Anne GATIGNOL DOCTORAT EN MEDECINE Thèse

Année 2019/2020 N°

Thèse

Pour le

DOCTORAT EN MEDECINE

Diplôme d’État par

Anne GATIGNOL

Née le 20/07/1990 à Clermont-Ferrand (63)

Intérêt pronostique du dosage des IgA2 spécifiques dans la désensibilisation au venin d’abeille : développement d’une méthode de dosage et étude pilote.

Présentée et soutenue publiquement le 20 Septembre 2019 devant un jury composé de :

Président du Jury : Professeur Hervé WATIER, Laboratoire d’Immunologie, Faculté de Médecine- Tours

Membres du Jury :

Professeur Laurent MACHET, Dermatologie, Faculté de Médecine -Tours

Professeur Gilles THIBAULT, Laboratoire d’Immunologie, Faculté de Pharmacie -Tours Professeur Thierry URBAN, Pneumologie, Faculté de Médecine -Angers

Directeur de thèse : Docteur Guillaume BRACHET, AHU, Laboratoire d’Immunologie, Faculté de

Médecine -Tours

01/09/2019 / 4 UNIVERSITE DE TOURS

FA F AC CU UL LT TE E D DE E M ME ED DE EC C IN I NE E D DE E T TO OU UR RS S

DOYEN Pr Patrice D IOT

VICE-DOYEN Pr Henri M ARRET

ASSESSEURS

Pr Denis A NGOULVANT , Pédagogie

Pr Mathias B UCHLER , Relations internationales

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Pr François M AILLOT , Formation Médicale Continue Pr Patrick V OURC ’ H , Recherche

RESPONSABLE ADMINISTRATIVE Mme Fanny BOBLETER

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DOYENS HONORAIRES Pr Emile A RON (†) – 1962-1966 Directeur de l’Ecole de Médecine - 1947-1962

Pr Georges D ESBUQUOIS (†) - 1966-1972 Pr André G OUAZE - 1972-1994 Pr Jean-Claude R OLLAND – 1994-2004

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ROSSET Philippe ... Chirurgie orthopédique et traumatologique

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SALAME Ephrem ... Chirurgie digestive

SAMIMI Mahtab ... Dermatologie-vénéréologie

SANTIAGO-RIBEIRO Maria ... Biophysique et médecine nucléaire THOMAS-CASTELNAU Pierre ... Pédiatrie

TOUTAIN Annick ... Génétique

VAILLANT Loïc ... Dermato-vénéréologie VELUT Stéphane ... Anatomie

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DIBAO-DINA Clarisse LEBEAU Jean-Pierre

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MAITRES DE CONFERENCES DES UNIVERSITES - PRATICIENS HOSPITALIERS

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MAITRES DE CONFERENCES DES UNIVERSITES

AGUILLON-HERNANDEZ Nadia ... Neurosciences BOREL Stéphanie ... Orthophonie

NICOGLOU Antonine ... Philosophie – histoire des sciences et des techniques PATIENT Romuald... Biologie cellulaire

RENOUX-JACQUET Cécile ... Médecine Générale

MAITRES DE CONFERENCES ASSOCIES

RUIZ Christophe ... Médecine Générale SAMKO Boris ... Médecine Générale

CHERCHEURS INSERM - CNRS - INRA

BOUAKAZ Ayache ... Directeur de Recherche INSERM – UMR INSERM 1253 CHALON Sylvie ... Directeur de Recherche INSERM – UMR INSERM 1253 COURTY Yves ... Chargé de Recherche CNRS – UMR INSERM 1100 DE ROCQUIGNY Hugues ... Chargé de Recherche INSERM – UMR INSERM 1259 ESCOFFRE Jean-Michel ... Chargé de Recherche INSERM – UMR INSERM 1253 GILOT Philippe ... Chargé de Recherche INRA – UMR INRA 1282 GOUILLEUX Fabrice ... Directeur de Recherche CNRS – UMR CNRS 7001 GOMOT Marie ... Chargée de Recherche INSERM – UMR INSERM 1253 HEUZE-VOURCH Nathalie ... Chargée de Recherche INSERM – UMR INSERM 1100 KORKMAZ Brice ... Chargé de Recherche INSERM – UMR INSERM 1100 LAUMONNIER Frédéric ... Chargé de Recherche INSERM - UMR INSERM 1253 MAZURIER Frédéric ... Directeur de Recherche INSERM – UMR CNRS 7001 MEUNIER Jean-Christophe ... Chargé de Recherche INSERM – UMR INSERM 1259 PAGET Christophe ... Chargé de Recherche INSERM – UMR INSERM 1100 RAOUL William ... Chargé de Recherche INSERM – UMR CNRS 7001 SI TAHAR Mustapha ... Directeur de Recherche INSERM – UMR INSERM 1100 WARDAK Claire ... Chargée de Recherche INSERM – UMR INSERM 1253

CHARGES D’ENSEIGNEMENT Pour l’Ecole d’Orthophonie

DELORE Claire ... Orthophoniste GOUIN Jean-Marie ... Praticien Hospitalier Pour l’Ecole d’Orthoptie

MAJZOUB Samuel... Praticien Hospitalier Pour l’Ethique Médicale

BIRMELE Béatrice ... Praticien Hospitalier

SERMENT D’HIPPOCRATE

E ^{n présence des Maîtres de cette Faculté,}

de mes chers condisciples

et selon la tradition d’Hippocrate,

je promets et je jure d’être fidèle aux lois de l’honneur et de la probité dans l’exercice de la Médecine.

Je donnerai mes soins gratuits à l’indigent,

et n’exigerai jamais un salaire au-dessus de mon travail.

Admis dans l’intérieur des maisons, mes yeux ne verront pas ce qui s’y passe, ma langue taira

les secrets qui me seront confiés et mon état ne servira pas à corrompre les mœurs ni à favoriser le crime.

Respectueux et reconnaissant envers mes Maîtres, je rendrai à leurs enfants

l’instruction que j’ai reçue de leurs pères.

Que les hommes m’accordent leur estime si je suis fidèle à mes promesses.

Que je sois couvert d’opprobre et méprisé de mes confrères

si j’y manque.

REMERCIEMENTS

Aux membres du Jury, 

Je  remercie  M.  le  Professeur  Hervé  Watier,  de  me  faire  l’honneur  de  présider  cette  thèse. 

Merci pour votre écoute et vos conseils durant mon stage dans votre service. 

Je remercie M. le Professeur Gilles Thibault d’avoir pris le temps de juger ce travail et d’avoir  accepté d’être membre du jury. 

J’adresse mes sincères remerciements à M. le Professeur Laurent Machet d’avoir accepté de  juger ce travail. 

Je  remercie  M.  le  Professeur  Thierry  Urban  d’avoir  accepté  de  se  déplacer  jusqu’à  Tours  et  d’apporter au jury ses compétences cliniques. 

Je remercie mon directeur de thèse, M. le Docteur Guillaume Brachet, merci d’avoir dirigé cette  thèse  et  d’avoir  trouvé  cette  belle  idée.  Merci  pour  tes  conseils  avisés,  ton  aide  et  ta  gentillesse. 

Aux services d’Immunologie : 

Je  tenais  à  remercier  Mme  le  Docteur  Valérie  Gouilleux  pour  son  aide  précieuse  et  sa  bienveillance. Merci pour le temps passé à me conseiller. 

