones contrôles (données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 122 Figure 35 : Distribution relative (en %) de fonctions ayant une différence significative de
distributions entre les environnements aisselle, pied et front (données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 124 Figure 36 : Distribution relative (en %) de fonctions associées à la résistance
bactérienne à différents composés différemment distribuées entre les
métagénomes de zones avec traitement comparés aux métagénomes des zones contrôles (données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 127 Figure 37 : Distribution relative (en %) de fonctions permettant l’utilisation de
différentes sources de carbone ayant une différence significative de distributions entre les environnements aisselle, pied et front (données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 128 Figure 38 : Distribution relative (en %) de fonctions associées à l’utilisation de
différentes sources carbonées différemment distribuées entre les métagénomes de zones avec traitement comparés aux métagénomes des zones contrôles (données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 131 Figure 39 : Distribution relative (en %) de fonctions associées à l’utilisation de
différentes sources carbonées différemment distribuées entre les métagénomes de
différents composés, différemment distribuées entre les métagénomes de zones avec traitement comparés aux métagénomes des zones contrôles (données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 135 Figure 41 : Distribution relative (en %) de fonctions associées à la biosynthèse de
composés différemment distribuées entre les métagénomes de zones avec
traitement comparés aux métagénomes des zones contrôles (données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 136 Figure 42 : Distribution relative (en %) de fonctions associées à la biosynthèse de
différents composés, différemment distribuées entre les métagénomes de zones avec traitement comparés aux métagénomes des zones contrôles (données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 137 Figure 43 : Distribution relative (en %) de fonctions diverses différemment distribuées
entre les métagénomes de zones avec traitement comparés aux métagénomes des zones contrôles (données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 139 Figure 44 : Distribution relative (en %) de fonctions diverses différemment distribuées
entre les métagénomes de zones avec traitement comparés aux métagénomes des zones contrôles (données basées sur l’annotation MG-‐RAST, Evalue<10-‐5). ... 141
Liste des tableaux
Tableau 1 : Composés détectés dans la sueur humaine (d’après Wilson et al. 47). ... 25 Tableau 2 : Protocole de qPCR ... 48 Tableau 3 : Moyenne des rendements des quantités d’ADN et moyenne des
quantifications des gènes 16S et gapdh dans les échantillons. ... 54 Tableau 4 : Tableau des acronymes des échantillons séquencés. ... 82 Tableau 5 : Fonctions différemment distribuées entre les échantillons du front de
l’individu DAU droit temps 8 et les autres échantillons du front. ... 113 Liste des figures annexes
Figure annexe 1 : Observation microscopique d’un échantillon prélevé à l’avant bras (X500). ... 164 Figure annexe 2 : Observation microscopique d’un échantillon prélevé sur le front
(X500). ... 165 Figure annexe 3 : Représentation virtuelle de profils de migration de produits
d’amplification RISA. ... 178 Figure annexe 4 : Electrophorégrammes des échantillons pro aisselle droite des temps
t1 à t8. ... 180 Figure annexe 5 : Electrophorégrammes des échantillons pro aisselle gauche des temps
t1 à t8. ... 181 Figure annexe 6 : Electrophorégrammes des échantillons dau aisselle droite des temps
t1 à t8. ... 182 Figure annexe 7 : Electrophorégrammes des échantillons dau aisselle gauche des temps
t1 à t8. ... 183 Figure annexe 8 : Electrophorégrammes des échantillons cja aisselle droite des temps t1
à t8. ... 184
des temps t1 à t8. ... 186 Figure annexe 11 : Electrophorégrammes des échantillons pro pied droit des temps t1 à
t8. ... 187 Figure annexe 12 : Electrophorégrammes des échantillons pro pied gauche des temps t1
à t8. ... 188 Figure annexe 13 : Electrophorégrammes des échantillons dau pied droit et gauche des
temps t1 à t8. ... 189 Figure annexe 14 : Electrophorégrammes des échantillons cja pied droit des temps t1 à
