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MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE (MESRS)
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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI (UAC)
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ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI (EPAC)
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CENTRE AUTONOME DE PERFECTIONNEMENT(CAP)
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OPTION : Production et Santé Animales
RAPPORT DE STAGE DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE
THEME:
REALISE ET SOUTENU PAR :
ELECHO A. A. Raïmy
Séroprévalence et facteurs de risque de la toxoplasmose chez les petits ruminants au Bénin
SOUS LA DIRECTION DE : Dr AKPO Yao
Maitre-Assistant CAMES Enseignant chercheur à la
FA/UP
MAITRE DE STAGE : TONOUHEWA Arétas, MSc
Doctorant à l’EPAC/UAC
Année Académique : 2017-2018
DEDICACE Je dédie ce travail à :
à ma feu mère HOUNTONDJI TCHAKOU, épouse ELECHO ;
à mon feu père Mohamed ELECHO ;
que ce travail soit des prémices aux fruits de vos efforts dans ma vie.
HOMMAGES
A l’issue de ce travail; nous tenons à présenter nos hommages :
à notre Superviseur, Docteur Yao AKPO, Maître-Assistant des Universités (CAMES), Enseignant-Chercheur à la Faculté d’Agronomie (FA) de l’Université de Parakou (UP), pour avoir accepté de superviser ce travail. Votre rigueur et votre esprit scientifique nous ont séduit et ont fait naître en nous l’engouement pour la recherche ;
à notre tuteur de stage, Monsieur TONOUHEWA Arétas pour sa disponibilité et ses conseils ;
au Président du jury, pour la faveur qu’il nous fait en acceptant de présider notre jury nonobstant ses nombreuses occupations ;
à tous les membres du jury, pour le grand honneur qu’ils nous font en acceptant de juger ce modeste travail et d’y apporter leurs critiques constructives malgré leurs multiples occupations ;
à tout le personnel enseignant de l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi, en particulier celui du département de Production et Santé Animales (PSA), qui n’a ménagé aucun effort pour nous transmettre ses connaissances.
REMERCIEMENTS
Je remercie de tout mon cœur :
le Dr TOURE et son épouse. Mon cher cousin, tu es tout pour moi et les mots ne me suffisent point pour exprimer l’attachement et l’affection que j’ai pour toi. En effet, au lieu de me donner le poisson tu m’as appris à pêcher ;
ma grande soeur pour son encouragement et son soutien moral.
mon cher ami frère Bayédjinou IDOSSOU pour son soutien inlassable dans la réalisation de ce document
Sigles et Acronymes
ADN : Acide Désoxyribonucléique
CAMES : Conseil Africain et Malgache pour l’Enseignement Supérieur CAP : Centre Autonome de Perfectionnement
CDC : Centre de Contrôle des Maladies
ELISA: Enzyme Linked Immunosorbent Assay EPAC: Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi FAO: Food and Agriculture Organization HD : Hôte Définitif
IgG : Immunoglobuline G
LADISERO : Laboratoire de Diagnostic vétérinaire et de Séro-surveillance LARBA : Laboratoire de Recherche en Biologie Appliquée
MAEP : Ministère de l’Agriculture, de l’Elevage et de la Pêche MAT : Test d’Agglutination à Toxoplasmes Modifiés
OMS : Organisation Mondiale de la Santé PCR : Polymerase Chain Reaction
REESAO : Réseau pour l’Excellence de l’Enseignement Supérieur en Afrique l’Ouest SIDA : Syndrome Immuno Déficience Acquise
URMAT : Unité de Recherche sur les Maladies Transmissibles USA: United State of America
UV:Ultra-Violet
Liste des tableaux
Tableau I: Séroprévalence de la toxoplasmose chez les caprins………...31 Tableau II: Séroprévalence de la toxoplasmose chez les ovins ………...………..32
Liste des figures
Figure 1 Cycle évolutif de T. Gondi ……… 17
Figure 2 : Localisation des communes d’enquête ……….26
Figure 3: répartition des animaux échantillonnés en fonction de l’espèce …….………..30
Figure 4 : proportions des animaux échantillonnés en fonction du sexe ………..30
Table des matières
DEDICACE ... i
HOMMAGES ...ii
Sigles et Acronymes... iv
Liste des tableaux ... v
Liste des figures ... vi
Table des matières ... vii
Résumé ... ix
Abstract ... ix
Introduction ... 1
Première partie : GENERALITES SUR LE STAGE ... 2
1. Généralités sur le stage ... 3
1.1 Contexte du stage ... 3
1.2 Période de stage ... 4
1.3 Présentation de l’URMAT ... 4
1.3.1 Historique et objectifs de l’URMAT ... 4
1.3.2 Forces et faiblesses ... 5
1.3.2.1 Forces ... 5
1.3.2.2 Faiblesses ... 6
Deuxième partie : ACTIVITES MENEES ET DIFFICULTES RENCONTREES ... 7
2.1 Activités menées... 8
2.1.1 Sur le terrain ... 8
2.1.2 A la clinique véto-mobile ... 8
2.1.3 A l’URMAT ... 8
2.2 Difficultés rencontrées ... 8
2.3 Problèmes identifiés ... 8
TROISIEME PARTIE : Séroprévalence et facteurs de risque de la toxoplasmose chez les petits ruminants au Bénin ... 10
3.1 Généralités sur Toxoplasma gondii ... 11
3.1.1 Historique ... 11
3.1.2 Description ... 12
3.1.3 Étiologie ... 12
3.1.4 Biologie ... 13
3.1.4.1 Taxonomie et description du parasite ... 13
3.1.4.2 Cycle évolutif ... 15
3.1.5 Diversité génétique, pathogénicité et virulence des souches ... 18
3.2 Impact de la toxoplasmose ... 19
Chez les animaux ... 19
Chez l'homme ... 19
3.3 Epidémiologie de la toxoplasmose chez les petits ruminants ... 20
Voies de transmission ... 20
Symptômes ... 20
Prévalence ... 21
Diagnostic de la toxoplasmose ... 21
Prophylaxie et traitement de la toxoplasmose chez les petits ruminants ... 21
3.4. Matériel et méthodes ... 23
3.4.1 Milieu d’étude ... 23
Commune d’Abomey-Calavi ... 23
Commune d’Allada ... 23
Commune de Cotonou ... 24
3.4.2 Matériel d’étude ... 27
3.4.3 Méthodes ... 27
Echantillonnage ... 27
Méthodes de collecte des échantillons de sang ... 27
Analyses sérologiques ... 28
Analyses statistiques des données ... 29
3.5. Résultats et discussion ... 30
3.6 Conclusion et suggestions ... 35
Références bibliographiques ... 36
Résumé
La toxoplasmose est une zoonose majeure, causée par Toxoplasma gondii. Au Bénin, il n’existe pas d’information sur la présence et la circulation de T. gondii au sein de la population animale ainsi que sur les différentes sources de contamination humaine. Les animaux domestiques représentent le principal réservoir du parasite et agissent comme source de transmission de la toxoplasmose humaine par le biais de la consommation de leur viande. La présente étude a consisté à évaluer le niveau de l’infection chez les ovins et les caprins dont la viande est très appréciée et consommée par la majorité de la population béninoise. Pour ce faire, 215 ovins élevés en zone sahélienne au Nord-Bénin et destinés à la consommation humaine à Cotonou ainsi que 153 caprins d’élevage familial dans trois communes du Sud Bénin ont été prélevés puis analysés au Laboratoire de Diagnostic vétérinaire et de Séro-surveillance (LADISERO) de Parakou. Le diagnostic par la méthode ELISA-indirect a révélé 85 cas positifs aux anticorps anti-Toxoplasma gondii, soit une séroprévalence de 22% (22,56-23,44). Par ailleurs, le niveau d’infection chez les caprins est très élevé (53%) comparé aux ovins (1,4%). Les conditions climatiques en particulier l’humidité et la température seraient responsables de cette disparité.
Mots clés : Bénin, maladie, T. gondii, diagnostic, prévalence.