Je tenais à remercier le service d’Immunologie de Rouen et en particulier M. le Docteur Jérémie  Martinet  et  son  interne  Marion  Carrette,  pour  leur  aide  et  leur  réactivité  dans  le  recueil  des  sérums et des réactifs. Sans eux, il aurait été difficile de faire aboutir ce travail. 

Je  remercie  l’ensemble  du  service  d’Immunologie  de  Tours  pour  leur  bienveillance  et  leurs  mots gentils à chaque passage dans le service. 

Mes remerciements vont aussi à mes amis et mes co-internes,   

A ma Marie J, toujours présente depuis tant d’années malgré la distance. 

A ma Pauline, la future chirurgienne ortho, heureusement que tu es venue à Tours ! Je ne sais  pas comment j’aurais fait sans toi. Tu vas me manquer l’année prochaine. 

A ma Lila chérie, ce stage en Biochimie a été une réussite, merci pour ton oreille attentive et  tes conseils. Merci d’être là. 

Merci à mes amies de longues dates, Charlotte, Isabelle, Pauline F, Cellie et Parastou. 

A Jb alias « chef » ou « Jbou » pour ses conseils avisés et ses « midi » ou « manger » qui m’ont  permis  d’être  à  l’heure  à  l’internat.  Et  je  n’oublie  pas  Paul  qui  a  partagé  durant  de  longues  heures le bureau avec moi en MNIV, j’espère que tu t’en remets ! 

A OLT, toujours présent depuis 4 ans, merci pour ton aide et ton amitié. 

Parmi les internes de biologie, il y a surtout ceux de biochimie, qui sont toujours disponibles  pour une pause autour d’un café, mais surtout, Hugo pour les soirées « Bords de Loire » qui  détendent bien. 

Merci  à  Claire  Petit  pour  les  petits  moments  relai-H  et  Victor  pour  son  aide  précieuse  à  l’approche de la date de thèse. 

Et enfin, merci à ma famille, 

A mes deux frères adorés Alexis et François, trop forts en tout point, qui me supportent depuis  toujours, et je sais que ce n’est pas facile ! J’ai de la chance de vous avoir. 

A mes parents, les meilleurs ! Merci de m’avoir accompagnée avec patience. Et merci maman  pour tes corrections acharnées. 

A mes grands-mères pleines de bienveillance pour qui j’aimerais être plus souvent présente. 

Merci à mon chéri Reda, pour son aide infinie. Je te l’avais dit avant de commencer, cette  thèse c’est notre thèse… tu ne m’avais pas crue ! Tu es mon pilier, Je t’admire et t’aime. 

A mes cousines, ma cousine Marie pour laquelle j’ai une profonde affection et en qui je me  retrouve. Et bien sûr à ma cousine Laure adorée. 

Merci à tous les autres membres de la famille.

Intérêt pronostique du dosage des IgA2 spécifiques dans la désensibilisation au venin d’abeille : développement d’une méthode de dosage et étude pilote

RESUME

Introduction : L’immunothérapie  spécifique  (ITS)  est  le  traitement  étiologique  de  l’hypersensibilité  de  type  I.  Nous  supposons  que  des  titres  élevés  d’IgA2  spécifiques  d’allergène constitueraient un biomarqueur de protection contre l’allergie, y compris pour des  portes d’entrées non muqueuses comme dans le cas du venin d’abeille. 

Objectifs : Mettre au point une méthode de dosage des IgA2 anti-venin d’abeille et évaluer la  cinétique des IgA2 spécifiques chez des sujets allergiques au venin d’abeille recevant ou non  une ITS.  

Méthode : Nous  avons  adapté  une  technique  automatisée,  de  type  EliA  (Enzyme-Linked  Immuno  Assay).  La  calibration  utilise  un  couple  TNF-α/IgA2  anti-TNF-α.  Une  étude  multicentrique a  été  réalisée entre Tours et Rouen.  Les patients inclus  étaient allergiques  au  venin  d’abeille  et  avaient  un  dosage  des  IgE  spécifiques  positif.  Deux  groupes  ont  été  différenciés  :  groupe  1,  sans  ITS  ;  groupe  2,  en  cours  ou  post-ITS.  Les  niveaux  d’IgA2  spécifiques ont été évalués de manière relative car la calibration n’a pas pu être menée à bien. 

Résultats : La spécificité de l’anticorps anti-IgA2 a été vérifiée grâce au modèle IgA2 anti-  TNF-α. Vingt-et-un sérums ont pu être dosés. Aucune différence statistiquement significative  entre les deux groupes n’a été retrouvée. Néanmoins, le seul patient ayant bénéficié d’un suivi  longitudinal présente une augmentation du signal IgA2 anti-venin après ITS. 

Conclusion : Notre étude-pilote manque de puissance pour évaluer le rôle potentiel des IgA2  spécifiques comme biomarqueur de réponse favorable à l’ITS. 

Mots clés :  IgA2  spécifiques,  IgE  spécifiques,  caps,  immunothérapie  spécifique,  allergie, 

venin d’abeille 

Prognostic interest of specific IgA2 level in bee venom immunotherapy : development of a dosing method and a pilot study

ABSTRACT

Introduction : Allergen-specific immunotherapy (AIT) is the etiological treatment of type I  hypersensitivity. We  assume that high titres  of allergen specific  IgA2 would  be a protective  biomarker against allergy, including for non-mucosal portals of entry such as bee venom. 

Objectives : Develop a method of dosing for specific bee venom IgA2 and evaluate the kinetics  of specific IgA2 in allergic subjects receiving, or not an AIT. 

Method : We  have  adapted  an  EliA  (Enzyme-Linked  Immuno  Assay)  type  automated  technique. The calibration uses a TNF-α/IgA2 anti-TNF-α pair. A multi center study has been  conducted in  Tours and  Rouen. Patients  involved were allergic to  bee venom  had a positive  dosage of specific IgE. Two groups have been identified: Group 1, without AIT and Group 2  currently receiving or having received AIT treatment. Allergen-specific IgA2 levels have been  measured in relative terms since we did not manage to do the calibration curve. 

Results : The specificity of the anti-IgA2 antibody has been verified with the use of the IgA2  anti-TNF-α model. Twenty one sera have been analyzed. There were no statistically significant  differences between the two groups. However, the only patient who had a longitudinal follow-  up shows an increase of allergen-specific IgA2 signal after the AIT. 

Conclusion : This pilot study is not large enough to assess the potential of specific IgA2, as  favourable response biomarkers for AIT. 

