FACTEURS DE SURINFECTION DES PLAIES D’ULCERE DE BURULI

(1)

REPUBLIQUE DU BENIN *********

MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

*********

UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI

*********

ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI

*********

DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE

*********

OPTION : ANALYSES BIOMEDICALES

*********

RAPPORT DE STAGE DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLÔME DE LICENCE PROFESSIONNELLE

PRESENTE ET SOUTENU PAR :

AGBOGBE Mahugnon Corine Syria

SOUS LA DIRECTION DE

Tuteur :

M. Dodji Ange DOSSOU, MD

Médécin Biologiste au Centre de Dépistage et de Traitement de

l’Ulcère de Buruli d’Allada

M

Superviseur :

M. Victorien DOUGNON, PhD Enseignant-Chercheur en Microbiologie à l’Ecole Polytechnique

d’Abomey-Calavi.

FACTEURS DE SURINFECTION DES PLAIES D’ULCERE DE BURULI

(2)

Option : Analyses biomédicales

Années Académiques : 2015-2016

N^° Noms et Prénoms Matières enseignées

01 ABLEY Sylvestre Déontologiste Médicale

02 ADOMOU Alain Physique

03 AGBANGLA Clément Génétique Moléculaire

04 AGOUA Jean Informatique

05 AHOYO Théodora Angèle Microbiologie / Santé publique et Hygiène hospitalière

06 AKAKPO B. Huguette Education Physique et Sportive

07 AKOGBETO Martin Entomologie Médicale

08 AKPOVI D. Casimir Biologie Cellulaire /Physiologie

Humaine/ Biochimie métabolique

09 ALITONOU Alain Guy Chimie Générale/ Chimie

Organique

10 ANAGO Eugénie Biochimie Structurale/ Biochimie

Clinique/ Biologie Moléculaire

11 ANAGONOU Sylvère Education Physique et Sportive

12 ATCHADE Pascal Parasitologie/ Mycologie

13 AVLESSI Félicien Chimie Générale/ Chimie

Organique

14 BANKOLE Honoré Bactériologie/ Virologie

15 DARBOUX Raphael Histologie Appliquée

16 DESSOUASSI Noël Biophysique

17 DOSSEVI Lordson Techniques Instrumentales

18 DOSSOU Cyarique Techniques d’Expression et

Méthodes de Communication 19 DOUGNON T. Victorien Microbiologie/ Méthodologie de la

Recherche

20 HOUNNON Hyppolite Mathématiques

LISTE DES ENSEIGNANTS DU DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE (GBH)

(3)

21 HOUNSOSSOU Hubert Biostatistique et Epidémiologie

22 LALLY Armel Législation et Droit du Travail

23 LOKO Frédéric Biochimie Clinique

24 LOKOSSOU Gatien Immunologie/ Immuno- Pathologie

25 LOZES Evelyne Immunologie/ Immuno- Pathologie/

Equipements Biomédicaux

26 MASSOULOKONON Vincent Histologie Générale

27 OGOUDIKPE Nicarette Informatique médicale

28 SECLONDE Hospice Transfusion Sanguine

29 SEGBO Julien Biochimie/ Biologie Moléculaire

30 SENOU Maximin Histologie Appliquée

31 TOPANOU Adolphe Hématologie/ Hémostase et

pharmacologie

32 SOEDE Casimir Anglais

33 YOVO K.S. Paulin Pharmacologie/ Toxicologie

34 TOHOYESSOU ZOE Soins infirmiers

(4)

A Dieu le Créateur

Que la Gloire te soit rendue, toi qui m’as donné la force d’arriver à la fin de ce parcours.

Que les hommes voient et reconnaissent que tu es Grand.

DEDICACE

(5)

 A mon père AGBOGBE Nestor et ma mère AFFOKPON Rachel

Je vous remercie pour l’amour et la protection que vous accordez à vos enfants. Que Dieu vous protège et veille sur vous afin que vous jouissiez de vos efforts. Infiniment merci.

 A mon frère Loïc et mes sœurs Sonia, Floride,

Je vous aime tous. Que le Seigneur vous protège, vous comble de sa grâce et nous unisse davantage.

 A mon superviseur de stage, Dr Victorien T. DOUGNON,

Vos qualités d’enseignant, votre patience, votre disponibilité et votre dévouement font de vous un modèle qui suscite notre admiration. Puisse le Tout Puisant vous combler au-delà de vos attentes ;

 A mon tuteur de stage Dr DOSSOU Ange, Merci de m’avoir accueillie dans votre centre

 A Mr KOUDOKPON Hornel,

Vous avez été d’un grand soutien indéfectible pour moi. Puisse Dieu vous combler de ses bienfaits.

 A tous mes oncles et tantes

Pour le rôle de père et de mère que vous avez joué ceci par vos conseils et votre soutien matériel et financier. Puisse Dieu manifester sa gloire dans toutes vos entreprises et vous accorder une longue vie.

REMERCIEMENTS

(6)

 A Mirabelle GBEDEVI, responsable du laboratoire du Centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Burili d’Allada.

Vous m’avez accueillie dans votre service et mis à ma disposition le matériel

nécessaire à la réalisation de ce travail. Je vous remercie pour votre confiance, votre soutien et votre disponibilité.

 A Cica Inès GOMIDO

Je vous remercie pour votre patience, votre disponibilité et votre collaboration.

 A mes amis Dorianne, Pentesprit, Boris, Laurencia, Kafayath, Toidi Merci pour tous les encouragements et le soutien que vous témoignez à mon égard.

 A KEGNIDE Faousiath

En souvenir de nos nombreuses heures studieuses et de nos moments de dur labeur. Je te souhaite une brillante carrière.

(7)

 Au Président de Jury

En acceptant de présider notre jury de soutenance de rapport de fin de formation, vous nous faites un grand honneur.