Abstract
Toxoplasmosis is a major zoonosis caused by Toxoplasma gondii. In Benin, there is no information on the presence and circulation of T. gondii in the animal population and on the different sources of human contamination. Domestic animals represent the main reservoir of the parasite and act as a source of human transmission through the consumption of their meat.
The present study consisted in evaluating the level of the infection in the sheep and goats whose meat is very appreciated and consumed by the majority of the Beninese population. To this end, 215 sheep raised in Sahelian zones in North Benin and intended for human consumption in Cotonou, as well as 153 goats raised in family farms in the agro-ecological zones of southern Benin, were collected and analyzed at the Veterinary Diagnostic and Sero Laboratory. - surveillance (LADISERO) of Parakou. The ELISA-indirect diagnosis revealed 85 positive anti- Toxoplasma gondii antibody cases with a seroprevalence of 22% (22.56-23.44). In addition, the level of infection in goats was very high (53%) compared to sheep (1.4%). Climatic conditions, particularly humidity and temperature, are responsible for this disparity.
Key word: Benin, disease, T.gondii, diagnosis, prevalence.
Introduction
La toxoplasmose est une zoonose majeure mondialement répandue. Elle est causée par le protozoaire Toxoplasma gondii qui peut parasiter tous les animaux à sang chaud (Dubey, 2016). Le chat représente l’hôte définitif du parasite chez qui s’effectue la reproduction sexuée tandis que les autres espèces animales (volaille et mammifères) servent d’hôte intermédiaire.
Chez l’homme, la consommation de viande peu ou mal cuite infectée par Toxoplasma gondii est un facteur de risque important de la toxoplasmose humaine (Tenter et al., 2000). Des cas de toxoplasmose humaine acquise après consommation de viande ovine infectée par T. gondii ont ainsi été reportés en Europe et aux Etats-Unis (Cook et al., 2000 ; Dubey et jones, 2008). Chez les animaux de boucherie, les ovins et les caprins représentent les espèces chez qui les taux d’infection sont les plus élevés. En Afrique, le niveau d’infection des animaux de boucherie par ce parasite zoonotique a été évalué dans plusieurs pays et les données issues de ces études ont été synthétisées par Tonouhewa et al. (2017). Les résultats ont révélé que les porcins, ovins et caprins sont les espèces les plus affectées présentant un risque majeur pour les consommateurs avec des niveaux de prévalence moyenne variant entre 26.1% (17.0-37.0%) et 22.9% (12.3- 36.0%) pour les ovins et caprins respectivement. Au Bénin, il n’existe pas assez d’information sur le niveau d’infection des animaux de boucherie par T. gondii et la prévalence de l’infection chez les ovins et les caprins n’est pas encore disponible à notre connaissance, bien que l’infection humaine soit endémique dans le pays avec un taux d’infection variant entre 49 et 67% chez la femme enceinte (Ogouyemi-Hounto et al., 2014 ; Akpovi et al., 1997). La présente étude se penche donc sur ce problème de santé publique d’actualité en évaluant la prévalence des infections à T. gondii chez les animaux de boucherie destinés à la consommation humaine au Sud du Bénin. Il s’agit explicitement des ovins et caprins qui font partie des espèces les plus consommées dans la région.
L’objectif de la présente étude est d’évaluer la prévalence et les facteurs associés à la toxoplasmose chez les ovins et caprins au Bénin. Ce travail est structuré en trois parties. La première est consacrée à la synthèse bibliographique, la seconde partie est relative à la méthodologie utilisée et la troisième expose les résultats ainsi que leurs discussions.
Première partie : GENERALITES SUR LE STAGE
1. Généralités sur le stage 1.1 Contexte du stage
L’Etat béninois dispose de plusieurs établissements publics de formations techniques et professionnelles qui ont pour mission de former des cadres supérieurs pour le développement de sa nation. Parmi ces établissements, figure l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC) de l’Université d’Abomey- Calavi (UAC), créée par le décret N°2002-551 du 16 décembre 2002, modifié par décret N°2005-078 du 25 février 2005 portant création, attribution, organisation et fonctionnement de l’EPAC. C’est un établissement public d’enseignement supérieur, de formations techniques et professionnelles, à caractère de grande école dotée d’une autonomie financière et d’un règlement pédagogique. L’EPAC dispose de deux grands secteurs d’enseignements : le secteur industriel et le secteur biologique.
Le secteur biologique est composé de cinq (05) départements à savoir : le département de Génie de Biologie Humaine (GBH); le département de Génie d’Imagerie Médicale et de Radiobiologie (GIMR); le département de Production et Santé Animales (PSA); le département de Génie de l’Environnement (GEn) et le département de Génie de la Technologie Alimentaire (GTA).
Le secteur industriel est composé de sept (07) départements dont le département de Génie Civil (GC); le département de Génie Électrique (GE); le département de Génie de Maintenance Biomédicale et Hospitalière (MBH) ; le département de Génie Informatique et Télécommunication (GIT) ; le département de Génie Mécanique et Énergétique (GME) ; le département de Génie de Chimie des Procédés et le département des Sciences Fondamentales.
Dans le cadre de la professionnalisation de l’enseignement supérieur, la formation en licence professionnelle a été instaurée dans le secteur biologique depuis l’année académique 2005-2006. Cette formation se renforce aujourd’hui avec les réformes en cours sur le LMD (Licence-Master-Doctorat) dans le REESAO (Réseau pour l’Excellence de l’Enseignement Supérieur en Afrique de l’Ouest).
Dans le cadre de la préparation du rapport de fin de cycle pour l’obtention du diplôme de licence professionnelle en Production et Santé Animales, l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC) a prévu un stage pratique à l’issue duquel l’étudiant rédige et soutient un rapport.
C’est dans ce cadre que nous avons effectué notre stage pratique de fin de formation à l’Unité de Recherche sur les Maladies Transmissibles (URMAT) en collaboration avec la clinique vétérinaire véto-mobile, afin de renforcer nos connaissances acquises au cours des différentes années de formation.
1.2 Période de stage
Dans le cadre de notre stage de fin de formation devant conduire à l’obtention de la Licence Professionnelle au département de Production et Santé Animales de l’EPAC, nous avons choisi l’Unité de Recherche en Biotechnologie de Production et Santé Animales, afin d’évaluer la
Séroprévalence et les facteurs de risques de la Toxoplasmose chez les petits ruminants au Bénin.
Ce stage a été effectué de Décembre 2017 à Février 2018.1.3 Présentation de l’URMAT
1.3.1 Historique et objectifs de l’URMAT
L’URMAT est une unité de recherche créée et intégrée au Laboratoire de Recherche en Biologie Appliquée (LARBA) le 03 avril 2009. Elle est dirigée par Monsieur Souaïbou FAROUGOU, Professeur Titulaire des Universités (CAMES). Ce dernier est assisté d’une équipe constituée de Professeurs Titulaires, de Maîtres de Conférences (CAMES), de Maîtres-Assistants (CAMES) et des Assistants. Cette unité accueille des mémorants et des doctorants pour leur stage de fin de formation. Le programme de recherche de l’URMAT est centré autour des thématiques ci-dessous : - amélioration génétique des animaux domestiques ;
- tiques du bétail et pathologies transmises ; - qualité microbiologique des aliments ; - conservation des aliments ;
- pathologies infectieuses des animaux domestiques.
Cette unité possède un laboratoire d’acarologie mis en service en mai 2015 et spécialisé dans la recherche des méthodes de lutte endogène contre les tiques résistantes aux acaricides de synthèse utilisés sur le bétail.