Key words : specific IgA2, spécific IgE, caps, allergen-specific immunotherapy, allergy, bee 

venom 

ABREVIATIONS USUELLES

4‐MU : 4‐méthyl‐umbélliferone   Ac : Anticorps 

AID : Activation-induced cytidine deaminase BCR : B-cell Receptor

CD40L: CD40 ligand 

CH : Domaine constant de la chaîne lourde   CL : Domaine constant de la chaîne légère  CPA : Cellules présentatrice d’antigène  EliA : Enzyme-Linked Immuno Assay 

ELISA : Enzyme-Linked Immunosorbent Assay

FEIA : Dosage immunoenzymatique par fluorescence   IDR : Intradermoréactions 

IL : Interleukine 

ITAM : Motifs d’Activation des récepteurs Immuns basés sur la Tyrosine   ITS : Immunothérapie spécifique 

LB : Lymphocyte B  LT : Lymphocyte T 

NF-kB : Facteur nucléaire kappa B 

OMS : Organisation Mondiale de la Santé   PBS : Tampon phosphate salin 

STAT 6 : Signal transducer and activator of transcription 6 TFS : Thermo Fisher Scientic 

TGF-β : Transforming Growth Factor-β TNF : Tumor Necrosis Factor  

UA : Unité arbitraire 

VH : Domaine variable de la chaîne légère  VL : Domaine variable de la chaîne légère    

Table des matières   

I.  INTRODUCTION ... 14 

A.  Généralités ... 14 

1.  Immunoglobuline E ... 15 

a)  Synthèse de la chaîne lourde ... 16 

b)  Liaison des IgE aux récepteurs FcεR ... 18 

2.  Dosage des IgE spécifiques ... 19 

B.  La désensibilisation ... 22 

1.  Introduction ... 22 

2.  Biomarqueurs biologiques de la désensibilisation ... 24 

a)  IgE spécifiques ... 24 

b)  IgG4 spécifiques ... 24 

c)  Arguments moléculaires en défaveur des biomarqueurs actuels ... 26 

C.  IgA2 ... 28 

1.  Généralités sur les IgA ... 28 

a)  IgA1 et IgA2 monomériques... 29 

b)  IgA1 et IgA2 dimériques ... 30 

c)  Récepteurs aux IgA ... 31 

2.  IgA2 et allergie ... 32 

II.  OBJECTIFS DES TRAVAUX ... 34 

III.  MATERIELS ET METHODES ... 35 

A.  Patients ... 35 

B.  Matériels et Méthodes ... 35 

1.  Réactifs ... 35 

2.  Dosage des IgA2 spécifiques anti-venin d’abeille ... 36 

3.  Dosage de IgE spécifiques ... 37 

4.  Analyse statistique ... 38 

IV.  RESULTATS ... 39 

A.  Mise au point du dosage des IgA2 anti-allergène à partir du modèle TNF-α ... 39 

1.  Sensibilisation des caps streptavidine avec du TNF-α biotinylé ... 39 

2.  Saturation des caps streptavidine ... 41 

3.  Détermination de la concentration en Anticorps anti-IgA2 ... 42 

4.  Gamme de calibration ... 43 

B.  Dosage des IgA2 spécifiques chez des patients ... 44 

1.  Adaptation du dosage aux IgA2 anti-venin d’abeille ... 44 

2.  Dosage des IgA2 anti-venin chez des patients ... 44 

V.  DISCUSSIONS ET PERSPECTIVES ... 47 

A.  Discussion des résultats ... 47 

B.  Perspectives ... 51 

VI.  REFERENCES ... 52 

VII. ANNEXES ... 59 

I. INTRODUCTION

A. Généralités  

L’Organisation Mondiale de la Santé (OMS) définit l’allergie comme étant l’effet néfaste sur  la santé d’une hypersensibilité causée par l'exposition à un antigène exogène, l’allergène. Cela  représente un véritable problème de santé publique dont  la prévalence se situe en quatrième  position  des  maladies  dans  le  monde.  Elle  concerne  25%  de  la  population  dans  les  pays  industrialisés  (Larché  et al.,  2006)  et  l’OMS  prédit  qu’en  2050,  la  moitié  de  la  population  mondiale souffrira d’une maladie allergique. 

Il  existe  des  réactions  graves  regroupées  sous  le  terme  d’anaphylaxie,  qui  peuvent  survenir  après avoir été exposé à un allergène. L’anaphylaxie sévère touche une personne sur 10 000 par  an  avec  un  risque  de  létalité  de  l’ordre  de  1,5%  (Moneret-Vautrin  et al.,  2009).  L’impact  économique de celle-ci n’est pas négligeable et croît d’année en année du fait de l’augmentation  de sa prévalence. Le coût de l’anaphylaxie sévère par patient varie entre 1895 et 4053 euros  pour les allergies alimentaires et celles dues aux venins d’hyménoptère (Flabbee et al., 2008). 

Selon  la  classification  de  Gell  et  Coombs,  l’allergie  IgE  dépendante,  qui  est  la  seule  vraie 

allergie, est une réponse d’hypersensibilité de type I : c'est-à-dire une réponse immédiate, à la 

différence  des  hypersensibilités  de  type  II,  III  et  IV  (Gell  and  Coombs,  1963). Les  signes 

cliniques apparaissent généralement quelques secondes à quelques minutes après l'exposition 

à  l'antigène. Cette hypersensibilité de type I est due à une réponse cellulaire de type Th2 (T 

helper en anglais). En effet, lorsqu’un allergène pénètre dans l’organisme, il est pris en charge 

par  des  cellules  présentatrices  d’antigène  (CPA),  qui  vont  migrer  jusqu’au  ganglion  le  plus 

proche. Une coopération cellulaire se met alors en place entre un lymphocyte T (LT) CD4+, 

un  lymphocyte  B  (LB)  mature  et  naïf  et  la  CPA.  Cette  interaction  permet,  entre  autres,  la 

production d’interleukine-4 (IL-4) par le LT CD4+, ce qui est nécessaire à la commutation de 

classe vers les immunoglobulines E (IgE). Lors d’un second contact avec l’allergène, les IgE 

fixées sur leur récepteur mastocytaire, vont permettre l’exocytose des granules mastocytaires 

qui contiennent des médiateurs de l’allergie. Cette phase appelée phase effectrice est à l’origine 

des  signes  cliniques  allergiques.  Les  symptômes  sont  de  gravité  variable,  de  la  simple 

urticaire au bronchospasme jusqu’au choc anaphylactique pouvant mettre en jeu le pronostic 

vital (He et al., 2015).  Il  est à noter que certains  patients peuvent avoir une prédisposition à 

la  production  anormale  d’IgE  spécifiques  envers  des  allergènes  ubiquitaires  de 

l’environnement, c’est la définition de l’atopie (Justiz Vaillant and Jan, 2019). 

Le  diagnostic  de  l’allergie  est  le  plus  souvent  fait  sur  un  faisceau  d’arguments  biologiques,  cliniques,  et  anamnestiques  issus  d’un  interrogatoire  rigoureux.  Mais  le  gold standard permettant le diagnostic positif est le test de provocation. Ce test permet de reproduire a minima les  symptômes  de  l’allergie  grâce  à  une  introduction  progressive  de  l’allergène  par  la  voie  naturellement sensibilisante.  Il présente  cependant  des risques  et sa réalisation nécessite une  surveillance stricte du patient, au sein ou à proximité d’un service de réanimation (Bousquet  et al., 2007). Les tests de provocations peuvent s’effectuer par voie orale, par injection ou par voie  respiratoire. D’autres éléments permettent d’aider au diagnostic de l’allergie : les tests cutanés  et  les  dosages  biologiques.  Les  tests  cutanés  montrent  la  capacité  des  mastocytes  cutanés  à  réagir au contact de l’allergène. Ils peuvent s’effectuer soit sous forme de prick tests, utilisés  pour tester les allergènes alimentaires, médicamenteux ou environnementaux ; soit sous forme  d’intradermoréactions  (IDR)  pour  les  allergènes  de  venins  ou  médicamenteux.  Ces  tests  cutanés,  encadrés  par  des  contrôles  positifs  (histamine)  et  des  contrôles  négatifs  (eau),  permettent  l'introduction  épidermique  (Prick test)  ou  dermique  (IDR)  d’une  faible  quantité  d’allergène purifié et standardisé. La réaction cutanée sera évaluée en mesurant le diamètre de  la papule et de l’érythème. La sensibilité des tests cutanés varie selon l’allergène étudié et le  couplage de ces tests avec le dosage des IgE spécifiques, permet d’atteindre une sensibilité de  85% à 90% (Deruaz et al., 2005). 