Cher Président de jury ! Par vos observations, nous espérons améliorer ce travail.

Nous vous prions de croire en l’expression de notre profond respect et de notre vive gratitude.

 Aux Membres de Jury

Nous sommes très heureuse de vous avoir dans notre jury. Vos critiques nous aiderons à améliorer ce travail. Hommages respectueux.

HOMMAGES

(8)

Pages Tableau 1 :

Tableau 2 :

Liste des antibiotiques utilisés………...….

Fréquence de contamination du matériel pris en compte dans notre étude.……….…...

20 27 Tableau 3 : Fréquence des bactéries isolées sur le matériel, chez les patients et dans l’environnement... 28 Tableau 4 : Fréquence des bactéries isolées chez les patients hospitalisés de la semaine zéro à la

semaine quatre……….………… 29

Tableau 5 : Profil de résistance des différentes bactéries isolée aux familles d’antibiotiques………... 30

LISTE DES TABLEAUX

(9)

Pages Figure 1: Comparaison des bactéries isolées du matériel à celles isolées dans l’environnement... 31 Figure 2.a Comparaisons des bactéries isolées sur le matériel sur le matériel hospitalier et celles

isolées chez les patients avant le traitement (Semaine 0)……… 32 Figure 2.b Comparaisons des bactéries isolées dans l’air et celles isolées chez les patients avant le

traitement (Semaine 0)……….

32 Figure 3.a : Comparaison des bactéries isolées sur le matériel de soins et celles isolées chez les

patients à la 2^ème semaine……… 33

Figure 3.b : Comparaison des bactéries isolées de l’air avec celles isolées sur les patients à la 2^ème

semaine………..………...……..……….……… 33

Figure 4.a : Comparaison des bactéries isolées sur le matériel de soins et celles isolées chez les

patients à la 4^ème semaine………

34 Figure 4.b : Comparaison des bactéries isolées de l’air avec celles isolées sur les patients à la 4^ème

semaine ………... 34

LISTE DES FIGURES

(10)

Les infections associées aux soins sont des infections qui surviennent au cours ou au décours d’une prise en charge et qui n’était ni présente, ni en incubation au début de celle-ci.

Elles perturbent l’efficacité du traitement. L’Ulcère de Buruli est une affection endémique au Bénin caractérisée par des lésions cutanées plus ou moins graves.

Le présent travail a été mené pour établir la relation entre la qualité environnementale du Centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada et la surinfection des lésions des malades de l’Ulcère de Buruli. L’étude s’est déroulée du 20 juin au 21 octobre 2016.

De nature transversale, elle a permis d’évaluer la qualité bactériologique de l’atmosphère, du matériel utilisé pour les soins ainsi que celle des lésions ulcératives.

Au total, 98 échantillons ont été collectés. Il s’agissait de 54 échantillons du matériel, 14 échantillons de l’atmosphère hospitalier et 30 échantillons issus de l’écouvillonnage des lésions des patients. Le diagnostic bactériologique a été réalisé selon les techniques usuelles de bactériologie clinique.

L’étude a révélé un taux de contamination des échantillons de 92%. En ce qui concerne le matériel utilisé pour les soins des patients, Staphylococcus aureus (20,37%) et Pseudomonas aeruginosa (12,96%) ont été les souches les plus isolées. Dans l’environnement Escherichia coli (28,57%) et Klebsiella pneumoniae (21,42%) ont été les bactéries les plus isolées. Chez les patients, Staphylococcus aureus (20%) et Pseudomonas aeruginosa (16,66%) ont été les bactéries les plus isolées. La plupart des souches bactériennes isolées ont présenté une résistance à plusieurs antibiotiques testés.

En conséquence, il urge de renforcer la capacité du personnel sanitaire sur les règles d’hygiène, car la plupart des bactéries retrouvées dans l’environnement hospitalier se retrouvent sur les lésions

Mots-clés : Infections Associées aux Soins -Environnement hospitalier-Soins-Bactérie- Antibiotique.

RESUME

(11)

Infections associated with care are infections that occur during or after treatment and that were not present or incubated at the onset of treatment. They disrupt the effectiveness of the treatment. Buruli ulcer is an endemic disease in Benin characterized by more or less severe cutaneous lesions.

This work was conducted to establish the relationship between the environmental quality of the Allada Buruli Ulcer Screening and Treatment Center and the superinfection of Buruli ulcer lesions. The study was carried out for four (4) months, from June 20 to October 21, 2016. It was of a transversal nature and allowed to evaluate the bacteriological quality of the atmosphere, the equipment used for the care and the Ulcerative lesions.

A total of 98 samples were collected. These were 54 samples of equipment, 14 samples of the hospital atmosphere and 30 samples from the swabs of patient lesions. The bacteriological diagnosis was carried out according to the usual techniques of clinical bacteriology.

The study revealed a contamination rate of 92%. In terms of patient care equipment, Staphylococcus aureus (20.37%) and Pseudomonas aeruginosa (12.96%) were the most isolated strains. In the environment Escherichia coli (28.57%) and Klebsiella pneumoniae (21.42%) were the most isolated bacteria. In patients, Staphylococcus aureus (20%) and Pseudomonas aeruginosa (16.66%) were the most isolated bacteria. Most isolated bacterial strains showed resistance to several antibiotics tested.

Consequently, it is necessary to reinforce the capacity of health personnel on the rules of hygiene, since most of the bacteria found in the hospital environment are found on the lesions Keywords: Infections Associated with Care - Hospital Environment-Care-Bacteria-Antibiotic.