1.3.2 Forces et faiblesses 1.3.2.1 Forces
L’URMAT est conduite par un personnel dynamique et qualifié qui assure sa bonne marche. Cette unité de recherche, à travers son responsable, s’est dotée de deux bâtiments. Le premier, destiné à la microbiologie, à l’immunologie et aux pathologies infectieuses, est équipé de matériels et de consommables dont les principaux sont : trois (03) étuves, deux (02) spectrophotomètres, un (01) autoclave, un (01) bain-marie, deux (02) centrifugeuses, un (01) four à micro-onde, deux (02) microscopes photoniques (Olympus), deux (02) microscopes stéréoscopiques, une (01) hotte à flux laminaire, une (01) balance électronique, un (01) agitateur de type vortex, trois (03) réfrigérateurs, un (01) congélateur, deux (02) ordinateurs de bureaux, un (01) thermocycleur, un (01) dispositif pour l’électrophorèse en gel d’agarose, des consommables pour la parasitologie et des ouvrages didactiques et de recherche (collections d’articles). Le deuxième bâtiment mis en service en mai 2015, dispose d’un (01) laboratoire en acarologie, d’une (01) étable, d’une (01) salle polyvalente et d’un (01) bureau pour les assistants. En plus de ces matériels, l’URMAT dispose d’une connexion WIFI internet qui permet aux étudiants et aux différents chercheurs de réaliser leurs travaux dans de meilleures conditions. Les recherches dans cette unité de recherche se font en partenariat avec le Laboratoire d’Etude et de Recherche en Chimie Appliquée, le Centre International de Recherche Développement sur l’Elevage en zone Subhumide (CIRDES) basé au Burkina-Faso, la Faculté de Médecine Vétérinaire de Liège (Belgique), l’Institut de Médecine Tropicale Prince Leopold d’Anvers (Belgique) et l’Ecole Vétérinaire de Lyon (France). L’URMAT réunit des spécialistes en pathologies animales, en parasitologie, en microbiologie, en zootechnie, en normes et contrôle de la qualité des aliments et en génétique animale. Le domaine de compétences de base de
cette unité est le contrôle de la qualité des aliments, la microbiologie, les pathologies infectieuses et la parasitologie.
1.3.2.2 Faiblesses
L’URMAT présente également des insuffisances telles que l’inexistence de groupe électrogène et de forage pour l’alimentation du laboratoire en cas de coupure d’électricité et d’eau.
Deuxième partie : ACTIVITES MENEES ET DIFFICULTES RENCONTREES
2.1 Activités menées
Au cours de notre stage, plusieurs activités ont été menées sur le terrain, à la clinique véto-mobile et à l’URMAT.
2.1.1 Sur le terrain
Sur le terrain, nous avons procédé au prélèvement du sang chez les caprins et des ovins dans des ménages de plusieurs communes au sud du Bénin.
2.1.2 A la clinique véto-mobile
A la clinique véto-mobile, les activités menées étaient principalement :
La clinique urbaine (vaccination des animaux de compagnies, les castrations, les déparasitages) ;
Le conseil zootechnique aux éleveurs.
2.1.3 A l’URMAT
Au cours de notre stage, nous avons participé à la préparation des échantillons de sérum à partir du sang prélevé chez les caprins et les ovins sur le terrain afin d’effectuer des tests sérologiques pour évaluer la séroprévalence de la toxoplasmose chez les animaux échantillonnés. A cet effet, nous avons utilisés une centrifugeuse Bio-RAD, des tubes eppendorf dans lesquels les échantillons de sérums ont été stockés en attendant les tests ELISA qui ont été effectués à l’aide des Kits de détection des anticorps dirigés contre Toxoplasma gondii selon la recommandation du fournisseur.
2.2 Difficultés rencontrées
Au cours de notre stage, la bonne partie de nos travaux s’est déroulée dans de bonnes conditions, ce qui nous a permis d’obtenir des résultats fiables. Néanmoins, nous avions été confrontés à quelques difficultés parmi lesquelles, nous pouvons citer les coupures fréquentes du courant électrique et d’eau.
2.3 Problèmes identifiés
Au cours des différentes interventions sur le terrain à la clinique vétérinaire véto- mobile, nous avons observés des avortements spontanés chez les petits ruminants dans plusieurs ménages. C’est dans le but d’identifier les causes possibles de ces avortements que nous avons cherché à identifier le statut sérologique de ces animaux face à la
toxoplasmose qui est une maladie abortive chez les ruminants, les porcs et la femme enceinte.
TROISIEME PARTIE : Séroprévalence et facteurs de risque de la toxoplasmose chez les petits ruminants au Bénin
3.1 . Généralités sur Toxoplasma gondii 3.1.1 Historique
T. gondii a été découvert par Nicolle et Manceaux (1908) dans les tissus d'un rongeur Nord-Africain, le gundi (Ctenodactylus gundi), qui était utilisé pour la recherche sur la leishmaniose dans le laboratoire de Charles Nicolle à l'Institut Pasteur de Tunis. Le nom Toxoplasma gondii a été inventé par Nicolle et Manceaux (1908) sur la base de la forme en croissant des tachyzoïtes (en grec: toxo = arc ou un arc, plasma = forme ou la vie) et de l’hôte, le gundi (Nicolle et Manceaux, 1909). Simultanément dans la même année, Splendore (1908) travaillant à Sao Paulo, au Brésil, a découvert un parasite similaire chez les lapins qu’il identifia par erreur comme Leishmania (Fergusson, 2009). L'importance médicale de T. gondii est restée inconnue jusqu'en 1939, lorsqu’il a été isolé pour la première fois dans les tissus d'un enfant infecté congénitalement et présentant la triade classique des symptômes à savoir : une hydrocéphalie, une retinochoroidite et une calcification intracrânienne (Dubey, 2008; Innes, 2010). Cependant son importance vétérinaire a été révélée en 1957 quand il a été incriminé dans une série d’avortement chez les brebis dans une ferme aux USA (Dubey, 2008). Plus tard, l’appartenance de T. gondii à la famille des coccidies a été prouvée dans les années 1960, lorsque des études en microscopie électronique ont révélé des similitudes ultrastructurales entre mérozoïtes extra-intestinales de T. gondii et mérozoïtes intestinales des espèces Eimeria responsables des coccidioses animales (Tenter et al., 2000). En 1970, la connaissance du cycle de vie de T. gondii a été complétée par la découverte de la phase sexuée de reproduction du parasite dans les intestins des jeunes chats (Dubey, 2008). Dans les années 1980, T. gondii a émergé comme cause majeure de décès des personnes atteintes du syndrome d'immunodéficience acquise (SIDA), ce qui illustre l'importance du système immunitaire dans la lutte contre l'infection (Innes, 2010). La découverte récente de l'infection commune de certains animaux marins (des loutres de mer) par T. gondii indique la contamination des océans par les oocystes à partir des eaux continentales (Dubey, 2008). Le parasite a par ailleurs été retrouvé dans presque tous les pays du monde et chez tous les animaux à sang chaud, l’homme y compris (Dubey et Beattie, 1988; Innes, 2010).
3.1.2 Description
La toxoplasmose est une anthropozoonose cosmopolite, causée par un protozoaire parasite intracellulaire obligatoire : Toxoplasma gondii (Kasper, 2005). Elle fait partie des maladies parasitaires les plus répandues au monde avec une importance médicale et vétérinaire en raison de son implication dans les avortements et les maladies congénitales chez les hôtes intermédiaires.
Chez les humains, Toxoplasma gondii est responsable d’une variété de syndromes maladifs pouvant varier d’une simple grippe chez les personnes immunocompétentes à une maladie systémique grave chez les individus immunodéprimés et aux malformations congénitales chez les nourrissons, lorsque les femmes sont exposées à l’infection pendant la grossesse (Dubey et Beattie, 1988; Radostits et al., 2006; Innes, 2010).
Chez les animaux domestiques, l’infection est responsable de nombreux avortements et malformations fœtales, principalement chez les petits ruminants et les porcins (Dubey et Jones, 2008). Généralement, il est admis que les ovins et les caprins représentent les espèces les plus affectées ; l’infection se traduisant par des avortements, des lésions oculaires et cérébrales à l’origine de mortalité et de morbidité importantes dans les troupeaux (Buxton et al., 2007). En Europe par exemple, les pertes annuelles ont été estimées à 1,25 million d’agneaux (Innes et al., 2007). L’infection chez le porc est aussi fréquente avec des cas d’épizooties déterminées par des encéphalites et des avortements dans les fermes d’élevage (Dubey et al., 2009). La toxoplasmose fait partie des maladies zoonotiques les plus rencontrées au monde et Toxoplasma gondii (T. gondii) semble être l'un des parasites les plus courants et les plus répandus dans le monde avec le tiers de la population humaine qui serait infecté (Moncada et Montoya, 2012).