1. Immunoglobuline E   

En 1921, deux médecins Allemands, Prausnitz et Küstner, après avoir réalisé l’expérience sur  eux-mêmes, mettent en évidence que la sensibilité spécifique aux allergènes peut être transférée  d’un individu allergique vers un individu non allergique grâce à l’injection de sérum. Pour cela,  Küstner,  qui  était  allergique  au  poisson  a  injecté  au  niveau  du  bras  de  Prausnitz  une  faible  quantité  de  son  sérum.  Le  lendemain,  un  extrait  de  poisson  fut  injecté  au  même  endroit  (Prausnitz and Küstner, 1921). La réaction cutanée qui suivit était une papule et un érythème. 

C’est la naissance du test de transfert passif aussi connu sous le nom de PK-test. Par la suite, ce 

facteur transféré fut nommé « réagine », du fait de sa responsabilité dans les rougeurs visibles 

sur  la  peau.  Dans  les  années  60,  Teruko  et  Kimishige  Ishizaka  isolent  une  fraction  riche  en 

réagine  à  partir du sérum d’un patient sensibilisé à l’ambroisie, et l’injectent à un lapin afin 

d’obtenir des anticorps (Ac) anti-réagine. Ils mettent en évidence que le mélange des Ac anti-

réagine  avec  la  réagine  diminue  la  réaction  cutanée  (Ishizaka  et al.,  1966).  Ils  nomment  la 

reagine « globuline gamma E ». Le nom officiel d’IgE sera donné en 1968.  

L’IgE est préférentiellement localisée dans les tissus où elle se lie aux mastocytes grâce à son  récepteur  de  forte  affinité,  FcRɛI.  Dans  le  sang,  il  s’agit  de  l’immunoglobuline  la  moins  abondante (50-200ng/mL chez un individu sain) et sa demi-vie est généralement inférieure à  deux jours alors qu’elle est de plusieurs semaines lorsqu’elle est liée aux cellules mastocytaires  (Stone et al., 2010) (Xiong et al., 2012). 

D’un  point  de  vue  structurel,  elle  comporte  deux  chaînes  lourdes,  chacune  avec  quatre  domaines constants (CH) et un domaine variable (VH), ainsi que deux chaînes légères, chacune  comportant un domaine constant (CL) et un domaine variable (VL). 

a) Synthèse de la chaîne lourde  

La commutation isotypique qui conduit à la synthèse de la chaîne lourde ε, s’effectue dans le  centre  germinatif,  grâce  au  phénomène  de  commutation  de  classe.  Deux  signaux  importants  sont  requis,  d’une  part  les  IL-4  et  IL-13  qui  activent  la  phosphorylation  et  la  translocation  nucléaire de STAT6, et d’autre part, le CD40 ligand (CD40L) qui active le facteur nucléaire  kappa B (NF-kB) (Dedeoglu et al., 2004). 

Ces deux molécules de signalisation (STAT6 et NF-kB) se lient au promoteur I qui précède la  région de recombinaison. Cette liaison induit la production de transcrits germinaux stériles ε  qui sont nécessaires pour rendre la région de commutation ε disponible pour la recombinaison. 

Cela entraine aussi l’expression de la protéine AID (activation-induced cytidine deaminase),  qui  initie  les  cassures  double  brin  de  l’ADN  (désamination  des  cytosines  en  uraciles)  (Muramatsu  et al., 1999). Ceci permet,  via une série de réactions, la recombinaison entre les  régions de recombinaison Sμ et Sε. Ces régions sont situées en amont des régions constantes  des chaînes lourdes des immunoglobulines et sont des régions riches en guanine. 

Au total, la recombinaison permet la synthèse d’un ARNm ε ainsi que la formation d’une boucle 

circulaire d'ADN appelée cercle de commutation (figure 1). Ce dernier, constitué des régions 

présentes entre les deux régions de commutation, a une durée de vie courte mais sa détection 

signe la recombinaison de classe (Kinoshita et al., 2001). 

Figure 1 : Représentation schématique du mécanisme de commutation isotypique.

Locus de la chaîne lourde des immunoglobulines des cellules B matures contenant la région variable (V), la région de diversité (D) et la région de jonction (J) codant le domaine variable de la chaîne lourde. Seuls les exons μ et ɛ du gène codant pour le domaine constant ont été représentés (a). La commutation de classe vers les IgE, implique l’excision d’une boucle d’ADN comprenant les régions situées entre Sμ et Sɛ (b). S’en suit une ligature des régions Sμ et Sɛ (c) et la formation d’un locus recombinant codant pour la chaîne lourde ɛ.

C’est lors de la synthèse de la chaîne lourde que sera déterminé si l’IgE prendra une forme liée 

à la membrane, ou une forme soluble, sécrétée. La répartition de ses deux formes dépend du 

type  cellulaire ;  les  LB  exprimeront  principalement  la  forme  membranaire,  les  cellules 

plasmatiques la forme soluble (He et al., 2015). Cette différence structurelle est possible grâce 

au  phénomène  d’épissage  alternatif  du  transcrit  de  la  chaîne  lourde.  Chez  l’homme,  l’exon 

codant  la  chaîne  lourde  des  immunoglobulines  est  suivi  par  un  site  de  polyadénylation 

AATAAA ainsi qu’un site donneur d’épissage. Le site donneur d’épissage est lui aussi suivi 

par des exons M1 et M2 codant pour les domaines membranaires des immunoglobulines. En 

aval  de ces exons  M1  et M2,  il  existe des domaines  de signaux de polyadénylation, un seul 

pour les IgA, IgM et IgG, AATAAA et trois pour les IgE qui sont des variants suboptimaux du 

précédent  (AGTAA,  AAGAAA,  et  ATTAAA)  (Karnowski  et al.,  2006).  Ces  variants  induisent  une  polyadénylation  inefficace  réduisant  l’expression  de  cet  exon  membranaire  et  ainsi  favorisant  la  synthèse  préférentielle  d’IgE  solubles  plutôt  que  d’IgE  membranaires  (Dullaers et al., 2012). Ce phénomène aura une conséquence sur la mémoire à IgE.  