Keywords: Infections Associated with Care - Hospital Environment- Care-Bacteria- Antibiotic

ABSTRACT

(12)

Introduction……… 13 Chapitre 1 : Synthèse bibliographique………...…... 15 1-1 - Ulcère de Buruli

1-2- Infections associées aux soins

Chapitre 2 : Matériel et Méthodes……… 18 2-1- Cadre

2-2- Matériel 2-3- Méthodes

Chapitre 3 : Résultats et commentaire………...……….……….. 26 3-1- Résultats

3-2- Commentaire

Conclusion et suggestions ………...………….. 37

SOMMAIRE

(13)

L'hôpital est une organisation à caractère médical et social dont la fonction consiste à assurer à la population des soins médicaux complets, curatifs et préventifs. Il est aussi un établissement desservi de façon permanente par au moins un médecin et assurant aux malades, outre l'hébergement, les soins médicaux et infirmiers (OMS, 2009). Grâce à ces différentes activités qui y sont menées, des microorganismes colonisent chaque jour l’environnement hospitalier favorisant l'émergence de bactéries multirésistantes qui compromettent la prise en charge thérapeutique des malades infectés (Méité et al, 2007). La plupart de ces bactéries sont responsables des infections hospitalières dont les infections associées aux soins qui posent un véritable problème de santé publique du fait de leur fréquence, puisque 5 à 10 % des patients hospitalisés en sont victimes et représentent une cause importante de morbidité et de mortalité (Saouide et al, 2014). Ces infections associées aux soins sont largement diversifiées et sont devenues plus difficiles à prévenir, à diagnostiquer et à traiter (Université Médicale Virtuelle Francophone, 2011).

En cas de négligence des mesures de biosécurité, l’environnement des milieux hospitaliers peut constituer un risque d’infection non seulement pour le personnel soignant mais également pour les riverains de cet environnement (Méité et al, 2007). La surveillance microbiologique de l’environnement hospitalier représente un des axes de la politique de lutte contre les infections hospitalières pour assurer non seulement la sécurité du personnel de santé, mais aussi celle des patients (Saouide et al, 2014).

Le Centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli LE LUXEMBOUG d’Allada (CDTUB Allada) accueille un grand nombre de patients parce qu’étant à la fois le centre départemental et le centre de référence national pour l’ulcère de buruli et les ulcérations chroniques. Les patients du Centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada sont généralement caractérisés par des lésions cutanées et osseuses ouvertes porteuses de germes ou exposées à toutes surinfections.

INTRODUCTION

(14)

Vu l’importance de la fréquentation de ce centre, la connaissance des bactéries qui colonisent cette écologie s’avère indispensable pour la prévention des IAS et pour une meilleure prestation de soins. En 2015 ZINSOU et FONTON ont étudié l’écologie bactérienne du Centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada. A la suite de cette étude, la présente se propose d’analyser l’impact de cet environnement hospitalier sur la qualité bactériologique des lésions des patients. Pour y parvenir les objectifs suivants ont été fixés : L’objectif général est d’améliorer la prise en charge des patients souffrants d’ulcère de Burili au Centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada

Spécifiquement il s’est agi de :

1. Evaluer l’impact bactériologique de la qualité de l’environnement du Centre de Dépistage et Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada

2. Comparer les différentes bactéries isolées avec celles présentes sur les lésions d’Ulcère de Buruli

(15)

Chapitre 1 :

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

(16)

1- 1 ULCERE DE BURULI

L’ulcère de Buruli est une maladie chronique débilitante de la peau et des tissus mous qui résulte de l’infection à Mycobacterium ulcerans, un microorganisme appartenant à la famille des bactéries responsables de la tuberculose et de la lèpre (Mitja et al, 2014). Son expression clinique est polymorphe. Il se présente sous la forme d’un nodule, d’une plaque (large zone d’induration bien limitée) ou d’un œdème (lésion diffuse sans signe de godet) (Asiedou et al, 2000). Ces lésions sont presque toujours indolores et fébriles. Plus tard elles vont s’ulcérer et s’accompagner d’une évolution osseuse. Elles sont pourvoyeuses de lourdes séquelles surtout quand elles siègent en regard des articulations (Organisation Mondiale de la Santé, 2015). La bactérie responsable de cette affection produit une toxine appelée mycolactone. Cette dernière a un pouvoir immunosuppresseur au niveau local permettant à la lésion d’évoluer sans réaction inflammatoire (Mitja et al, 2014). Le diagnostic et le traitement précoces sont les seuls moyens pour réduire au maximum la morbidité et éviter les incapacités à long terme. (OMS, 2014)

2- 2 INFECTIONS ASSOCIEES AUX SOINS

Les infections associées aux soins (IAS) sont toutes les infections en rapport plus ou moins proches avec un processus, une structure, une démarche de soins dans un sens très large.

Selon l’OMS, elles comprennent les infections contractées dans les établissements de santé (infection nosocomiale) mais aussi lors des soins délivrés en dehors des structures de soins survenant au cours et après une prise en charge diagnostique, palliative, préventive et éducative d’après l’initiative prise en 2007. Les IAS touchent des centaines de millions de personnes dans le monde et représentent un problème majeur pour la sécurité des patients. En outre, ces IAS peuvent provoquer des maladies plus graves, le prolongement de la durée de séjour en établissement de soins, la mortalité excessive et la charge financière supplémentaire élevée pour les patients et leurs familles (OMS ; session des observateurs 2009).

Cependant, les IAS sont, en partie, évitables comme l’ont montré certains pays en développant une politique de prévention (OMS ; session des observateurs 2009). La prévalence globale des IAS aux Etats Unis est estimée entre 3 à 5%, en Europe, elle est de 3,5 à 14,8% (Pôle santé sécurité soins du médiateur de la République, 2014).