Chez l’homme, les infections chroniques ont été longtemps considérées comme inoffensives, mais des études récentes suggèrent des associations avec des maladies neurologiques (épilepsie) ou psychiatriques (schizophrénie) et les accidents de circulation (Torrey et al., 2007 ).
3.1.3 Étiologie
La toxoplasmose est causée par un protozoaire intracellulaire obligatoire Toxoplasma gondii qui appartient au Phyllum des Apicomplexa (Dubey et Beattie, 1988 ; Tenter et al, 2000;
Dubey, 2010). Ce phyllum regroupe des agents pathogènes d'importance médicale et vétérinaire
substantielle dont Plasmodium falciparum (responsable du paludisme), Toxoplasma gondii, Cryptosporidium parvum, Giardia intestinalis, Neospora caninum (responsable de la neosporose chez l’homme et l’animal), les espèces de Theileria (responsable de theileriose animale) et Eimeria (responsable des coccidioses animales et dysenteries amibiennes). Bien que de nombreux autres parasites protozoaires aient une transmission zoonotique, Toxoplasma gondii est considéré comme le parasite le plus répandu et le plus étudié à cause de sa distribution mondiale et de sa capacité à contourner le système immunitaire de l’hôte et d'établir une infection chronique chez tous les animaux à sang chaud (Saeij et al., 2005). C’est également le parasite le plus transmis par l’alimentation chez l’homme via l'ingestion des kystes parasitaires contenus dans les viandes crues ou insuffisamment cuites , ou par l'ingestion d'oocystes contenus dans les légumes ou les eaux de boisson contaminées (Smith, 2009; Ajzenberg, 2011).
3.1.4 Biologie
3.1.4.1 Taxonomie et description du parasite
Taxonomie de Toxoplasma gondii Phylum: Apicomplexa
Classe: Sporozoa Sous-classe: Coccidia Ordre: Eimeriorina Famille: Toxoplasmatidae
Genre: Toxoplasma
Espèce: gondii
Description
T. gondii représente la seule espèce du genre Toxoplasma et existe sous trois formes infectieuses que sont: les tachyzoïtes, les bradyzoïtes et les sporozoïtes.
Tachyzoïte
Aussi appelés trophozoïtes, les tachyzoïtes représentent la forme végétative du parasite.
A ce stade, T. gondii se présente sous la forme d’un parasite intracellulaire obligatoire de 6 à 8 µm de long sur 3 à 4 µm en forme d’arc qui peut parasiter toutes les cellules de l’organisme, dont celles du système des phagocytes multi-nucléés, au sein desquelles il va se multiplier rapidement. Après pénétration dans la cellule hôte, le parasite s’entoure d’une vacuole parasitophore (Black et Boothroyd, 2000). Les vacuoles parasitophores procurent un
environnement idéal pour la multiplication des tachyzoïtes, car elles sont résistantes au processus d’acidification et aux fusions lysosomales. Le temps de régénération des tachyzoites varie entre 6h et 8h (in-vitro) puis ceux-ci sortent des cellules parasitées pour en infecter d’autres. Généralement, chaque cellule parasitée contient entre 64 et 128 parasites qui sont libérés après rupture des membranes (Radke et White, 1998). A ce stade, les parasites possèdent une capacité de multiplication élevée et ont besoin forcément du milieu intra-cellulaire pour survivre et se multiplier. Les tachyzoïtes s’infiltrent dans les cellules par pénétration directe directe ou par phagocytose et se multiplient par endodyogonie dans la cellule hôte. Dans la toxoplasmose aiguë, les tachyzoïtes (2 x 6 µm) se multiplient rapidement et envahissent les cellules de l’organisme infecté. Ils sont capables de traverser la barrière placentaire, mais en cas d'ingestion, ils sont généralement détruits dans l'estomac.
Bradyzoïte
Les bradyzoïtes résultent du stade tachyzoïte au cours de son évolution chez les hôtes intermédiaires. Morphologiquement très proches, ils se distinguent par un métabolisme ralenti conduisant à un état de latence au sein des kystes tissulaires. La dimension de ces kystes peut varier entre 10 µm pour les jeunes kystes qui contiennent deux bradyzoïtes et 100 µm pour les plus anciens qui peuvent contenir jusqu’à 100 voire 1000 bradyzoïtes (Robert-Gangneux et Dardé, 2012). Au sein des kystes, les bradyzoïtes sont inaccessibles aux défenses immunitaires et aux traitements actuels. Ils siègent principalement dans les neurones, les astrocytes, les cellules musculaires et les cellules rétiniennes. Des centaines voire des milliers de bradyzoïtes (1-3 x 5-8,5 µm) sont enfermés dans des kystes tissulaires qui persistent de façon chronique chez les hôtes infectés. Structurellement, les Bradyzoïtes semblent similaires aux tachyzoïtes s’ils sont observés en microscopie optique, tandis qu’en microscopie électronique, l’ultrastructure des bradyzoïtes présente un noyau plus postérieur et des rhoptries disposés en structure alvéolaire contrairement aux tachyzoïtes et contiennent les granules d’amylopectines.
La morphologie distinctive des bradyzoïtes est que leur vacuole parasitophore devient épaisse en formant la paroi des kystes tissulaires, riche en hydrates de carbone. Par ailleurs, les bradyzoïtes sont plus minces et moins sensibles à la destruction par les enzymes protéolytiques que les tachyzoïtes. Les bradyzoïtes peuvent être libérés après rupture des kystes tissulaires au sein de l’organisme parasité et se différencier à nouveau en tachyzoïtes. Cela provoque la réactivation d’une infection latente et se produit généralement chez les personnes immunodéprimées (Montoya et Liesenfeld, 2004). Les modifications du pH, de l'environnement, les écarts de température, le traitement à l'IFN-γ ou l'inhibition de la chaîne
respiratoire mitochondriale peuvent induire la transition du stade tachyzoïtes au bradyzoïtes.
Les kystes tissulaires de T. gondii peuvent être détruits par des températures égales ou supérieures à 67°C (Dubey, 2016). La cuisson dans un four à micro-ondes, le salage, le séchage, et le décapage sont également des moyens plus ou moins fiables pour détruire les kystes tissulaires. La congélation semble détruire les kystes de T. gondii à -20°C pendant 54 heures, mais le parasite peut survivre dans des conditions de gel (Dubey, 2016). À + 4°C, les kystes de tissus de T. gondii peuvent rester viables jusqu’à 56 jours dans une solution NaCl à 0,85%.
Oocystes
Les oocystes sont les formes de résistance du parasite dans le milieu extérieur. Ils sont le résultat de la reproduction sexuée chez l'hôte définitif. Chaque oocyste contient deux sporocystes mesurant 2x6 à 8µm. Huit sporozoïtes (2 x 6-8 µm) sont présents dans chaque oocyste sporulé (11 x 13 µm). Les Oocystes non sporulés ont une forme subsphérique à sphérique avec un diamètre de 10x12µm. Les oocystes sporulés quant à eux ont une forme subsphérique à ellipsoïde avec un diamètre de 11x13µm. La paroi des oocystes sporulés se compose de trois couches : une couche externe dense, une couche moyenne et une couche interne moins dense. Les oocystes sont principalement répandus dans l'environnement par le vent, l'eau, le fumier et par les invertébrés (vers de terre, arthropodes) . Ils peuvent contaminer l'eau de surface, le sol, les fruits et les légumes. La sporulation des oocystes dépend de la température ambiante et de l’oxygène et s’effectue entre 1 et 21 jours après l’émission. Elle a lieu entre 2 à 3 jours à 24°C, 15 à 18 jours à 15°C et entre 14 à 21 jours à 11°C. Les oocystes sporulés sont très résistants aux conditions environnementales (Dubey, 2016). Dans des conditions naturelles à l'extérieur, à l'ombre et exposés à une gamme de température de 5,5°C à 35,5°C, les oocystes ont survécu dans les excréments de chat à découvert pendant 2 mois et demi et presque un an dans les excréments couverts. Des études expérimentales ont montré que les oocystes restent infectieux jusqu'à 54 mois à + 4°C. Ils sont hautement imperméables et par conséquent, sont également très résistants aux désinfectants (Frenkel, 2000). Le traitement aux rayons ultraviolets (UV) peut être un moyen efficace de désinfection pour inactiver les oocystes de T. gondii contenus dans l'eau potable (Dumètre et al., 2008).