Dans le cas des IgE sécrétées, elles vont se lier au niveau de leur récepteur. 

b) Liaison des IgE aux récepteurs FcεR  

Les  IgE  exercent  leur  fonction  via  deux  récepteurs.  Le  principal  étant  le  récepteur  de  haute  affinité : FcɛRI, présent à la surface des mastocytes dans les tissus et à celle des basophiles dans  le sang. Ce récepteur est aussi présent, dans une moindre mesure, à la surface des plaquettes, et  de façon anecdotique sur les éosinophiles et les cellules dendritiques (Kraft and Kinet, 2007)  (Bruhns,  2012).  Le  FcɛRI  à  la  surface  des  mastocytes  et  des  basophiles  est  composé  de  4  chaînes : une chaîne α portant le site de liaison de l’IgE (figure 2), une chaîne β, et, associé à  la chaîne β, un dimère γ. Ces trois derniers éléments sont responsables de la transmission du  signal  à  la  cellule  (Blank  et al.,  1989).  Ce  récepteur  peut  aussi  se  présenter  sous  forme  trimérique  (αγ2)  lorsqu’il  se  situe  à  la  surface  des  cellules  présentatrices  d’antigène  (Sutton  and  Davies,  2015).  La  reconnaissance  d’un  allergène  par  les  IgE  fixées  sur  le  FcɛRI  va  provoquer leur pontage, ce qui aboutit à une transduction de signal par les chaînes  et , et par  conséquent,  à  l’activation  des  mastocytes  ou  des  polynucléaires  basophiles.  Le  signal  d’activation transmis en intra cellulaire va provoquer la migration des granules sécrétoires vers  la  membrane  plasmique,  et  l’exocytose  de  leur  contenu  dans  le  milieu  extra  cellulaire.  Ces  granules contiennent des médiateurs de l’inflammation tel que l’histamine, le leucotriène C4  et  la  prostaglandine  D2  (Justiz  Vaillant  and  Jan,  2019).  Ce  phénomène  d’exocytose  mastocytaire est à l’origine des signes cliniques de l’allergie. 

Les  IgE peuvent aussi se lier à un récepteur de faible affinité : FcRɛII (CD23), présent chez  l’homme  principalement  sur  les  lymphocytes  B,  les  éosinophiles,  les  plaquettes,  et  dans  certaines conditions, sur les cellules dendritiques (Bruhns, 2012). Toutefois, cette liaison, plus  faible que celle du FcRɛI, nécessite que l’IgE soit impliquée dans un complexe immun, ce qui  va provoquer un phénomène d’avidité pour les récepteurs, par les multiples Fc exposés.

La  grande majorité des  IgE se trouvant fixée sur leurs récepteurs au sein  des tissus,  toute la 

difficulté du dosage des IgE spécifiques d’un allergène réside dans les faibles concentrations 

d’IgE circulantes. 

Figure 2 : Représentation de la liaison du fragment Fc de l’IgE au FcεRI α (Holdom et al., 2011).

Le récepteur FcεRI α est composé de deux domaines immunoglobuliniques, D1 et D2 (vert). Sont représentés les domaines Cε3 et Cε4 de chaque chaîne lourde de l’IgE (rouge et bleu). La liaison de l’IgE s’effectue de deux manières. Une première liaison est réalisée entre le domaine D2 du FcεRI α et un domaine Cε3 de l’IgE. La deuxième liaison s’effectue entre le domaine D2 ainsi qu’à la jonction D1-D2 sur le récepteur FcεRI α et le domaine Cε3 de la deuxième chaîne lourde (Blank et al., 2003). 

2. Dosage des IgE spécifiques   

Ce dosage recherche les IgE spécifiques circulantes dans le sérum. En routine, au laboratoire  d’Immunologie  de  Tours,  il  est  réalisé  grâce  au  système  ImmunoCAP®  (Thermo  Fisher  Scientific/Phadia,  Uppsala,  Sweden)  développé  en  1992.  Il  dérive  de  la  méthode  ancienne,  radio-immunologique  :  RAST  (Radio-Allergo-Sorbent-Test)  créée  en  1974,  qui  utilisait  des  anticorps  anti-IgE  marqués  à  des  radio-isotopes,  et  une  phase  solide  (disque  de  cellulose)  couplée à l’allergène. Cependant, les contraintes liées à la manipulation de radio-isotopes ont  contribué  au  développement  de  techniques  de  dosages  de  deuxième  génération  des  IgE  spécifiques.  Aujourd’hui,  le  système  ImmunoCAP®,  utilisant  la  technique  EliA  (Enzyme-  Linked Immuno Assay), est la référence et permet le dosage des IgE anti-allergènes. Il s’agit  d’un test dit simplex car il détermine les niveaux d’IgE spécifiques par rapport à un seul analyte  antigénique choisi (Hage et al., 2017). Cet analyte peut-être sous forme d’extrait, regroupant  plusieurs  composants  moléculaires,  par  exemple  le  venin  d’abeille,  ou  sous  forme  d’un  seul  composant moléculaire, par exemple rApi m 1 qui est la phospholipase A2 du venin d’abeille. 

Le dosage repose sur une technique de dosage immunoenzymatique par fluorescence (FEIA) 

conçue comme un immunodosage  «  en sandwich  ».  Le système ImmunoCAP® contient une 

phase solide, qui se présente sous forme d’une mousse  de  polymère  cellulosique  encapsulée 

dans une matrice hydrophobique extrêmement ramifiée. Cette configuration permet de lier de 

manière covalente de grandes quantités d’allergènes. La méthode sandwich, expliquée par la  figure 3, s’effectue après le dépôt du sérum contenant les IgE spécifiques anti-allergène sur la  phase solide contenant l’allergène, et l’ajout de l’anticorps secondaire (anticorps monoclonaux  de souris anti-IgE) couplé à la β-galactosidase. 

La révélation de la réaction s’effectue grâce à l’ajout de la solution de développement contenant  le substrat 4-méthylombelliféryl-β-D-galactoside qui sera transformé par la β‐galactosidase en  4‐méthyl‐umbélliferone  (4‐MU)  fluorescente.  L’intensité  de  la  fluorescence  est  directement  proportionnelle à la concentration en IgE spécifiques présente dans le sérum. 

La réponse des échantillons des patients est transformée en concentration à l’aide d’une courbe  de  calibration.  Il  est  important  de  préciser  que  la  courbe  de  calibration  des  IgE  spécifiques  utilise le système d’étalonnage des IgE totales (Hamilton and Franklin Adkinson, 2004) et varie  de 0 à 100 kU A /L (Kilo d’Unité d’Antigène par Litre : unités arbitraires). La limite de détection  est de 0.10 kU A /L et les résultats sont positifs quand ceux-ci sont supérieurs à 0.10 kU A /L. Il  faut être prudent car un résultat positif traduit une sensibilisation biologique et ne conclut pas à  une allergie en cas de contexte clinique peu évocateur. 

Figure 3 : Principe du test ImmunoCAP® (Source : Thermo Fisher Scientific, 2012).