t8. ... 190 Figure annexe 15 : Electrophorégrammes des échantillons cja pied gauche des temps t1
à t8. ... 191 Figure annexe 16 : Electrophorégrammes des échantillons rth pied droite et gauche des
temps t1 à t8. ... 192 Figure annexe 17: Electrophorégrammes des échantillons pro du front côté droit et
gauche des temps t1 à t7. ... 193 Figure annexe 18: Electrophorégrammes des échantillons dau du front côté droit et
gauche des temps t1, t2, t3 et t7. ... 194 Figure annexe 19: Electrophorégrammes des échantillons cja du front côté droit et
gauche des temps t1, t2, t3 et t7. ... 195 Figure annexe 20 : Electrophorégrammes des échantillons rth du front côté droit et
gauche des temps t1, t2, t3 et t7. ... 196
Liste des tableaux annexes
Tableau annexe 1 : Méthode de prélèvement cutané ... 161 Tableau annexe 2 : Extraction ADN avec les méthodes de lyse enzymatique ou de lyse
physique. ... 162 Tableau annexe 3 : Numéros d’accessions des métagénomes environnementaux. ... 166 Tableau annexe 4 : Les 53 fonctions différemment distribuées dans les métagénomes de
peaux par rapport aux 65 autres environnements. ... 167 Tableau annexe 5 : Distribution relative des genres bactériens les plus abondamment
détectés dans les métagénomes de peau avec la méthode de «Lowest common ancestor ». ... 173 Tableau annexe 6 : Quantité d’ADN extraite des échantillons aisselles (ng). ... 175 Tableau annexe 7 : Fréquence de distribution relative des 50 premiers genres
différemment distribués entre les métagénomes des 3 différentes zones cutanés.
... 197 Tableau annexe 8: Distribution des genres différemment représentés entre les
échantillons DAU pieds sans traitement et les échantillons traités DAU PD8 (p-‐value sélective <0,01). ... 199 Tableau annexe 9 : Distribution des genres différemment représentés entre les
échantillons RTH pieds sans traitement et les échantillons traités RTH PD8 (p-‐value sélective <10-‐5). ... 201 Tableau annexe 10 : Distribution des genres différemment représentés entre les
échantillons RTH aisselles sans traitement et les échantillons traités RTH AD8 (p-‐
value sélective <10-‐7). ... 203
Tableau annexe 12: Distribution des genres différemment distribués entre les
échantillons DAU front contrôles et FD8 (p-‐value sélective <0,01). ... 206 Tableau annexe 13: Fonctions différemment distribuées entre les échantillons de
l’aisselle de l’individu DAU droit temps 8 et les autres échantillons de l’aisselle (p-‐
value <10-‐4). ... 207 Tableau annexe 14: Fonctions différemment distribuées entre les échantillons de
l’aisselle droite de l’individu RTH temps 8 et les autres échantillons de l’aisselle (p-‐
value <10-‐6). ... 210 Tableau annexe 15: Les fonctions différemment distribuées entre les métagénomes DAU PD8 et les autres métagénomes de pieds de l’individu DAU (p-‐value < 10-‐3). ... 213 Tableau annexe 16: Les fonctions différemment distribuées entre les métagénomes
RTHPD8 et les autres métagénomes de pieds de l’individu RTH (p-‐value < 10-‐5). 215
Liste des tableaux ... 10
Liste des figures annexes ... 10
Liste des tableaux annexes ... 11
Introduction ... 15
Chapitre 1 : Synthèse bibliographique: La peau et son microbiote. ... 19
La peau, un organe du corps humain. ... 19
Composition chimique et biologique ... 21
Organisation cellulaire ... 21
Zones humides ... 24
Zones sébacées ... 25
Zones sèches ... 25
Barrière physique ... 26
Barrière immunologique ... 26
La peau, un environnement microbien ... 30
Apport des approches culturales pour la mise en évidence du microbiote de la peau ... 30
Apport des approches basées sur l’extraction et l’exploitation de l’ADN bactérien directement extrait de la peau ... 33
Inventaire des différents types d’organismes présents à la surface de la peau humaine ... 36
Acquisition, développement et impacts du microbiote cutané ... 37
Origine et développement de la flore microbienne cutanée. ... 37
Facteurs de structuration du microbiote cutané ... 38
Influence (potentielle) du microbiote sur l’état de santé de la peau ... 39
Décryptage fonctionnel du microbiote ... 41
Métagénomique fonctionnelle du microbiote intestinal humain ... 41
Applications de la métagénomique fonctionnelle au microbiote cutané ... 42
Chapitre 2 : Etude de la faisabilité de la caractérisation fonctionnelle du microbiote cutané. ... 44
Matériels et méthodes ... 45
Microscopie ... 45
Prélèvements cutanés ... 46
Swabbing ... 46
Scratching ... 46