(17)

La prévalence en Afrique est estimée à environ 25% (MENZINZER et al 2008). Au Bénin, d’après une étude réalisée dans 39 hôpitaux en 2012 et sur 3130 malades hospitalisés examinés, 972 infections associées aux soins ont été identifiées parmi 597 patients, représentant une prévalence globale de 19,1 % (AHOYO et al, 2014).

Les IAS sont transmises par contact direct, indirect, par gouttelette, par aérosol et par l’environnement. Les mains constituent le moyen le plus fréquent de transmission des microbes au cours des soins (DANCOURT, 2009).

L’environnement représente le réservoir potentiel d’organismes impliqués dans les IAS.

Il est largement contaminé par des microorganismes d’origine humaine ou spécifiquement environnementaux. Ces microorganismes sont extrêmement variés et peuvent appartenir aux espèces habituellement pathogènes pour l’homme (Pôle santé sécurité soins du médiateur de la République, Microbiologie et maladies infectieuses, 2014). Cette contamination varie qualitativement et quantitativement dans le temps, d’un établissement à un autre, et au sein d’un même établissement en fonction des services, des patients, des soins et des techniques pratiquées (Ministère de la santé publique, Direction Régionale de Bizerte, Service régional de l’hygiène du milieu, 2008).

L’environnement hospitalier joue un rôle important dans la survenue des IAS. Ce rôle est largement discuté et est certainement non négligeable. Le risque de transmission des IAS chez le patient au cours des soins est lié à la zone du patient et à l’environnement de soins.

(18)

Chapitre 2 :

MATERIEL ET METHODES

(19)

2.1 CADRE

2.1.1. Cadre institutionnel

L’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC) est une institution universitaire publique de formation professionnelle. Notre formation s’y est déroulée en trois années dans le Département de Génie Biologie Humaine (GBH).

2.1.2. Cadre technique

Notre stage de fin de formation, nos recherches et nos manipulations ont eu pour cadre le Centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada plus précisément au laboratoire dans la section de bactériologie sur une période de quatre mois allant du 20 juin au 21 octobre 2016.

2.2. Matériel

2 .2.1. Matériel biologique

Le matériel biologique était constitué de 98 prélèvements recueillis dans la salle de pansement, au bloc opératoire et à l’hospitalisation.

2.2.2. Milieux de culture

Milieux ROLE

Gélose EMB Culture et isolement des B- (Entérobactéries) Gélose au Sang Isolement des Streptocoques

Gélose Chapman isolement des cocci + (Staphylocoques) Muller Hinton (MH) Isolement, antibiogramme, Repiquage Bouillon Coeur Cervelle Milieu ordinaire liquide

Boites de Rodac TSA ou CLED Numération des germes

(20)

2.2.3. Réactifs

Les réactifs utilisés étaient les colorants pour la coloration de Gram, l’eau oxygéné pour la mise en évidence de la catalase, la galerie Api 20Epour l’identification des entérobactéries, Galerie Api 20 NE pour l’identification des non entérobactéries, le plasma de lapin pour la recherche de la staphylocoagulase libre chez Staphylococcus aureus et les disques d’antibiotiques pour la réalisation de l’antibiogramme.

Tableau 1.a : Liste des antibiotiques utilisés pour les bacilles

Noms Famille symbole Charge

Ticarcilline + Acide clavulanique

β- Lactamines

TCC 85µg

Pipéracilline PRL 100µg

Imipénème IPM 10µg

Ticarcilline TIC 75µg

Aztreoname ATM 30µg

Mecilliname MEC 10µg

Ceftriaxone CRO 30µg

Amoxycilline + Acide clavulanique AMC 30µg

Cefoxitine FOX 30µg

Ceftazidine CAZ 30µg

Amoxycilline AMX 25µg

Amikacine

Aminosides

AKN 30µg

Tobramycine TMN 10µg

Gentamycine GMN 10µg

Colistine Glycopeptides CS 10µg

Ciprofloxacine

Quinolones

CIP 5µg

Norfloxacine NOR 10µg

Acide Nalidixic NAL 30µg

Fosfomycine Polypeptides Fos 50µg

Rifampicine RAM 30µg

Source : Comité de l’antibiogramme de la Société Française de Microbiologie, 2016

(21)

Tableau 1.b : Liste des antibiotiques utilisés pour les Cocci

Noms Famille Symbole Charge

Cefoxitine FOX 30µg

Penicilline G β- Lactamines P 6µg

Oxacilline OXC 1µg

Acide fusidique Fusidanines FA 10µg

Ciprofloxacine Quinolones CIP 5µg

Erythromycine ERY 15µg

Pristinamycine Macrolides PT 15µg

Spiramycine SP 100µg

Gentamycine

Aminosides

GMN 10µg

Tobramycine TMN 10µg

Lincomycine Lincosamides LCN 10µg

Teicoplanine Glycopeptides TEC 30µg

Tetracycline Cyclines TET 30µg

Fosfomycine FOS 50µg

Rifampicine Polypeptides RAM 30µg

Vancomycine VA 30µg

Source : Comité de l’antibiogramme de la Société Française de Microbiologie, 2016 2.2.4. Equipement et consommables

a) Equipement

Il a été constitué de : centrifugeuse, réfrigérateur, microscope, autoclave, balance de précision, étuve réglable, bec Bunsen +gaz, portoirs.

b) Consommables

Nous avons eu à utiliser : marqueurs, stylo, lames, lamelles, boîtes de pétri, anse de platine, tubes à hémolyse stériles de 5ml, tubes à vis stériles, pipettes Pasteur, huile de paraffine, huile à immersion, coton hydrophile, coton cardé, papier aluminium, eau de Javel, eau distillée

(22)

2.3 Méthodes

2.3.1. Population d’étude

Il s’agit d’une étude prospective, analytique et comparative réalisée sur une période de trois mois allant de 20 juin au 21 octobre 2016. Elle a porté sur le matériel médical et sur des patients (hommes ; femmes et enfants) au jour de traitement d’antibiotiques Semaine 0 ; Semaine 2 et Semaine 4 atteints de l’Ulcère de Buruli.