Il existe d’autres méthodes de dosage des IgE spécifiques, mais nous détaillerons seulement la  technique par chimiluminescence car elle a un intérêt pour la suite de ce projet. Des sociétés  comme HYCOR Biomedical fondée en 1981, utilisent pour le dosage des IgE spécifiques cette  méthode  de  chimiluminescence.  L’automate  développé  par  cette  société  est  le  NOVEOS® 

(Hycor  Biomedical,  CA,  USA)  qui  a  obtenu  récemment  le  marquage  CE  (Conformité 

Européenne), marquage réglementaire permettant de garantir que le produit répond à toutes les 

exigences  essentielles  de  chacune  des  directives  qui  lui  sont  applicables.  Le  dosage  des  IgE 

spécifiques avec cet automate s’effectue grâce à des microparticules magnétiques fluorescentes 

recouvertes  de  streptavidine.  Celles-ci  sont  incubées  avec  un  réactif  de  capture  d’allergène 

biotinylé. Le sérum contenant les IgE anti-allergène est ajouté et après 40 minutes à 37°C, les 

IgE anti-allergène se lient aux complexes contenant l’allergène. Enfin, des Ac anti-IgE liés à  la  peroxydase  de  raifort  sont  ajoutés.  Après  un  lavage  final,  le  complexe  qui  en  résulte  est  incubé avec le substrat enzymatique et un signal chimiluminescent est généré. L’ampleur de ce  signal  est  proportionnelle  à  la  concentration  d'IgE  dans  l'échantillon  du  patient.  La  concentration d'IgE spécifique aux allergènes est déterminée à partir d'une courbe standard, qui  est basée comme pour le système ImmunoCap®, sur celle des IgE totale (WHO IgE référence  standard 75/502). 

L’avantage  de  ces  deux  techniques  réside  dans  le  fait  qu’il  existe  une  étape  de  lavage  entre  chaque  étape,  ce  qui  permet  de  limiter  le  phénomène  de  «  zone  »  qui  pourrait  être  présent  lorsque l’antigène à doser est en excès (Masseyeff and Ferrua, 1987). Les lavages sont permis  du fait de l’hétérogénéité des différentes phases  : phase solide (mousse de cellulose et billes  magnétiques) et phase liquide (sérum) 

B. La désensibilisation  

1. Introduction   

Les  manifestations  cliniques  de  l’allergie  sont  le  fruit  de  la  libération  des  médiateurs  de  l’inflammation par les mastocytes lors du pontage du FcεRI par des IgE liant simultanément le  même antigène. Ces manifestations peuvent  être graves et avoir un retentissement important  sur  la  qualité  de  vie.  Afin  de  diminuer  les  symptômes,  de  nombreux  traitements  existent. 

Parmi  les  thérapies  symptomatiques,  on  retrouve  l’adrénaline,  traitement  d’urgence  de  l’anaphylaxie,  qui  s’oppose,  entre  autres,  à  la  bronchoconstriction  et  aux  troubles  de  la  perméabilité  vasculaire.  D’autres,  sont  plutôt  des  traitements  de  seconde  ligne,  comme  les  corticoïdes  ou  les  anti-histaminiques  (anti-H1)  qui  diminuent  la  réponse  inflammatoire.  Il  existe  aussi  des  biomédicaments,  c’est  le  cas  de  l’omalizumab  indiqué  dans  l’asthme  allergique  et  dans  le  traitement  de  l’urticaire  chronique.  Il  s’agit  d’un  Ac  monoclonal  recombinant  dirigé  contre  le  domaine  CH3  des  IgE,  empêchant  ainsi  leur  fixation  sur  le  récepteur FcεRI (Kumar and Zito, 2019). 

Par ailleurs, le seul traitement étiologique est appelé immunothérapie spécifique (ITS). Aussi 

connue  sous  le  nom  de  désensibilisation,  son  principe  consiste  à  injecter  chez  un  patient 

allergique des doses croissantes d’allergène afin d’induire une tolérance immune. L’ITS a été 

initiée par les travaux de Noon et Freeman. Noon, en 1911, avait découvert que l’inoculation 

prophylactique, selon un protocole d’injection, d’extrait de pollen de graminée chez des patients 

allergiques diminuait la sensibilité conjonctivale à ce pollen (Noon, 1911). A cette époque, la 

notion d’immunité protectrice était déjà connue grâce au scientifique Dunbar qui avait mis en  évidence que l’injection de toxine de pollen induisait la production d’anti-toxine. C’est au cours  des dernières décennies que les mécanismes immunologiques de l’ITS ont été mieux compris. 

 L’ITS a pour objectif de réorienter la réponse immunitaire d’une réponse Th2 pro allergique  en  une  réponse  Th1,  permettant,  entre  autres,  la  synthèse  d’IL-10  (Wachholz  and  Durham,  2003) et du Transforming Growth Factor-β (TGF-β) (Sokolowska et al., 2019). 

Elle régule négativement la présentation antigénique par le CMH de classe II, et positivement  la  synthèse  d’IgG4  (O’Mahony  et al.,  2016).  Ces  IgG4  spécifiques  sont  appelés  anticorps  bloquants  car  ils  rivalisent  avec  les  IgE  spécifiques  en  reconnaissant  le  même  épitope  de  l’allergène  (Wachholz  and  Durham,  2003).  Il  en  résulte  une  diminution  de  l’activation  mastocytaire et basophile et une diminution des signes cliniques. 

L’ITS  peut  s’effectuer  par  voie  sous  cutanée  ou  par  voie  sublinguale  (James  and  Bernstein,  2017).  Elle  présente  cependant  comme  inconvénient  d’être  pourvoyeuse  de  réaction  grave,  survenant principalement à l’initiation de l’immunothérapie sous cutanée. Elle nécessite, dans  ce cas, d’être réalisée en milieu hospitalier afin d’être proche d’un service de réanimation, ou  d’avoir une trousse d’urgence à disposition. Afin de diminuer les réactions systémiques pouvant  être graves, les immunothérapies peuvent être administrées avec des allergènes combinés à des  adjuvants. Ces adjuvants permettent généralement de booster la réponse Th1 et d’ainsi diminuer  la dose d’allergène administré en vue de minimiser les possibles réactions liées à ce traitement  (Heddle et al., 2019). 

L’ITS est le seul traitement curatif dans la plupart des allergies, notamment les allergies aux  venins d’hyménoptères où l’efficacité est d’environ 80% pour les patients traités avec du venin  d’abeille et de 95% pour ceux traités avec du venin de guêpe (Sturm et al., 2019). Cependant,  il  existe des causes d’échec de traitement  résultant  entre autres de l’étape  de fabrication  des  allergènes avec des variations d’antigènes d’un lot à l’autre, ou de la sous-représentation voire  l’absence  de  représentation  de  certains  antigènes  pour  lesquels  l'individu  est  sensibilisé. 

Récemment,  des  défauts  d’approvisionnement  en  allergènes  pour  la  désensibilisation  ont  conduit à des arrêts de traitement chez des patients allergiques au venin d’hyménoptère. Ce qui  est  fâcheux  quand  on  sait  que  l’ITS  est  un  traitement  long,  se  déroulant  généralement  sur  plusieurs années et qu’il existe un taux global de rechute de l’ordre de 15% après l'arrêt de l’ITS  au venin d’hyménoptère. Ce risque de rechute est plus élevé chez les patients qui ont subi le  traitement pendant moins de 5 ans (Keating et al., 1991). 

Il  faut  noter  qu’il  est  difficile  de  connaitre  quel  patient  est  à  risque  de  réaction  grave  et  de  nécessiter  une  surveillance  rapprochée.  Le  dosage  des  IgE  spécifiques  ne  permet  pas  d’aiguiller le clinicien sur ce point. En effet, des patients présentant une faible concentration en  IgE  spécifiques  et  des  tests  cutanés  douteux  peuvent  présenter  des  réactions  systémiques  gravissimes,  et  inversement.  C’est  pourquoi,  il  parait  important  de  pouvoir  monitorer  la  désensibilisation  grâce  à  des  biomarqueurs.  Il  serait  intéressant  que  ceux-ci  puissent  aider  à  définir la durée de l’ITS afin d’adapter le traitement au mieux selon le patient, non seulement  pour  des  raisons  médico-économiques,  mais  également  cliniques.  Les  biomarqueurs  habituellement dosés sont les IgE spécifiques et les IgG4 spécifiques, bien qu’il n’existe pas de  biomarqueurs validés et pertinents pour prédire l’efficacité clinique de l’ITS afin d’adapter au  mieux la surveillance et la durée de ce traitement (Bousquet et al., 2019). 