Surface de prélèvements ... 46
Protocoles d’extractions. ... 46
PCR quantitative ... 47
Filtration et traitement dnase ... 48
Résultats et discussion ... 49
Microscopie ... 49
Prélèvements cutanés ... 51
Protocoles d’extraction d’ADN ... 54
Contamination en ADN hôte et PCR quantitative ... 55
Conclusion ... 57
Chapitre 3: Caractérisation fonctionnelle du microbiote cutané ... 58
Séquençage « shot-‐gun » du métagénome du microbiote cutané ... 58
Matériels et méthodes ... 59
Echantillonnage ... 59
Extraction d’ADN ... 60
Séquençage et annotation ... 60
Résultats ... 62
Comparaison des genres microbiens : ... 62
Comparaison fonctionnelle inter-‐environnementale ... 72
Voies métaboliques : ... 73
Conclusion ... 77
Chapitre 4 : Applications : Etudes de l’impact d’onctions sur les communautés microbiennes ... 78
Matériels et méthodes ... 79
Echantillonnage, traitement et extraction ADN ... 79
Etudes RISA ... 80
Méthode d’analyse de l’effet d’un traitement sur la diversité RISA ... 81
Séquençage et annotation ... 81
Méthodes d’analyses des distributions métagénomiques taxonomiques et fonctionnelles. ... 83
Résultats et Discussion : ... 85
Impact des produits cosmétiques sur la diversité taxonomique du microbiote cutané ... 86
Similitude de la diversité RISA selon les zones cutanées ... 87
Similitude de la diversité RISA selon l’individu ... 89
Evolution de la diversité RISA selon l’environnement aisselle ... 91
Evolution de la diversité RISA selon l’environnement pied ... 93
Evolution de la diversité RISA selon l’environnement front ... 95
Conclusion de l’étude RISA ... 97
Impact des produits cosmétiques sur le profil métagénomique du microbiote cutané ... 98
Comparaison de la diversité taxonomique du microbiote. ... 99
Environnement Pied ... 102
Environnement Aisselle ... 105
Environnement Front : ... 107
Evolution temporelle du potentiel fonctionnel du microbiote. ... 109
Fonctions potentiellement ciblées par les onguents ... 114
Voies fermentaires ... 118
Résistance au stress environnemental ... 122
Sources de carbone ... 128
Biosynthèse ... 133
Divers ... 137
Conclusion ... 142
Conclusion générale ... 146
Références : ... 150
Annexes ... 161
Introduction
Les microorganismes procaryotes (bactéries, Archaea) évoluent sur la planète Terre depuis environ 3,5 milliards d’années 1, pour atteindre aujourd’hui dans la biosphère un nombre de cellules estimé à 5x1030 2, soit supérieur à celui des grains de sable sur la terre ou celui des étoiles dans l’univers. Ces deux facteurs quantitatifs associés au fabuleux potentiel adaptatif des procaryotes que leur confère leur importante plasticité génétique et génomique 3 sont à l’origine de l’extraordinaire niveau de diversité procaryotique observé aujourd’hui 4. Ceci a permis à ces organismes de coloniser tous les écosystèmes de notre planète des plus courants, sols 5, eaux 6, environnements marins 7 et sédiments 8 aux plus extrêmes tels que les milieux acides 9, hyper-‐salins 10, sources hydrothermales 11 ou encore tous les milieux en interaction avec d’autres organismes dans le monde animal 12, végétal 13 et même avec des champignons
14.
Les méthodes d’études des microorganismes sont relativement récentes, puisqu’il a fallu attendre l’avènement de la microscopie avec Anton van Leeuwenhoek au XVIIème siècle afin de démontrer l’existence d’un monde microbien par définition invisible à l’œil nu 15. C’est avec la mise en culture in vitro des microorganismes sur des milieux appropriés qu’ont pu ensuite se développer les études de physiologie, de génétique, ou d’écologie microbienne 16. La possibilité de former une colonie sur un milieu de culture suite à la multiplication clonale à partir d’une cellule unique a permis l’isolement de milliers de souches pures pouvant être ensuite cultivées en milieux liquides. Les études de physiologie réalisées sur les isolats disponibles ont donné un premier aperçu de la palette de fonctions que pouvaient réaliser ces représentants cultivés du monde microbien, de décrire les caractéristiques propres de chacun d’eux, en termes d’utilisation de sources carbonées, de dépendance à l’oxygène, et de gamme de composés susceptibles d’être métabolisés ou produits. Rappelons que 70% des antibiotiques présents actuellement sur le marché trouvent leur origine chez des microorganismes isolés du sol cultivés en fermenteurs géants pour obtenir les quantités nécessaires 17.