3.1.4.2 Cycle évolutif
Hôtes du parasite
Le cycle évolutif de T gondii s’accomplit en passant par deux types d’hôtes : hôtes
quelques félidés sauvages des genres Felis et Lynx (Dubey, 2016). Ceux-ci jouent un rôle important dans l’épidémiologie de la toxoplasmose, car ils libèrent dans leurs matières fécales les oocystes qui sporulent dans le milieu extérieur et deviennent très résistants aux agents de destruction physique et chimique conventionnels. Les hôtes intermédiaires sont multiples et sont représentés par les mammifères et les oiseaux (Dubey, 2009). Les mammifères constituent la source principale d’infestation de l’homme, car la viande de volaille et les œufs constituent des sources d’infestation bien moindres (Dubey, 2009).
Cycle de vie du parasite
Le cycle de vie de T. gondii est hétéroxène (cycle complexe), c'est-à-dire qu’il peut infecter deux types d’hôtes : un hôte définitif (HD), membre de la famille des félidés, chez qui se déroule les phases sexuées et asexuées, et un hôte intermédiaire homéotherme (HI), oiseau ou mammifère, chez lequel se déroule exclusivement la multiplication asexuée du parasite par endodyogonie. Trois stades infectieux de T. gondii sont reconnus dans le cycle parasitaire: les sporozoïtes contenus dans les oocystes excrétés dans l’environnement par les félidés, les tachyzoïtes intracellulaires (formes invasives chez l’hôte infecté) et les bradyzoïtes présents dans des kystes tissulaires (formes latentes chez l’hôte infecté) (Dubey et al., 2016).
Les modalités du cycle hétéroxène sont les suivantes :
- Les chats domestiques (Felis catus) et d’autres espèces de félidés, suite à leur infection, excrètent dans leurs fèces des millions d’oocystes non sporulés (non infectieux) pendant une à trois semaines (Afssa, 2005).
- Dans le milieu extérieur, ces oocystes sporulent en 1 à 21 jours devenant ainsi infectieux (Afssa, 2005). Les oocystes sporulés sont particulièrement résistants dans l’environnement et peuvent rester viables et infectieux pendant plus d’une année dans le sol (Afssa, 2005).
- Les HI se contaminent via l’ingestion d’oocystes présents sur les végétaux, dans le sol ou dans l’eau. Après rupture de la paroi de l’oocyste dans l’épithélium de son hôte, les sporozoïtes évoluent en tachyzoïtes qui se dispersent dans les tissus via les systèmes lymphatiques et sanguins. Les tachyzoïtes colonisent rapidement les cellules où ils se multiplient et s’enkystent, se transformant en bradyzoïtes.
- Plusieurs centaines de bradyzoïtes sont présents à l’intérieur des kystes intracellulaires et peuvent persister potentiellement pendant toute la durée de vie de l’hôte (Afssa, 2005). Les kystes tissulaires sont surtout présents dans les tissus nerveux et musculaires
- Les félidés se contaminent alors via l’ingestion des kystes tissulaires (ou des tachyzoïtes) contenus ou présents dans leurs proies infectées et, après la phase de multiplication sexuée au niveau de l’épithélium intestinal, ils excrètent des oocystes dans leurs fèces.
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Différents cycles de transmission
Comme montré dans la figure ci-dessus, le passage de T. gondii par les deux types d’hôtes (Hôte définitif et Hôte intermédiaire) n’est pas obligatoire. Cela permet la coexistence de plusieurs cycles de transmission qui ont chacun le potentiel d’assurer la transmission du parasite (Tenter et al. 2000). Les oocystes peuvent se transmettre directement à l’hôte définitif sans passage préalable par un hôte intermédiaire (cycle 2). Un troisième cycle de transmission est possible entre les hôtes intermédiaires via les interactions proies prédateurs (cycle 3).
L’ingestion de kystes tissulaires présents chez les proies infectées permet ainsi l’infection de prédateurs ou de charognards qui ne sont pas des félidés. En plus de la possibilité d’infection à
Figure 1: Cycle évolutif de T. gondi
congénitale est possible lors de la phase aiguë de parasitémie maternelle durant laquelle les tachyzoïtes peuvent franchir la barrière placentaire.
3.1.5 Diversité génétique, pathogénicité et virulence des souches
Des isolats clonaux et recombinants de T. gondii existent à cause de la reproduction sexuée et asexuée du parasite (Sibley et al., 2009). La biologie des populations de T gondii indique que malgré l’existence d’un cycle de reproduction sexuée bien documenté chez le chat, le parasite semble se reproduire dans la nature en une large variété de lignée clonale, avec des recombinaisons sexuelles se produisant dans de rares cas, ce qui peut dans ces conditions, contribuer à la diversité génétique du parasite. Par ailleurs, de récentes études conduites dans différentes régions éloignées géographiquement ont révélé qu’il existe une variabilité génétique parmi les isolats de T. gondii d’origine animale qu’humaine (Ajzenberg et al., 2004).
Généralement, il est admis qu’il existe trois lignées clonales de T. gondii réparties en génotype.
Il s’agit des souches de type I, II et III qui peuvent être d’origine animale ou humaine. La pathogénicité de T. gondii est déterminée par la virulence de ses souches et la sensibilité de l’hôte infecté. Cependant, le génotype de la souche infectante demeure le principal facteur de pathogénicité. Les souches de type I sont hautement virulentes chez les souris et potentiellement chez l’homme. Les souches de types II et III sont relativement moins virulentes et établissent des infections chroniques. Le type II est plus commun que le type III, tant chez les animaux infectés que dans les cas de toxoplasmose humaine. Les infections humaines causées par les souches de type I sont fréquentes chez les patients vivants avec le VIH/SIDA et beaucoup plus chez ceux souffrant de toxoplasmose oculaire (Khan et al., 2005) ,tandis que les souches de type II sont les souches les plus impliquées dans les cas de toxoplasmose humaine que ce soit les infections congénitales ou celles sévissant chez les patients du VIH/SIDA en Amérique du Nord et en Europe (Boothroyd and Grigg, 2002; McLeod et al., 2012). Le type III est largement confiné aux animaux (Ajzenberg et al, 2004). Les souches de type II représentent la lignée la plus répandue au monde suivie des souches de type III. Les souches de type I largement répandues ont été moins isolées. Plusieurs autres génotypes clonaux ont été identifiés en Amérique du Sud (Majumdar, 2010). Il existe également des souches rares ou atypiques extrêmement virulentes, isolées d’espèces exotiques ou de régions géographiquement reculées. Ces souches sont des recombinants des types I, II et III (Ajzenberg et al, 2010).
3.2 Impact de la toxoplasmose
Chez les animaux
La toxoplasmose a un impact économiquement important sur la production animale à l'échelle mondiale car elle fait partie des causes majeures d’avortements et d’échecs de la reproduction chez les ovins, caprins et porcins. Cela conduit généralement à des taux de mortinatalité et de mortalité néonatale élevés dans les élevages infectés. La gravité de l'infection est associée au stade de la gestation au cours duquel la brebis s’infecte ; l’infection présente de plus graves conséquences au début de la gestation (Dubey, 2009). Ainsi, en Uruguay, Freyre et al. (1997) ont estimé que les pertes annuelles dues à la toxoplasmose chez les ovins pouvaient être chiffrées entre 1.4 et 4.7 millions de Dollar US. En Italie, les pertes économiques dues à la mortalité des agneaux en cours de lactation ont été estimées à 10 millions d'euros par an (Masala et al., 2003).
Chez l'homme
Chez l’homme, il a été estimé que le tiers de la population mondiale serait touché par la toxoplasmose de façon chronique (Dubey 2004). Malgré le faible risque de toxoplasmose congénitale (1-15 cas pour 10 000 naissances) (EFSA 2007; Dubey et Jones 2008; Villena et al., 2010), son coût socio-économique est élevé du fait de sa sévérité et de son traitement (Kijlstra et Jongert 2008). Aux Etats-Unis par exemple, il a été estimé que la charge annuelle de la toxoplasmose congénitale au sein de la population humaine variait entre 400 millions et 8.8 milliard USD répartis principalement en soins prodigués aux enfants.