2. Biomarqueurs biologiques de la désensibilisation   

a) IgE spécifiques  

Le dosage des  IgE spécifiques est recommandé par la Haute Autorité de Santé (HAS) d’une  part pour le diagnostic de l’allergie et d’autre part pour le suivi de l’ITS en combinaison avec  les  tests  cutanés.  Cependant,  même  s’il  est  admis  que  lors  de  la  phase  précoce  de  l’ITS  on  constate  généralement  une  augmentation  des  concentrations  d’IgE  spécifiques,  cette  augmentation n’est pas pour autant associée à une majoration des signes cliniques (Matricardi  et al., 2016). De même, la diminution ultérieure de la concentration des IgE spécifiques n’est  pas corrélée à une réponse clinique favorable à l'ITS. En effet, même si la concentration en IgE  spécifiques devient indétectable à la fin de l’ITS, elle n’est pas corrélée à une diminution du  risque de réaction anaphylactique ultérieurement (Heddle et al., 2019). 

Néanmoins,  dans  une  étude  portant  sur  des  patients  allergiques,  monosensibilisés  pour  les  allergènes  suivants  :  graminées,  acariens,  Parietaria judaica,  Olea europea,  Gabriele  di  Lorenzo  et al., ont retrouvé une corrélation significative entre le rapport IgE  spécifiques  sur  IgE totales au moment du diagnostic de l’allergie d'une part, et une réponse clinique favorable  à l’ITS d’autre part, en utilisant un ratio >16,2 comme seuil. La sensibilité était de 97,2 % et  la spécificité de 88,1 % (Lorenzo et al., 2009). 

b) IgG4 spécifiques  

L’ITS induit la production d’IgG4 spécifiques qui ont la capacité de bloquer les événements 

IgE-dépendants en entrant en compétition avec les IgE ciblant le même épitope sur l’antigène. 

Elles inhibent la formation des complexes allergène-IgE et empêchent le pontage des récepteurs  IgE de haute affinité (FcεRI) et de basse affinité (CD23), inhibant ainsi la présentation facilitée  de l’allergène et la dégranulation mastocytaire (Shamji et al., 2019) (Uermösi et al., 2014). Les  complexes allergène-IgG4 n’ont pas de pouvoir pro-inflammatoire car les IgG4 n’activent pas  le complément  (Eckl-Dorna  et al., 2019). En plus  de ce rôle de séquestration  de l’allergène,  les IgG4 peuvent se lier au récepteur inhibiteur FcγRIIb à la surface des mastocytes et inhiber  leur dégranulation (Burton et al., 2014). En connaissance de ces éléments, il est approprié de  penser  que les IgG4 spécifiques pourraient avoir un rôle protecteur dans l’allergie et qu’elles  pourraient être utilisées comme biomarqueurs de l’efficacité et du succès de l’ITS. Cependant,  cette hypothèse est largement remise en question. Il est vrai que les concentrations en IgG et  IgG4  spécifiques  augmentent  parfois  fortement  pendant  l'ITS,  et  que  le  ratio  IgG4  spécifiques/IgE  spécifiques  augmente  généralement  de  10  à  100  fois  au  cours  de  sa  phase  précoce  (Jones,  2008).  En  revanche,  cette  augmentation  n’est  pas  corrélée  à  la  réponse  clinique  (Biló  et al.,  2005).  Certains  patients  avec  des  concentrations  élevées  en  IgG4  spécifiques  ont  présenté  des  signes  cliniques  plus  graves  que  des  patients  avec  des  concentrations  plus  faibles.  Les  concentrations  d'IgG  et  d’IgG4  diminuent  d’ailleurs  un  an  après  l'arrêt  de  l'ITS  (Shamji  and  Durham,  2017).  Ce  qui  laisse  suggérer  que  la  protection  induite par l’ITS  serait indépendante de l’élévation de la concentration en  IgG4 spécifiques. 

Si  leur  potentiel  en  tant  que  marqueur  d’efficacité  de  la  désensibilisation  semble  limité,  plusieurs auteurs recommandent d’utiliser la cinétique des IgG4 comme un marqueur de bonne  observance de l’ITS pour les patients prenant leur traitement à domicile (Shamji et al., 2017)  (Shamji et al., 2019). 

L’EEACI (European Academy of Allergy and Clinical Immunology) conseille, si dosage il y  a, d’utiliser les IgG4 plutôt que les IgG totales pour évaluer la réponse immunologique à l’ITS  (Shamji et al., 2017). Cependant, compte tenu de son intérêt pronostique non établi, le dosage  des IgG4 anti-allergène n’est à ce jour pas remboursé par la Sécurité sociale. 

En conclusion, les IgG4 ne permettent pas de prédire une réponse favorable à l’immunothérapie  (Sindher  et al.,  2018),  mais  permettent  de  mettre  en  évidence  une  stimulation  du  système  immunitaire induite par l’ITS. 

c) Arguments moléculaires en défaveur des biomarqueurs actuels  

En  se  basant  sur  la  structure  du  locus  de  la  chaîne  lourde  des  immunoglobulines,  sur  les  mécanismes de commutation de classe et sur les informations précédentes, se pose la question  de  la  pertinence  du  dosage  de  ces  biomarqueurs  dans  le  suivi  de  la  désensibilisation.  Chez  l’homme, le locus de la chaîne lourde des immunoglobulines situé sur le chromosome 14q32,  se compose de onze gènes dont neuf codent pour une chaîne lourde d’immunoglobuline. De 5’ 

en 3’  on trouve  : Cµ, Cδ, Cγ3, Cγ1, Cᴪε,  Cα1, Cᴪγ, Cγ2, Cγ4, Cε,  Cα2, correspondant  aux  isotypes M, D, G3, G1, A1, G2, G4, E et A2 respectivement (figure 4). Les gènes Cᴪε et Cᴪγ  sont  des  pseudogènes  (Olivieri  and  Gambón  Deza,  2018),  bien  que  récemment,  une  équipe  française  ait  découvert  que  l’un  de  ces  pseudogènes  coderait  un  autre  type  d’IgG  nommé  IgG5 (Cogné, communication personnelle). C’est donc à partir de ce locus  que s’effectue la  commutation de classe. Celle-ci permet de passer d’un isotype d’immunoglobuline à un autre  grâce aux régions de commutation (S) situées en amont de chaque région CH, sauf pour Cδ. La  commutation de classe étant un phénomène moléculaire nécessitant l’excision des régions entre  le VDJ et la partie codant la chaîne lourde, elle ne peut se dérouler qu’avec les séquences situées  en 3’ (Stavnezer et al., 2008). Elle peut s’effectuer en plusieurs temps via une recombinaison  séquentielle. Ces événements sont cependant limités par la disponibilité des gènes de chaîne  lourde restants, c'est-à-dire les gènes qui n’ont pas été excisés du génome lors de changement  de classe (Vidarsson et al., 2014). 