2.3.1.1. Critères d’inclusion

Tous les patients confirmés positifs à l’ulcère de Buruli par la recherche de BAAR ou mycolactone hospitalisés dans le centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada et qui ont accepté participer à l’étude.

2.3.1.2. Critères de non inclusion

Ont été exclus de cette étude tous les patients non hospitalisés dans le centre. Les patients ne souffrants pas d’ulcère de buruli ont été aussi exclus. Ont été aussi exclus les services du centre qui ne sont pas en contact avec les patients.

2.3.2. Echantillonnage

2.3.2.1 Prélèvement au niveau de l’environnement

Les prélèvements des échantillons ont été effectués dans la salle de pansement en hospitalisation et au bloc opératoire du Centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada à partir de tous les instruments de la salle d’opération aseptique qui composent le bloc opératoire et de la salle septique (salle de stérilisation, salle d’opération non stérile, salle de réveil, l’entrée des malades, l’entrée du personnel). Sont utilisés dans les prélèvements : la clenche de porte, la table d’opération, la boite opératoire (les instruments), l’air, l’autoclave, le chariot, la paillasse, le fauteuil roulant, les champs stériles, le lit.

Pour les prélèvements de l'air nous avons eu à utiliser des boites contenant la gélose nutritive en les laissant ouvertes en contact avec l'air pendant 15 minutes pour permettre la mise en place des germes existant dans le milieu d'isolement. Elles ont été fermées et ensuite acheminées au laboratoire après prélèvement où elles ont été immédiatement incubées dans l’étuve à 37°C pendant 24 à 48 heures.

(23)

Les prélèvements des dispositifs médicaux ont été effectués en passant un écouvillon stérile préalablement humecté avec de l’eau physiologique sur les instruments. Les écouvillons ont été ensuite déposés dans un milieu liquide enrichi : bouillon cœur cervelle pendant 24 heures à 37°C afin d’accroître le nombre de germes pour faciliter leur isolement.

2.3.2.2 Prélèvement des lésions des patients

Le prélèvement a été fait dès l’admission à la salle de consultation et au bloc opératoire tous les mardis et jeudis. Les échantillons ont été ensuite acheminés au laboratoire. Le prélèvement et le transport des échantillons ont été fait de la manière suivante :

- Nettoyer un peu la surface des lésions de l’Ulcère de Buruli avec de l’eau physiologique - A l’aide de l’écouvillon stérile écouvillonner les bords décollés des lésions

Les écouvillons ont été mis dans leur tube de protection et ont été immédiatement envoyés au laboratoire pour analyse. Une fois les écouvillons au laboratoire ils ont été mis dans 2ml d’eau physiologique.

2.3.3. Identification bactériologique 2.3.3.1. Examen direct

 Examen macroscopique

La turbidité du bouillon après culture a été notée ainsi que l’appréciation du type respiratoire. La présence de microbes est prouvée par cette turbidité. Les milieux CLED ont été examinés pour faire la numération des germes.

 Examen microscopique

C’est l’ensemble des observations microscopiques faites à l’état frais et à l’état coloré.

a) Etat frais

A l’état frais, une préparation a été obtenue en mettant entre lame et lamelle une goutte du bouillon pré ensemencé ou une goutte de suspension bactérienne.

(24)

b) Coloration de Gram

Les frottis ont été confectionnés à partir du bouillon et des colonies se trouvant sur la gélose CLED, ont été ensuite colorés au GRAM et observés au microscope à l’objectif X100.

 Culture

Elle a tenu compte des résultats obtenus à l’état coloré. Sur la gélose Eosine Méthylène Blue (EMB) et la gélose CLED ont été ensemencées les bactéries en forme de bâtonnet (bacilles). Quant aux cocci en amas et en chaînette, ils ont été ensemencés sur la gélose Chapman, la Gélose au Sang et la gélose CLED.

Ainsi, nous avons sorti les boîtes de gélose du réfrigérateur et séché pendant quelques minutes. Ces boîtes sèches ont été ensuite ensemencées au moyen d’une pipette Pasteur à bout fermé et à usage unique. Les milieux ont été ensemencés par la méthode d’épuisement et incubés à 37°C pendant 24 heures.

 GRAM contrôle

Cette étape a consisté à refaire la coloration de GRAM afin de vérifier les résultats obtenus la veille au niveau de l’état coloré (examen direct).

 Isolement

L’isolement a été réalisé par un repiquage de colonie isolée en vue d’obtenir une culture pure. Les colonies de la culture pure ont été utilisées pour continuer le diagnostic.

L’identification des bactéries a été faite selon les techniques biochimiques classiques utilisées (Méité et al, 2007).

(25)

 Identification

La galerie Api NE a été utilisée pour identifier les bacilles Gram négatif qui ont donné une réaction positive au test à l‘oxydase (oxydase +) ; quant aux bacilles Gram négatif qui ont donné une réaction négative au test à l’oxydase (oxydase-) la galerie Api 20 E a été utilisée pour leur identification. Les cocci Gram positif ont été identifiées par une série de tests biochimiques (la catalase et la staphylocoagulase libre). Les germes à catalase positive ayant été isolés sur Chapman ont bénéficié du test à la staphylocoagulase libre.

Antibiogramme

L’antibiogramme a été réalisé avec la préparation de la suspension bactérienne.

L’ensemencement a été réalisé sur la gélose Mueller Hinton par la méthode d’inondation. Des disques de papier buvard imprégnés des différents antibiotiques à tester ont été déposés à la surface de la gélose. La gélose a été ensuite incubée à 37°C pendant 24 heures dans l’étuve.