Après la découverte de la structure de l’ADN, les études de physiologie se sont enrichies de toute la gamme des concepts et méthodes liés à la génétique, la biologie moléculaire permettant d’identifier les gènes, comprendre leur régulation et leur expression. Ces
outils ont également été utilisés pour affiner la taxonomie bactérienne par toute une panoplie de méthodes dont les plus connues sont l’hybridation ADN-‐ADN 18 et le séquençage de l’ARN ribosomique 19. Ces études ont aussi débouché sur une meilleure compréhension des mécanismes qui ont permis aux procaryotes d’évoluer et de s’adapter aux différents écosystèmes mentionnés précédemment. Organismes le plus souvent unicellulaires se reproduisant généralement par division mitotique, leur principale capacité d’adaptation basée sur la possibilité de générer une importante diversité génétique se fait alors par le biais de mutations spontanées 20 ou par réarrangements chromosomiques endogènes via l’implication de transposons et de séquences d’insertion 21. Autre mécanisme, quasi spécifique à ces microorganismes, le transfert horizontal de matériel génétique entre cellules de même génération est considéré comme majoritairement responsable de l’incroyable potentiel d’adaptation en permettant à des gènes ou même des structures génomiques entières telles que les plasmides d’être partagés entre les membres d’une même communauté 22.
Mais les travaux de physiologie, de génétique et surtout d’écologie n’ont pas tardé à révéler les limites de l’approche basée sur la culture in vitro des bactéries. Par différentes approches, notamment la microscopie, permettant d’analyser les cellules dans les échantillons environnementaux, il a pu être montré que seule une petite fraction des espèces présentes étaient susceptibles de développer des colonies sur les milieux solidifiés qui leur étaient proposés. Selon les environnements, les proportions d’organismes cultivables ou tout au moins cultivés, pouvaient selon les estimations, ne pas dépasser 0,1%, à 1 % 23.
Cette limitation, beaucoup trop contraignante, a très certainement été à l’origine du développement de nouvelles approches visant à s’affranchir de ces biais. A côté des efforts réalisés pour proposer des milieux de culture plus appropriés, pour prendre en compte les nécessités métaboliques les plus pointues, y compris dans le cadre d’associations entre plusieurs espèces 24, la microbiologie environnementale a réalisé sa révolution en ne s’intéressant plus aux organismes eux-‐mêmes mais à leur seul ADN.
Différentes techniques ont alors vu le jour pour extraire et purifier l’ADN bactérien directement à partir de l’environnement court-‐circuitant totalement l’étape de mise en culture 25. N’étant plus ciblé sur un microorganisme isolé mais intégrant nécessairement tous les génomes extraits, de génomique le niveau d’étude est devenu
hybridation, restriction, amplification, clonage, séquençage etc . De limitée à l’exploitation de l’ADN environnemental après clonage pour produire des banques d’ADN, la définition de la « métagénomique » s’est progressivement étendue jusqu’à inclure toute approche utilisant l’ADN directement extrait d’une communauté microbienne 27.
Le séquençage de l’ADN grâce aux nouvelles approches à haut débit 28 a cependant permis de franchir un palier annexe pour décrire la diversité microbienne tant taxonomique que fonctionnelle en dépit des biais importants liés à la difficulté d’extraire tout l’ADN bactérien du milieu exploré 29. Le principe est simple ; il consiste à associer par similarité les données de séquences générées à partir de l’ADN environnemental (ou des produits résultant de son amplification PCR) à celles présentes dans les bases de données constituées des génomes séquencés d’isolats identifiés et caractérisés pour en tirer des informations d’ordre taxonomique ou fonctionnel 30. Naturellement, l’approche souffre encore des biais initiaux de la microbiologie car les études de physiologie ont nécessairement été limitées aux seuls isolats, laissant de fait un nombre important de gènes et de fonctions orphelins 31.