Dans les pays où la thérapie antirétrovirale n’est pas disponible, l’infection par T. gondii est responsable d’encéphalite sévère chez près de 40% des patients atteints du syndrome d’immunodéficience acquise (SIDA) et provoque la mort d’environ un tiers de ces patients (Tenter et al., 2000). Chez les individus immunocompétents, les cas symptomatiques de toxoplasmose acquise (environ 20%) devraient être sous-diagnostiqués, notamment les cas de toxoplasmose oculaire (Afssa 2005; EFSA 2007; Dubey et Jones 2008; Villena et al. 2010).
Aux États-Unis, jusqu’à 2% des personnes infectées par T. gondii développeraient des lésions oculaires (Jones et Holland 2010). Dans certaines régions au Brésil où la prévalence de la toxoplasmose est très élevée, la prévalence de maladies oculaires lors de toxoplasmose acquise est supérieure à 20%, faisant ainsi de cette maladie une cause majeure de cécité en Amérique du Sud (EFSA 2007; Ajzenberg 2010). Parmi les infections d’origine alimentaire, la toxoplasmose est responsable d’un des fardeaux de maladies les plus élevés dans plusieurs
pays (EFSA 2007; Havelaar et al. 2010), du fait de la sévérité des symptômes observés et ce, malgré les rares cas enregistrés. Ainsi, aux États-Unis, la toxoplasmose est considérée comme la deuxième cause de mortalité après la salmonellose et la quatrième cause d’hospitalisation après la salmonellose, la norovirose et la campylobactériose. C’est ainsi que le Centre de contrôle des maladies (CDC) des USA classe cette infection parmi les cinq infections parasitaires négligées aux États-Unis. Ces dernières sont ciblées en priorité pour des actions de santé publique.
3.3 Epidémiologie de la toxoplasmose chez les petits ruminants
Voies de transmission
Dans l’épidémiologie de la toxoplasmose, le chat et certaines espèces de félidés jouent un rôle déterminant (Acha et Szyfres, 1988). En effet, une fois infectés après avoir consommé de la viande crue de muridés et d’oiseaux contaminés (Tenter et al, 2000), ceux-ci rejettent dans leurs fèces des ookystes de Toxoplasma gondii. Le cycle sexué est bouclé dans les intestins du chat qui, excrète les ookystes dans le milieu extérieur. Les hôtes intermédiaires dont les ovins et caprins vont s’infecter par la suite en ingérant ces oocystes souillant l’environnement une fois aux pâturages ou en buvant des eaux de surface souillées par les oocystes de T. gondii. La plupart des animaux acquièrent une infection postnatale par ingestion d'oocystes à partir de l'environnement souillé, tandis que l’infection survient parfois de façon verticale par transmission du parasite des brebis aux agneaux par voie trans-placentaire, ce qui a pour conséquence les avortements, la naissance de fœtus momifiés, des mortinatalités et des infections congénitales (Dubey, 2009)
Symptômes
Les infections à T. gondii chez les ovins et les caprins sont habituellement asymptomatiques ; l’infection se manifestant par des antécédents de reproduction. Les avortements touchent principalement les ovins et sont moins fréquents chez la chèvre. Si l’infection survient dans les premiers stades de gestation, il se produit une colonisation du placenta, puis atteinte du fœtus, ce qui conduit généralement à la mort du fœtus suivie d’une résorption, d’une momification ou d’un avortement. Par ailleurs, une infection tardive survenant après 70 jours de gestation a pour conséquence l’infection du fœtus avec la naissance d’agneau prématuré et faible, souvent accompagné de fœtus momifié. Peuvent survenir également des anomalies cérébrales dues à l’anoxie provoquée par l’infection et la dégénérescence du placenta et des cas de forte mortinatalité dans les troupeaux infectés.
Prévalence
La prévalence de la toxoplasmose est variable en fonction des espèces. Chez les ovins et les caprins, elle est plus élevée et se traduit par une grande fréquence d’avortements (Dubey et al. 2009). Des études sérologiques réalisées un peu partout dans le monde ont montré une variabilité des niveaux d’infection que ce soit chez les ovins ou les caprins. En Afrique, ces études ont montré un niveau de prévalence variant entre 4% en Afrique du Sud et 71% en Lybie chez les ovins (Samra et al., 2007., Al-Mabruk et al., 2013) tandis que chez les caprins le niveau d’infection évoluerait entre 3% au Nigéria et 75% en Ethiopie (Falade et al., 1978 ; Teshale et al., 2007).
Diagnostic de la toxoplasmose
Il existe deux types d’indicateurs épidémiologiques pour évaluer le degré d’infection dans une population. Il s’agit entre autre du diagnostic sérologique et du diagnostic parasitaire.
Pour estimer ces deux indicateurs, plusieurs méthodes de laboratoire ont été développées. Le diagnostic sérologique de la toxoplasmose chez les animaux est basé principalement sur la détection d’immunoglobulines de type G (IgG) (Afssa 2005). Les tests sérologiques sont les mêmes que ceux utilisés chez l’Homme, mais ils présentent des limites importantes chez les animaux. Très peu de tests sérologiques ont été validés et ce seulement chez quelques espèces domestiques. Aucun test n’a fait l’objet d’une validation pour son utilisation chez les espèces sauvages. Actuellement, le MAT et l’ELISA sont les tests sérologiques de référence, mais le MAT est le test le plus utilisé dans les études sérologiques. De plus, il existe des kits commerciaux sur le marché dans de nombreux pays et son utilisation est très simple et ne nécessite pas d’équipements sophistiqués contrairement aux autres méthodes de diagnostic
Prophylaxie et traitement de la toxoplasmose chez les petits ruminants Dans les pays en voie de développement comme la plupart des pays africains, les systèmes d’élevage dominants sont de type extensif. Dans ces conditions, il est très difficile voire impossible de prévenir l’infestation des animaux de boucherie par T. gondii. Par contre, le niveau d’infection des petits ruminants peut être contrôlé par des mesures de prévention dont la plus importante est la vaccination.
Il existe un vaccin utilisable chez les ovins pour prévenir la toxoplasmose (Buxton, 1998). Ce vaccin est issu de la souche S48 isolée en Nouvelle-Zélande et atténuée par 3000 passages successifs sur souris (Buxton, 1998). Testé sur des brebis gestantes, il protège les
nécessaire tous les trois ans pour perpétuer son efficacité. Ce vaccin est commercialisé en Europe et en Nouvelle-Zélande pour réduire les pertes liées à la toxoplasmose congénitale dans les fermes d’élevage d’ovins. Le traitement consiste en une injection de 2 ml de la suspension vaccinale qui induit une protection immunitaire pour 18 mois environ. Par ailleurs, il existe des risques de réversion chez l’hôte vacciné dus à la forme vivante atténuée de la souche utilisée (Buxton, 1998). Les recherches sont donc toujours en cours pour la production d’un vaccin non infectieux à cause du risque de réversion (Dubey, 2009). Il n’existe toujours pas de vaccins utilisables chez le chat et les autres espèces pour prévenir l’excrétion d’ookystes dans l’environnement (Dubey, 2001).
3.4. Matériel et méthodes 3.4.1 Milieu d’étude
La présente étude a été réalisée dans les communes d’Abomey -Calavi, d’Allada et de Cotonou.
Commune d’Abomey-Calavi
La commune d’Abomey-Calavi est située dans la partie Sud de la République du Bénin et est limitée au Nord par la commune de Zè, au Sud par l’océan Atlantique, à l’Est par les communes de Sô-Ava et de Cotonou et à l’Ouest par les communes de Tori-Bossito et de Ouidah (figure 2). Elle compte soixante-dix (70) villages et quartiers de ville. Cette commune a un relief peu accidenté. Ses traits caractéristiques sont : une bande sablonneuse avec des cordons littoraux, des plateaux de terre de barre, et des dépressions et marécages. Le climat est de type sub-équatorial marqué par deux saisons pluvieuses et deux saisons sèches. Le réseau hydrographique est constitué essentiellement de deux plans d’eau que sont le lac Nokoué et la lagune côtière. Par ailleurs, la commune dispose d’une façade maritime juxtaposée à la lagune côtière, des marais, des ruisseaux et des marécages.