La lecture a été faite à l’aide d’une règle graduée qui a permis de mesurer le diamètre de la zone d’inhibition. Les mesures obtenues ont été comparées à celles figurant sur la fiche fournie par le fabricant afin de noter le profil de résistance des différentes souches suivant la marge de sensibilité prévue par le fabricant.

(26)

Chapitre 3 :

RESULTATS ET COMMENTAIRE

(27)

3.1. RESULTATS

Dans ce chapitre sont présentés les résultats obtenus durant notre étude.

3.1.1. Qualité bactériologique de l’environnement hospitalier

Tableau 2 : Fréquence de contamination du matériel pris en compte dans notre étude

Matériel Service Fréquence

Compresse Bloc opératoire ; pansement ; 2/3 (66.66 %)

Paillasse Bloc opératoire; pansement ; hospitalisation 8/8 (100 %)

Table Bloc opératoire; pansement 4/4 (100 %)

Pince Bloc opératoire; pansement 1/5 (20%)

Champs stérile Bloc opératoire ;

pansement

3/3 (100 %)

Autoclave Bloc opératoire 0/1 (00%)

Clenche de porte Bloc opératoire ; pansement ; hospitalisation 6/6 (100%)

Masque Bloc opératoire 1/1 (100%)

Brassa Bloc opératoire 1/1 (100%)

Lit Bloc opératoire ; Hospitalisation ; Pansement 6/6 (100%)

Chariot Bloc opératoire ; Pansement 4/4 (100%)

Battant Pansement 3/3 (100%)

Tambour Pansement 2/2 (100%)

Sonde canele Pansement 1/1 (100%)

Evier Pansement 2/2 (100%)

Baignoire Pansement 2/2 (100%)

Plateau Pansement 2/2 (100%)

Total - 48/54 (88,88%)

(28)

Tableau 3 : Fréquence des bactéries isolées sur le matériel, chez les patients et dans l’environnement

Espèces Matériel Patients Environnement

Staphylococcus aureus 11

(20,37%)

06 (20,00%)

02 (14,28%)

Klebsiella pneumoniae 04

(07,40%)

02 (06,66%)

03 (21,42%)

Acinetobacter baumanii 03

(05,55%)

02 (06,66%)

01 (07,14%)

Enterobacter cloacae 03

(05,55%)

02 (06,66%)

00 (00,00%)

Acinetobacter spp 04

(07,40%)

00 (00,00%)

Escherichia coli 05

(09,25%)

04 (13,33%)

04 (28,57%)

Pseudomonas aeruginosa 07

(12,96%)

05 (16,66%)

01 (07,14%) Staphylocoque à coagulase négative 06

(11,11%)

02 (06,66%)

01 (07,14%)

Pseudomonas fluorescens 04

(07,40%)

02 (06,66%)

01 (07,14%)

Citrobacter freundii 04

(07,40%)

01 (03,33%)

01 (07,14%)

Steptocoques pyogenes 00

(00,00%)

03 (10,00%)

00 (00,00%)

Enterococcus spp 00

(00,00%)

01 (03,33%)

00 (00,00%)

Total 51

(100%)

30 (100%)

14 (100%) Sur le matériel et chez les patients au nombre des bactéries isolées Staphylococcus aureus vient en tête avec des fréquences respectives de 20,37 et de 20% par contre Escherichia coli est la

(29)

3.1.3. Qualité bactériologique des lésions d’Ulcère de Buruli des malades du Centre de dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada

Tableau 4 : Fréquence des bactéries isolées chez les patients hospitalisés de la semaine zéro (S0) à la semaine quatre (S4)

(30)

Nous notons l’apparition des germes tels que Klebsiella pneumoniae ; Acinetobacter baumanii ; Enterobacter cloacae dans la deuxième semaine et de nouveaux cas de contamination par Escherichia coli et Pseudomonas aeruginosa. La quatrième semaine a été quant à elle marquée par l’apparition de Pseudomonas fluorescens et de Citrobacter freundii absent jusqu’à deux semaines après l’entrée des patients dans le centre.

3.1.4. Etude de la sensibilité des bactéries isolées aux antibiotiques

Tableau 5 : Profil de résistance des différentes bactéries isolées aux familles d’antibiotiques couramment prescrite

(31)

La plupart des bactéries isolées sont résistantes aux antibiotiques de la famille des β-lactamines, amninosides et quinolones. Staphylococcus aureus a été résistante aux antibiotiques de sept (6) familles dont celles citées précédemment et d’autres familles comme : macrolide, lincosamides et fusidamines.

3.1.5. Etude comparative des bactéries isolées du matériel hospitalier et celles isolées de l’air hospitalier

25,49% de bactéries isolées du matériel se retrouve également dans l’environnement

Figure 1: Comparaison des bactéries isolées du matériel à celles isolées dans l’environnement

0 2 4 6 8 10 12

Pseudomonas fluorescens

Staphylocoque à coagulase

négative

Pseudomonas aeruginosa

Escherichia coli

Staphylococcus aureus

Klebsiella pneumoniae

Enterobacter cloacae

Citrobacter freundii

Acinetobacter spp

Acinetobacter baumanii

Nombre de bactéries isolées

Espèces bactériennes Materiel Air

(32)

3.1.6. Etude comparative des bactéries isolées de l’environnement hospitalier et celles isolées des lésions de l’Ulcère de Buruli chez les malades.

19,60% des bactéries isolées chez les patients se retrouvent sur matériel hospitalier

Figure 2.a Comparaisons des bactéries isolées sur le matériel hospitalier et celles isolées chez les patients avant le traitement (Semaine 0)

76,92% de bactéries isolées chez les patients se retrouvent dans l’environnement.