La métagénomique a malgré ces biais permis d’approfondir considérablement le décryptage de nombreux environnements microbiens et de constater combien l’omniprésence des bactéries y était préalablement sous-‐estimée 32. Soulignons les travaux sur le tube digestif humain et la découverte de la diversité microbienne liée à un nombre de cellules dix fois supérieur à celui de la totalité des cellules qui composent un corps humain 33, à leur implication dans des pathologies que l’on croyait étiologiquement inférées à des causes environnementales ou génétiques 34. L’importance du microbiote digestif est telle que son (méta)-‐génome (i.e. l’ensemble des génomes des bactéries qui le composent) a été qualifié de second génome humain 35. Indéniablement, le microbiote intestinal bénéficie aujourd’hui d’une reconnaissance du monde scientifique, son décryptage au niveau fondamental s’accompagnant de retombées médicales et industrielles considérables, comme par exemple pour le développement de probiotiques 36. Cette reconnaissance s’est accompagnée d’une prise de conscience que les microbiotes associés à d’autres organes du corps humain pouvaient aussi d’une part constituer de très bons modèles d’étude des mécanismes fondamentaux régissant les interactions entre pro et eucaryotes et d’autre part receler de nombreuses possibilités d’applications médicales et industrielles 37. C’est notamment
le cas du microbiote cutané, même si son positionnement sur une partie beaucoup plus externe du corps humain par rapport au microbiote du tube digestif était initialement sensé lui conférer une importance moindre. Des études récentes semblent infirmer cette assertion avec un rôle du microbiote cutané non seulement dans l’apparence et la santé de la peau, avec potentiellement une implication dans des pathologies spécifiques mais encore sur la santé générale des patients 38. Industriellement, l’essor de la cosmétique et le développement d’une quantité de produits dont la cible est la peau, sa santé et sa beauté montrent tout l’intérêt de prendre en compte le microbiote cutané, un partenaire qui peut jouer un rôle fondamental favorable ou défavorable.
Ce travail de thèse se positionne dans un objectif de décryptage du microbiote cutané tant au niveau taxonomique que fonctionnel en ayant recours pour la première fois aux outils les plus performants de la métagénomique et du séquençage à haut débit. Un tel objectif nécessitait une analyse approfondie des connaissances disponibles sur la peau, des bactéries qui en avaient été isolées, des interactions potentielles qui avaient pu être établies entre cellules humaines et bactériennes. C’est de ce travail fondamental qu’ont pu être tirées les bases méthodologiques nécessaires pour développer une approche métagénomique. Le manuscrit présente ces avancées, propose une première description du potentiel fonctionnel du microbiote et décrit les résultats d’une première application technologique qui pourrait inspirer l’industrie cosmétique pour développer des produits prenant en compte le potentiel fonctionnel exprimé par ce qui pourrait bien devenir le 3ème génome du corps humain.
Chapitre 1 : Synthèse bibliographique: La peau et son microbiote.
La peau, un organe du corps humain.
La peau est un des plus grands organes humains possédant une surface d’une taille moyenne allant de 1,5 à 2 m2 chez une personne adulte 39. Il est possible de lui attribuer le nom d’organe si l’on se réfère à sa définition, la peau étant une structure anatomique possédant des cellules différenciées organisées en tissus ayant une fonction déterminée, celle de contrôler les échanges entre le corps humain et l’environnement extérieur. De ce fait, la peau est l’interface entre le corps humain et le monde extérieur.
Elle est un des premiers indicateurs de l’état de santé d’un individu, de son âge et révèle sa qualité de vie. Les soins cutanés ne sont pas l’apanage des temps modernes puisque, selon la légende, on s’y adonnait déjà du temps des premières civilisations comme le laissent supposer les bains au lait d’ânesse de la reine Cléopâtre, ces soins restant toujours hypothétiques quant à leur bienfaisance 40.
Les applications de produits cosmétiques sur la peau se sont largement développées, leur utilisation se combinant à une meilleure connaissance de l’anatomie et du fonctionnement de cet organe. Les études récentes concernant la peau, même si elles ont permis des avancées certaines en dermatologie avec des retombées en cosmétologie ont aussi permis de mettre en évidence les lacunes restant à combler pour en apprécier toute la complexité, l’implication de son état sur le reste de l’organisme, les relations entretenues avec le milieu extérieur et notamment avec les microorganismes qui colonisent plus que sa surface. La peau peut être sujette à des maladies de gravité variable comme le psoriasis, la dermatite atopique, l’acné aiguë et différentes formes de cancers. Comme d’autres organes elle peut être infectée par des microbes pathogènes (bactéries, champignons) et des virus. Les traitements vont alors relever de la médecine alors que ceux visant à atténuer les effets du temps sur des peaux saines ou réparer les dégradations cutanées localisées ou les formes les plus bénignes de l’acné entrent dans le registre de la cosmétologie.