La plus grande partie du territoire de cette commune est composée de sols ferrugineux tropicaux et sablonneux, peu propices à l’agriculture. Les terres cultivables sont estimées à 464,5 km². Le couvert végétal de la commune varie selon les faciès traversés. Ainsi, on y rencontre la mangrove à palétuviers et des cocoteraies dans la zone côtière, une savane dégradée sur le plateau avec une prédominance de la jachère à palmier à huile et un groupement herbeux dans les marécages et le long des berges du lac Nokoué.
Commune d’Allada
Située presqu'au centre du Département de l'Atlantique et à 54 Km de Cotonou, la capitale économique du Bénin, la commune d'Allada couvre une superficie de 381 km2. Elle est limitée au Nord par la commune de Toffo ; au Sud par la commune de Tori- Bossito; à l'Est par la commune de Zè; à l'Ouest par les communes de Kpomassè et de Bopa. Le climat de la commune d'Allada est de type subéquatorial caractérisé par deux saisons de pluie et deux saisons sèches qui s'alternent annuellement comme suit : - une grande saison des pluies de mi-mars à mi-juillet ;
- une petite saison sèche de mi-juillet à mi-septembre ;
- une grande saison sèche de mi-novembre à mi-mars.
Cette pluviométrie ainsi repartie offre d'immenses opportunités agricoles à la Commune.
En considérant les 20 dernières années, le total pluviométrique annuel moyen est de 978.50 mm de pluie. Les mois les plus secs sont : novembre, décembre, janvier, février et les mois les plus pluvieux sont : mai, juin, juillet. La température varie suivant les mois sur l'ensemble de la commune.
Sur le plan pédologique, près de 90 % du territoire de la commune d'Allada est constitué de sols ferralitiques avec par endroit des sols latéritiques, argileux et hydromorphes.
C'est donc un milieu très favorable à l'agriculture. Le couvert végétal est principalement caractérisé par des mosaïques de culture et jachère. De plus, les plantations recouvrent plus de 20% de la commune et sont principalement observées dans la portion Nord.
Commune de Cotonou
La commune de Cotonou est située sur le cordon littoral qui s’étend entre le lac Nokoué et l’Océan Atlantique, constituée de sables alluviaux d’environ cinq mètres de hauteur maximale. Elle représente la seule commune du département du Littoral et est limitée au Nord par la commune de Sô-Ava et le lac Nokoué, au Sud par l’Océan Atlantique, à l’Est par la commune de Sèmè-Kpodji et à l’Ouest par celle d’Abomey-Calavi (figure 2). Elle couvre une superficie de 79 km2, dont 70% sont situés à l’Ouest du chenal. Les quartiers de l’Est sont reliés à la partie Ouest par trois ponts.
A l’Ouest de Cotonou, se trouvent le Port Autonome et l’Aéroport International qui font de la ville la plus importante porte d’entrée et de sortie du Bénin, tandis que l’Est dispose d’une vaste zone industrielle.
Le climat est de type sub-équatorial avec une alternance de deux saisons pluvieuses (avril à juillet et septembre à novembre) et de deux saisons sèches (décembre à mars et Août). Pendant la grande saison de pluies, la ville est menacée par de graves inondations, offrant ainsi aux cotonois le spectacle d’un gros village lacustre (niveau bas fortement influencé par les variations du niveau des plans d’eau). Le niveau maximal des crues est de 1,5 m. La pluviométrie varie entre 900 et 1200, mm alors que la température moyenne est de 27 °C environ. Le vent le plus remarquable dans la commune est le harmattan qui se manifeste généralement de Novembre à Décembre.
Le relief de la commune est peu accidenté avec des marécages. Le sol est sableux. La nappe phréatique se trouve à proximité de la surface du sol dont la perméabilité élevée accélère l’infiltration des eaux pluviales et usées, ce qui pourrait générer des risques de pollution. On peut distinguer un certain nombre de formations végétales bien tranchées :
en bordure de la côte, les sables du cordon littoral sont couverts de plantations de cocotiers;
une zone à végétation rare et clairsemée, formée essentiellement d’halophytes sur le cordon littoral.
-L’Abattoir central de Cotonou
L’abattoir de Cotonou est implanté à Dandji au PK6 sur la voie inter-Etat Bénin-Nigéria reliant les villes de Cotonou et de Porto-Novo dans le premier arrondissement de la Commune de Cotonou. La superficie initiale de cet abattoir est de 3 hectares 53 ares 23 centiares, mais ce domaine fait l'objet d'une occupation anarchique par des populations expropriées et non dédommagées par l'Etat. La zone d’implantation reconnue marécageuse, constitue un obstacle pour la réalisation des activités de l’abattoir. En effet, pendant les périodes de pluies, l’accès devient difficile, l’espace de travail est inondé tout comme les parcs de stabulation et, bien souvent, les fosses de rejet des eaux grasses sont envahies par la nappe souterraine.
Aujourd’hui, situé dans une grande agglomération à forte densité d’habitants, l’établissement constitue une source de nuisances et de pollutions diverses pour les populations riveraines.
Cependant un programme de réhabilitation est en cours de r é a l i s a t i o n dans l’optique de rénover les infrastructures. L’établissement comporte des locaux administratifs, sanitaires et techniques.
Figure 2 : Localisation des communes d’enquête
3.4.2 Matériel d’étude
Le matériel biologique est représenté par les échantillons de sang prélevés chez les caprins dans trois communes au Sud du Bénin : Cotonou, Abomey-Calavi, Allada. En plus des caprins, des ovins sahéliens en provenance de deux zones agro-écologiques du Nord-Bénin ont été prélevés à l’abattoir de Cotonou pour évaluer le niveau de prévalence entre la région Nord et Sud du Pays.
3.4.3 Méthodes
Echantillonnage
Une enquête séro-épidémiologique a été réalisée entre octobre 2016 et décembre 2017 dans deux régions du Bénin pour évaluer le niveau d’infection des ovins et caprins par T.gondii, agent étiologique de la toxoplasmose. Pour l'échantillonnage, une taille minimale de 97 a été calculée par espèce selon la formule n= Z2 X P (1-p)/d2, afin d'estimer la prévalence avec au moins d= 10% de précision, P=50% de prévalence attendue dans un intervalle de confiance Z=
95% selon Thrusfield (2005). Dans un premier temps, 153 échantillons de chèvres ont été prélevés en élevage familial au niveau de 31 ménages dans trois communes du Sud-Bénin. Il s’agissait entre autres des animaux élevés en élevage familial qui évoluent à proximité des cases. Ces derniers partagent la plupart du temps le même environnement que l’homme et les chats. En plus de ces échantillons, 215 ovins sahéliens élevés en système d’élevage extensif dans deux zones agro-écologique de l’extrême Nord-Bénin où règne un climat sec toute l’année (température >35°C) ont été prélevés à l’abattoir de Cotonou portant le nombre d’échantillons collectés à 368.
Méthodes de collecte des échantillons de sang
Sur chaque animal vivant, choisi dans les ménages ou à l’abattoir, environ 5 ml de sang ont été prélevés au niveau de la veine jugulaire. Le sang est collecté dans des tubes secs puis ramené au laboratoire dans des glacières munie de carboglace. Après centrifugation à 3500 tours/min pendant 5min, les sérums de chaque tube ont été transférés dans deux tubes eppendorf, marqués de l’identifiant de chaque animal et stockés à -20°C au congélateur jusqu’à la réalisation des tests sérologiques. Par ailleurs, chaque prélèvement a été accompagné d’un questionnaire renseignant sur la situation géographique de la zone de prélèvement, l’âge, le sexe, la race de l’animal, la présence de chats dans les ménages et le lieu de provenance de l’animal pour les ovins. Ces données ont été utilisées pour identifier les facteurs de risque influençant l’infection des animaux étudiés par Toxoplasma gondii.