Figure 2.b Comparaisons des bactéries isolées dans l’air et celles isolées chez les patients avant le traitement (Semaine 0)

0 2 4 6 8 10 12

négative

Streptocoques pyogenes

Enterococcus spp

Acinetobacter

Nombre de bactéries isolées spp

Espèces bactériennes Materiel Patients

0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5

négative

Streptocoques pyogenes

Enterococcus spp

Nombre de bactéries isolées

Espèces bactériennes Air Patients

(33)

19,60% des bactéries isolées chez les patients se retrouvent sur le matériel hospitalier.

Figure 3.a: Comparaisons des bactéries isolées sur le matériel hospitalier et celles isolées chez les patients à la deuxième semaine

76,92% des bactéries isolées chez les patients se retrouvent dans l’environnement.

Figure 3.b : Comparaison des bactéries isolées dans l’air avec celles isolées chez les patients à la deuxième semaine

0 2 4 6 8 10 12

négative

Acinetobacter spp

Nombre de bactérie isoléee

Espèces bactériennes Materiel Patients

0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5

Pseudomonas fluorescens

Staphylocoque à coagulase

négative

Pseudomonas aeruginosa

Escherichia coli Staphylococcus aureus

Klebsiella pneumoniae

Citrobacter freundii

Enterobacter cloacae

Acinetobacter baumanii

Nombre de bactérie isoée

Espèces bactériennes Air Patients

(34)

19,60% des bactéries isolées chez les patients se retrouvent sur le matériel hospitalier.

Figure 4.a : Comparaisons des bactéries isolées sur le matériel hospitalier et celles isolées chez les patients à la quatrième semaine

76,92% de bactéries isolées chez les patients se retrouvent dans l’environnement.

Figure 4.b : Comparaison des bactéries isolées de l’air avec celles isolées sur les patients à la quatrième semaine

0 2 4 6 8 10 12

négative

Acinetobacter

Nombre de bactérie isolée spp

Espèces bactériennes Materiel patients

0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5

Staphylocoque à coagulase

négative

Escherichia coli Staphylococcus aureus

Nombre de bactérie isolée

Espèces bactérienne Air Patients

(35)

3.2. Commentaire

Notre étude a pour objectif d’améliorer la prise en charge des patients souffrant d’Ulcère de Buruli au Centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada.

Elle a révélé que l’environnement hospitalier est largement contaminé par des microorganismes nosocomials d’origine humaine ou spécifiquement environnementaux. Cette contamination varie qualitativement et quantitativement dans le temps, en fonction des services, des patients, des soins et techniques pratiqués. La plupart des bactéries isolées dans l’environnement hospitalier sont des bacilles à gram négatif pathogène et ubiquitaires : Pseudomonas fluorescens, Acinetobacter baumanii, Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa. Cette situation s’expliquerait par le fait que ce sont pour la plupart des bactéries pathogènes très répandues dans l’environnement surtout hospitalier (Meité et al, 2007)

La flore retrouvée dans cet environnement dépend de plusieurs facteurs comme l’activité humaine qui entraîne un apport de micro-organismes par le patient lui-même, par les soignants et par les visiteurs. En l’absence d’un bionettoyage efficace, la survie de ces micro-organismes sur les surfaces peut être très prolongée : une semaine pour un staphylocoque par exemple, s’il trouve les nutriments qui lui sont nécessaires, bien plus pour les spores de Clostridium hautement résistantes dans le milieu extérieur (Saouide et al, 2014). Par contre, les souches de Acinetobacter spp sont particulièrement redoutables dans l’environnement. Très résistantes, elles adhèrent aux surfaces, et sont facilement transportés par les soignants d’un site à un autre, comme en témoignent les épidémies d’infections à ce germe où le réservoir identifié était en fait la bibliothèque médicale de l’hôpital, à distance des lieux de soins ou encore les rampes électriques ou les potences de perfusion des chambres des patients (Barbut, 2003). Cette flore bactérienne dépend aussi de la qualité de l’air car les particules en suspension dans l’air vont finir inévitablement par se déposer sur les surfaces et ce d’autant plus rapidement qu’elles sont plus volumineuses, donc les prélèvements des surfaces d’un local vont donc refléter, outre la qualité du bionettoyage, l’efficacité ou les défaillances d’un système de traitement d’air.

Chez les patients souffrant d’Ulcère de Buruli pris en compte dans notre étude nous avons isolés en majorité des bacilles gram négatif, qui sont de plus en plus impliqués dans les surinfections de nos jours. Cette prédominance de bacilles gram négatif obtenue durant notre étude est concordante avec les résultats issus des travaux de ECRA et al, 2001.

(36)

En dehors de Pseudomonas aeruginosa, germe hospitalier, les autres germes bacilles gram négatif sont des bactéries ubiquitaires mais sont aussi des parasites et des organismes pathogènes de l’intestin de l’homme. L’autre groupe des germes de surinfection est composé de Cocci gram positif qui sont les staphylocoques à coagulase négative, Staphylococcus aureus et les Streptocoques. La présence en proportion forte des staphylocoques peut s’expliquer par le fait que Staphyloccocus spp, existe dans l’environnement mobilier, le matériel, la peau, les cheveux et elle vit très fréquemment à l’état commensal sur la peau et les muqueuses des organismes humains. Les Streptocoques sont retrouvés aussi bien dans l’eau que dans l’air ou le sol, ils vivent à l’état commensal de l’homme. Ils sont responsables de nombreuses infections dans la nature. Des résultats similaires ont été obtenus par Sergent et al, 2012 qui ont effectué des travaux sur la contamination bactérienne de l'environnement de l'hôpital lors du changement de pansement.