Une des principales découvertes des dernières années concernant la peau est l’importance des interactions avec les microorganismes qui la colonisent naturellement depuis les tout premiers instants de la vie. En effet, de par son exposition au milieu extérieur, ses invaginations et les apports nutritifs liés aux secrétions cutanées, la peau
est un écosystème non seulement favorable à la survie des microorganismes mais aussi à leur développement, la multiplicité des conditions favorisant une importante diversité des germes. La prise en compte de la composante microbienne cutanée est donc essentielle pour assurer la santé et le bon fonctionnement de cet organe qui va interférer avec l’état général de l’être humain. Quel que soit le niveau d’intervention sur la peau, depuis les simples ablutions ou l’application de produits cosmétiques jusqu’aux traitements plus lourds relevant du domaine médical, l’impact sur la microflore cutanée, sur sa composition et sa dynamique, sur les fonctions réalisées par chacun des microbes devra être soigneusement considéré.
Cette synthèse bibliographique a pour objectif de passer en revue les principales connaissances concernant la composition physico-‐chimique de la peau humaine. Elle se focalisera toutefois rapidement sur le microbiote cutané, pour d’abord présenter les différentes approches technologiques qui ont permis d’arriver au niveau de connaissance actuel du microbiote tant au niveau taxonomique que fonctionnel. Nous présenterons dans un second temps les différents facteurs biotiques et abiotiques susceptibles d’entrainer un remodelage du microbiote. Mais cette synthèse permettra aussi d’identifier les différentes questions restant en suspens quant à l’activité de ces microorganismes dans le cadre de leurs interactions avec la peau. Nous verrons alors si les technologies actuelles pourront permettre de décrypter suffisamment en profondeur ces interactions pour apporter des réponses tant dans le domaine de la pathologie qu’en cosmétique.
Composition chimique et biologique
Figure 1 : Coupe schématique de la peau et répartition des différentes couches cellulaires cutanées.
Organisation cellulaire
La peau est organisée en plusieurs couches cellulaires (Figure 1). Elle est constituée de 3 parties, en commençant par les couches basales : l’hypoderme (subcutaneous tissue), le derme (dermis) et l’épiderme (epidermis) 41.
L’hypoderme n’est pas toujours considéré comme appartenant à la peau en tant que tel et contient des tissus conjonctifs formés en majeure partie d’adipocytes (ou cellules graisseuses) 42. Cette couche permet de donner de l’élasticité à la peau et d’isoler thermiquement et physiquement le corps humain de l’environnement extérieur (protection contre les coups ou les chocs de température). Les adipocytes présents peuvent aussi servir de réserve énergétique 42. Cette couche de cellules permet enfin de faire le lien entre la peau et les structures sous-‐jacentes.
Le derme est aussi constitué de tissus conjonctifs, des fibroblastes, qui participent à la synthèse des macromolécules comme le collagène. Certaines cellules de l’immunité (lymphocytes mastocytes et macrophages) sont également présentes 41. Le derme joue un rôle nutritif à l’égard de l’épiderme en lui apportant via les réseaux sanguins les éléments nutritifs requis. Il permet aussi de contrôler la thermorégulation du corps humain et par le même phénomène de transpiration d’excréter des molécules toxiques
. Cette partie de la peau contient la base des glandes et des follicules pileux, ces derniers remontant jusqu’à la surface en passant par l’épiderme (Figure 1).
L’épiderme est lui-‐même constitué de plusieurs couches de cellules distinctes: le stratum basale (ou germinatum), le stratum spinosum, le stratum granulosum, et le stratum corneum 43. Les cellules qui les composent sont les kératinocytes, les mélanocytes, les cellules de langerhans et les cellules de Merkel.