Figure 4 : Locus des gènes codant la chaîne lourde des immunoglobulines chez l’homme.

En amont de chaque exon (sauf pour Cδ) il existe une région de commutation : S.

Dans  le cas des  IgE et de l’allergie, le phénomène de recombinaison  séquentielle aurait  une 

place primordiale. En effet les réactions IgE dépendantes peuvent être gravissimes et mettre en 

jeu le pronostic vital. Cela impose donc une régulation étroite de leur synthèse par le système 

immunitaire. Plusieurs hypothèses ont été émises concernant les voies permettant de limiter la 

synthèse d’IgE de haute affinité pour l’allergène. Tout d’abord, il a été montré dans le modèle  murin, que les cellules IgE du centre germinatif sont transitoires et hautement apoptotiques, du  fait  d’une  faible  expression  de  leur  BCR  (IgE  membranaire)  qui  ne  reçoit  pas  les  signaux  nécessaires  à  leur  survie.  Elles  n’arrivent  donc  pas  à  atteindre  la  zone  de  lumière  du  centre  germinatif et les compartiments où sont formés les plasmocytes à longue durée de vie (He et al., 2013). Ces cellules IgE du centre germinatif ne peuvent pas donner naissance à des cellules  B mémoires à IgE fonctionnelles ou à des plasmocytes à IgE de haute affinité. Il y a de plus en  plus  de  preuves  chez  l’homme,  que  les  IgE  de  haute  affinité,  potentiellement  pathogènes  seraient  le fruit  d’une recombinaison  séquentielle de µ  vers  γ puis  de γ vers  ε (Xiong et al.,  2012) (Saunders et al., 2019). Certains auteurs émettent même l’hypothèse qu’au début de la  vie, des concentrations élevées en IgG spécifiques d’un allergène soient à l’origine, plus tard,  d’une sensibilisation vis-à-vis de celui-ci (Veen and Akdis, 2016) (Schwarz et al., 2016). De  plus, il est connu, que chez l’homme, contrairement à la souris, la recombinaison séquentielle  vers les IgE peut se faire à partir de toutes les sous classes d’IgG (Mills et al., 1995). 

Ce  phénomène  de  recombinaison  séquentielle  vient  renforcer  l’idée  que  le  dosage  des  IgG4  dans l’allergie ne semble pas être pertinent pour prédire l’efficacité clinique. Car une nouvelle  recombinaison  de  classe  depuis  les  IgG4  vers  les  IgE  est  toujours  possible  conduisant  à  un  échec théorique de l’ITS. Si on s’intéresse aux différents loci composant la chaîne lourde des  Ig, on s’aperçoit que les locus γ4, ε, α2 sont proches et que lorsqu’un LB synthétise des IgA2  c’est qu’il a excisé toutes les régions codant pour d’autres chaînes lourdes. La réversion vers  un  plasmocyte  à  IgE  est  donc  impossible.  Nous  posons  par  conséquent  l’hypothèse  que  le  switch des IgE vers des IgA2 spécifiques de l’allergène serait l’assurance d’un succès à long  terme de l’ITS. Nous nous sommes donc penchés sur les différents rôles que peuvent jouer les  IgA2 en particulier dans les phénomènes allergiques et sur les variations de concentration des  IgA2 sériques lors de l’ITS. 

C. IgA2  

1. Généralités sur les IgA   

La première description de l’immunoglobuline A (IgA) date de 1953 avec la découverte lors de  la réalisation  d’une électrophorèse d’un sérum  humain, d’une globuline  migrant  comme une  β2A-globuline (Grabar and Williams, 1953). Il s’agit de la classe d’immunoglobuline la plus  abondante dans les muqueuses et la deuxième plus importante dans le sang (Kerr, 1990). On en  distingue deux sous classes : les IgA1 et les IgA2 dont les chaînes lourdes sont codées par deux  gènes  distincts  Cα1  et  Cα2  ;  α1  étant  situé  en  amont  d’ε,  de  γ4  et  de  α2.  Néanmoins,  les  séquences  primaires  de  ces  sous  classes  ne  différent  que  de  quelques  acides  aminés  et  les  différences fonctionnelles entre celles-ci sont mal connues (Figure 5). Une autre particularité  attribuable  aux  IgA  est  que  ces  dernières  peuvent  être  produites  par  les  plasmocytes  sous  formes monomériques ou dimériques. 

Figure 5 : Représentation de la séquence primaire des domaines constants des chaînes lourdes des

IgA1 et IgA2. La séquence primaire des IgA2 est située en dessous de celle IgA1 et seul les acides

aminés qui diffèrent ont été représentés. Les tirets représentent les acides aminés manquant au niveau

de la région charnière des IgA2 (Bonner  et al.,  2009). Le cadre rouge délimite le domaine CH2,

reconnu par l’anticorps primaire utilisé par la suite pour le dosage.

a) IgA1 et IgA2 monomériques  

Les  IgA  monomériques,  qu’elles  soient  des  IgA1  ou  des  IgA2,  sont  composées  de  deux  chaînes  lourdes  et  de  deux  chaînes  légères.  Chaque  chaîne  lourde  comporte  trois  domaines  constants, CH1,  CH2  et CH3, sachant qu’en position  C terminale du domaine constant CH3  est  attachée  la  queue  cytoplasmique.  Grâce  à  une  analyse  par  rayon  X  et  par  diffusion  de  neutrons, il a pu être observé que l’IgA2 était plus compacte que l’IgA1 du fait d’une région  charnière moins étendue (Furtado  et al., 2004). En effet, la région charnière d’IgA1 présente  13 acides aminés de plus que celle de l’IgA2, ce qui la rend plus facilement dégradable par les  protéases  (Kilian  et al.,  1996).  Le  rôle  de  cette  région  est  de  permettre  une  flexibilité  de  l’immunoglobuline  en  permettant  au  bras  liant  l’antigène  de  se  déplacer.  D’autres  caractéristiques,  comme  les  modifications  post  traductionnelles  différencient  ces  deux  sous- types d’immunoglobulines. Les IgA1 comportent cinq sites de O-glycosylation au niveau de  la région  charnière, ce qui  n’est  pas retrouvé chez les  IgA2 (Baenziger and Kornfeld, 1974)  (Leong and Ding, 2014). En revanche, les IgA2 contiennent deux sites de N-glycosylation de  plus  que  les  IgA1.  Les  Asn  263  (CH2)  et  Asn  459  (CH3)  sont  communes  aux  deux  sous- classes  tandis  que  seules  les  IgA2  sont  glycosylées  sur  les  Asn  166  (CH1)  et  337  (CH2)  (Figure 6). Ces sites auraient un rôle essentiel dans la fonction des IgA. 

Figure 6 : Structure des IgA monomériques. L’IgA1 comporte une région charnière plus longue avec

dix résidus de Proline par chaîne (a), et l’IgA2m(1) qui est l’allotype majoritaire possède une région

charnière plus courte avec six résidus de Proline par chaîne (b). Les sites de N–glycosylation sont

représentés par des ronds jaunes, et les sites additionnels présents sur IgA2m(1) sont représentés par

des ronds verts.