Analyses sérologiques
Les anticorps IgG dirigés contre T. gondii dans les sérums ont été détectés au Laboratoire de Diagnostic vétérinaire et de Séro-surveillance de Parakou (LADISERO) par la méthode ELISA indirect utilisant l’antigène P30 spécifique de Toxoplasma gondii à l’aide des Kits « ID Screen Toxoplasmosis MultispeciesR » de Innovative Diagnostic, Montpellier, France selon les instructions du fabricant.
o Principe du test
Des cupules sont sensibilisées avec l’antigène P30 spécifique de Toxoplasma gondii.
Les échantillons à tester et les contrôles sont distribués dans les cupules. Les anticorps spécifiques de Toxoplasma, s’ils sont présents, forment un complexe antigène-anticorps. Après lavage, un conjugué anti-multi-espèces marqué à la peroxydase (HRP) est distribué dans les cupules. Il se fixe aux anticorps, formant un complexe antigène-anticorps-conjugué-HRP.
Après élimination du conjugué en excès par lavage, la réaction est révélée par une solution de révélation (TMB). La coloration qui en résulte est liée à la quantité d’anticorps spécifiques présents dans l’échantillon à tester:
- En présence d’anticorps dans l’échantillon, il apparaît une coloration bleue qui devient jaune après blocage.
- En absence d’anticorps dans l’échantillon, il n’apparaît pas de coloration. La lecture est réalisée à 450 nm.
o Mode Opératoire
Pour la manipulation, les réactifs ont été ramenés à température ambiante (27°C ± 5°C) et ont été homogénéisés avant leur utilisation. Une dilution au 1 /10 des sérums de porcs et des témoins négatifs et positifs fournis dans le kit a été effectuée puis les échantillons ont été distribués dans les cupules selon le mode opératoire décrit ci-dessous :
1. Distribuer 90 µl de Tampon de dilution 2 dans chaque puits.
2. Distribuer:
- 10 µl de Contrôle Négatif dans les cupules A1 et B1.
- 10 µl de Contrôle Positif dans les cupules C1 et D1.
- 10 µl de chaque échantillon à tester dans les cupules restantes.
3. Incuber 45 min ±4 min à 21°C (±5°C).
4. Laver 3 fois chaque cupule avec environ 300 µl de Solution de lavage. Eviter le dessèchement des cupules entre les lavages.
5. Préparer le Conjugué 1X en diluant le Conjugué 10X au 1/10ème en Tampon de dilution 3.
6. Distribuer 100 µl de Conjugué 1x dans chaque cupule.
7. Incuber 30 min ±3 min à 21°C (±5°C).
8. Laver 3 fois chaque cupule avec environ 300 µl de solution de lavage.
9. Distribuer 100 µl de Solution de révélation dans chaque cupule.
10. Incuber 15 min ±2 min à 21°C (±5°C) à l’obscurité.
11. Distribuer 100 µl de Solution d’arrêt dans chaque cupule pour arrêter la réaction.
12. Mesurer et enregistrer les densités optiques à 450 nm au spectrophotomètre.
o Interprétation des résultats
Pour l'interprétation des résultats, le pourcentage S/P (S : Sample ; P : Positive control) a été calculé avec la formule suivante : S/P % = (DO de l'échantillon / DO du témoin positif) x 100. Si S/P est inférieur ou égal à 40%, le résultat est considéré comme négatif ; si S/P est compris entre 40% et 50%, le résultat est considéré comme douteux; si S/P est supérieur ou égal à 50% et inférieur à 200%, le résultat est considéré comme positif ; si S/P est supérieur ou égal à 200%, le résultat est fortement positif. Le test est validé si la valeur moyenne de la DO du témoin positif est supérieure à 0,350 (DO>0,350) et si le rapport entre la moyenne des DO des contrôles positifs (DOcp) et la moyenne des DO des contrôles négatifs (DOcn) est supérieure à 3,5.
Analyses statistiques des données
La prévalence de la toxoplasmose a été calculée selon la formule P=np/N où np représente le nombre de positif et N la taille de l’échantillon. Pour chaque facteur de variation, les Odd-Ratios, ainsi que les intervalles de confiance à 95% ont été calculés et la comparaison des prévalences entre les différentes modalités a été effectuée en utilisant le Test de khi-carré ou le test exact de Fischer à l’aide du logiciel Epi-Info 7 (Epi-InfoTM CDC, USA).
3.5. Résultats et discussion
3.5.1 Résultats
Caractéristiques de la population échantillonnée
La figure 3 présente la proportion des animaux échantillonnés en fonction de l’espèce.
Au total 215 ovins soit 58% de l’effectif total composé de 160 femelles et 55 mâles ont été retenus (figure 4). Il s’agit des animaux de race sahélienne et Djallonké élevés sur parcours naturels dans l’extrême Nord-Bénin où règne un climat tropical sec toute l’année et destinés à la consommation humaine à Cotonou. En complément, 153 caprins de race locale ont été prélevés dans 31 ménages dans les communes de Cotonou, Calavi et Allada. Ces animaux sont généralement élevés autour des cases où ils partagent la plupart du temps la proximité des autres animaux domestiques dont les chats, hôtes intermédiaires de T.gondii. Les caprins retenus étaient composés à 70% de femelles (106) et 30% de mâles (47).
42% 58%
Ovins Caprins
0 50 100 150 200
ovins caprins
Male Femelle
Figure 3 : répartition des animaux
échantillonnés en fonction de l’espèce Figure 4 : proportions des animaux échantillonnés en fonction du sexe
Séroprévalence des infections à T. gondii chez les caprins Tableau I : séroprévalence de la toxoplasmose chez les caprins
variables Modalités Effectif total
No.
Positif
Prévalence (%)
OR 95% CI
Caprins 153 82 53,60 45,7-61,5
Sexe Mâle 47 20 30,72 Référe
nce
Femelle 106 62 69,28 1,9 (p=0,08) 0,97-3,81
Age < 6 mois 21 8 38,10 Référence
7-18 mois 71 36 50,70 1,67 (p=0,44) 0,61-4,52
> 18 mois 61 38 62,29 2,68 (p=0,09) 0,96-7,45
Communes Allada 44 14 31,81 Référence
Abomey-Calavi 68 30 44,11 1,69 (p=0,23) 0,76-3,74
Cotonou 41 38 92,68 4 (p=0,032) 1,07-15,002
Présence de chat
Oui 112 58 51,78 Référence
Non 41 24 58,53 1,31 (p=0,47) 0,63-2,70
Pour la présente étude, le niveau d’infection des caprins évoluant en élevage familial dans trois communes du sud-Bénin a été évalué. Il s’agit des communes de Cotonou, Abomey- Calavi et d’Allada. Au total, 153 caprins ont été prélevés dans les élevages familiaux de 31 ménages de ces communes.
Sur les 153 sérums analysés par ELISA, 82 se sont révélés positifs aux anticorps dirigés contre T. gondii, soit une prévalence globale de 53,6% (82/153). La séroprévalence à varier en fonction de l’âge puisque les animaux âgés de plus de 1 an ½ (38/61) avaient 2,6 plus de chance d’être infectés par rapport aux animaux âgés de moins de 6 mois, mais le test de χ2 effectué n’a pas montré une différence significative entre les valeurs observées (p=0.09). De même nous n’avons pas observé une différence significative entre le niveau d’infection en fonction du sexe (p=0.08) bien que la séroprévalence chez les femelles soit plus élevée que chez les mâles. Par contre la séroprévalence a fortement évolué en fonction des communes. En effet nous avons obtenu une séroprévalence très élevée (92,6 %) chez les animaux élevés à Cotonou , contre 44%
à Abomey-Calavi) et 30% à Allada. Les animaux élevés à Cotonou avaient donc 4 fois plus de chance d’être infecté par les oocystes de T.gondii que ceux d’Allada et 2 fois plus que ceux d’Abomey-Calavi avec une différence significative au seuil de 5% (p<0.05). L’ensemble des résultats est synthétisé dans le tableau 1.
OR : Odd-Ratio ; IC : intervalle de confiance ; P : p-value