Les kératinocytes sont présents dans toutes les couches de l’épiderme et sont les cellules majoritaires de l’épiderme 41. Ils ont pour rôle d’assurer la cohésion du cytosquelette grâce à leur matrice extracellulaire et leurs systèmes de jonctions entre cellules (hémidesmosomes et desmosomes) 41. Les jonctions serrées entre ces cellules assurent le rôle de protection physique contre l’environnement extérieur au niveau de la couche cornée (stratum corneum). Les kératinocytes se forment d’abord au niveau des couches basales (stratum basale) puis migrent vers la surfaces extérieure poussés par la formation des nouvelles cellules. Pendant ce processus les cellules se différencient, elles perdent peu à peu leur contenu cellulaire (noyau également) pour devenir des enveloppes vides quand elles arrivent au niveau du stratum corneum ; l’accumulation en surface de ces enveloppes joue un rôle de protection de l’organisme contre les agressions extérieures 44. Des enzymes protéolytiques et lipolytiques sont excrétées entraînant une rupture des liens entre cellules, permettant la libération de celles-‐ci et évitant une accumulation de cellules mortes au niveau du stratum corneum 44. Ce processus est appelé la desquamation. Il est estimé qu’environ 3 semaines sont nécessaires à une cellule pour migrer de la couche basale à la dernière couche de cellules du stratum corneum 45. Les mélanocytes représentent la 2eme population cellulaire de l’épiderme et produisent de la mélanine dans les mélanosomes qui seront ensuite assimilés par les kératinocytes et permettront une protection contre les ultra-‐
violets (UV) 44. Des cellules du système immunitaire sont également présentes, les cellules de langerhans (faisant partie des cellules dendritiques), sont les cellules clés dans l’initiation et l’activation du système immunitaire et dont leur rôle est de capturer les antigènes présents dans l’épiderme. Enfin, les cellules de Merkel sont des cellules neuroépithéliales avec comme fonction la mécanoréception et donc un rôle dans le pouvoir sensoriel de la peau. D’autres cellules du système immunitaire sont présentes
Paramètres physico-‐chimiques
Comme énoncé plus tôt la peau est un des plus grands organes du corps humain. Il recouvre la totalité du corps humain et possède quelques spécificités selon les zones étudiées. La peau possède de nombreuses parties toutes différentes des unes des autres par leur composition chimique, l’exposition à la lumière ou à un frottement mécanique, l’épaisseur de l’épiderme, la présence et le nombre de glandes sudoripares et sébacées.
L’acidité et la température sont des paramètres qui fluctuent selon les régions du corps, ces paramètres ont été souvent mesurés car il sont révélateurs de l’état de santé de la peau et sont également des paramètres importants qui influencent le développement de la flore microbienne cutanée 47 (Figure 2). La composition chimique de la peau est dépendante de nombreux facteurs propres à l’individu, de son mode de vie et de son environnement. Au sein même d’un individu la composition chimique de la peau varie également selon sa localisation. Si l’on considère la dernière couche de la peau, le stratum corneum, des estimations de sa composition chimique ont été effectuées. Les valeurs moyennes de sa composition sont : 75-‐80% de contenu protéique, 5-‐15%
lipidiques et 5-‐10% de composés non identifiés 48, mais ces résultats sont variables en fonction du site de prélèvement. Le contenu protéique est majoritairement composé de kératines alpha et beta puis de protéines membranaires des enveloppes 49.
Figure 2 : Acidité et température selon les régions du corps humain (d’après Wilson et al. 47).
Mais si chaque partie du corps est chimiquement unique, il est cependant possible de regrouper certaines zones. Ce regroupement est propre aux écologistes microbiens qui définissent ces zones sur la peau comme des environnements et observent une composition biologique similaire mais il n’est pas possible de retrouver ce regroupement dans les revues dermatologiques même si la lecture des articles nous montre bien une composition biologique et chimique plus ou moins spécifique à trois types de zones sur la peau.
Zones humides
Comme leur nom l’indique, les régions humides sont caractérisées par une forte teneur en eau. Cette humidité est provoquée par une sécrétion de sueur plus importante. La paume des mains, les pieds et les aisselles sont des régions concernées car de nombreuses glandes sudoripares sont présentes 50 et y sont très actives 51. De plus la sueur dans ces zones n’est pas seulement due à la présence de glandes mais aussi à la perte d’eau transépidermale appelée perspiration permettant d’assurer la thermorégulation ainsi que l’homéostasie 52. La sueur est donc présente sur toutes les parties du corps même celles pauvres en glandes sudoripares. La composition de la