Grace à une étude comparative nous avons constaté, qu’une forte proportion des bactéries isolées du matériel de soins, surfaces et autres se retrouvent dans les lésions d’Ulcère de Buruli.

Il s’agirait d’une contamination qui serait lié à la mauvaise pratique de l’hygiène des mains et l’insuffisance d’information sur les mesures de prévention efficace des infections. Ces bactéries retrouvées dans les lésions d’Ulcère de Buruli à différents moments du traitement peuvent être la cause d’infection bactérienne secondaire, une cause importante de retards à la cicatrisation des plaies et des échecs de greffes cutanées. Ces remarques appellent à une optimisation de la gestion des lésions d’ulcère de Buruli et l’adoption des bonnes pratiques d’hygiène avant et après les pansements afin de mieux contrôler les surinfections. Plus d’études sont nécessaires pour déterminer l’impact et la source d’infection des lésions d’ulcère de Buruli en traitement.

L’étude de la sensibilité aux antibiotiques couramment prescrit a révélé que la presque totalité des souches isolées sont multirésistantes aux antibiotiques testés. Cette multi résistance des bactéries serait due à la mauvaise prescription des médicaments et à l’usage abusive des médicaments par les patients et aussi il faut noter que ces différentes souches isolées sont reconnues comme ayant une grande capacité d’acquisition de gènes de résistance (Guessennd et al, 2013).

(37)

CONCLUSION ET SUGGESTIONS

(38)

CONCLUSION

Notre étude a révélé une contamination des lésions des patients par des germes responsables d’infections associées aux soins. L’environnement hospitalier a présenté également une forte contamination. De plus, les mêmes espèces bactériennes très proches par antibiotypie ont été retrouvées aussi bien dans les lésions que dans l’environnement hospitalier.

Ces situations interpellent l’administration hospitalière à : - faire la promotion de l’hygiène,

- renforcer les capacités du personnel sur les mesures de prévention des infections associées aux soins,

- former le personnel sur l’hygiène lors des soins, - faire régulièrement le pansement aux patients,

- décontaminer périodiquement les différentes zones de soins de l’hôpital, ainsi que l’environnement hospitalier.

SUGGESTIONS

Notre étude a permis de mettre en évidence les maillons faibles de la chaine de prévention des infections dans les services de soins du Centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada. Au terme de notre étude, nous trouvons utile de faire les suggestions suivantes :

 Aux autorités du Centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada de procéder à la :

 Sensibilisation du personnel sur les conséquences des infections associées aux soins ;

 Formation continuelle du personnel hospitalier sur l’hygiène et son importance dans l’amélioration de l’hygiène hospitalière ;

 Surveillance régulière du nettoyage de l’environnement hospitalier.

 Aux personnels du Centre de Dépistage et de Traitement de l’Ulcère de Buruli d’Allada de :

 Respecter l’asepsie au cours des soins ;

 Nettoyer régulièrement l’environnement de soins.

(39)

1- Ahoyo T. A., Bankolé H., Adéoti F., Attolou A., Assavedo S., Amoussouguenou M., Kindé-gazard D. and Pittet D., 2012.Prévalence des infections nosocomiales et traitement anti-infectieux au Bénin: résultats de la première enquête nationale.

2- Asiedou, 2000: Secondary bacteriel infection of Buruli ulcer lesion before and after chemotherapig with streptomycin and rifampicin.

3- DANCOURT M., 2009. Les infections nosocomiales et leur prévention par l’hygiène hospitalière. Institut de ville sanitaire. pp 1-20.

4- Ecra , 2001: Les complications de l’ulcère de buruli. Médecine d’Afrique Noire : 48 (4) ; 155-158

5- Guessennd et al. J. Appl. Biosci. 2013.Étude des bacteries multiresistantes des effluents hospitaliers de la ville d, Abidjan

6- MENZINZER S., SCHNEIDER A., TSCHOPP C., Juin 2008. Immersion en communauté, infections nosocomiales. Université de Genève, Faculté de médecine.

Pages 23.

7- Ministère de la santé publique, Direction Régionale de Bizerte, Service régional de l’hygiène du milieu, 2008. Hygiène hospitalière et lutte contre les infections associées aux soins, Vol 1, Pages 138.

8- Mitja, O, 2014 Haemophilus ducreyi as a cause of skin ulcers in children from a yaws- endemic area of Papua New Guinea. Lancet Global Health: Vol 2, Issue 4: e235- e241.

9- Méité S., Boni-Cissé C., Guéi M.C., Houédanou C., Faye-Ketté H, 2007. Evaluation du risque infectieux au laboratoire d’analyses médicales : Exemple du laboratoire de bactériologie-virologie du CHU de Yopougon (Abidjan, Côte d’Ivoire) en 2006. Revue Bioafrica, 4 : 16-22.

10- Organisation Mondiale de la Santé, 2009. Session de formation pour formateurs, Observateurs et professionnels médio-soignants, pp 1-52.

11- Organisation Mondiale de la Santé, 2015 ; Management of Buruli ulcer-HIV coinfection Genève

12- Organisation Mondiale de la Santé, 2014 ; Diagnostic de l’ulcère de Buruli au laboratoire Genève

REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUE

(40)

14- Saouide el ayne Nabila Echchelh Adil, Chaouch Abedelaziz, Auajjar Nabila, Ham²ama Samir, Soulaymani Abdelmajid, 2014 : Rôle de l’environnement hospitalier dans la prévention des infections nosocomiales : surveillance de la flore des surfaces à l’hôpital el Idrissi de Kenitra – Maroc ; vol.10, No.9 ISSN : 1857 – 7881 (Print) e - ISSN 1857- 7431.

15- Sergent, Slekovec C , Pauchot J , Jeunet L , Bertrand X , Hocquet D , Pazart L , Talon D, 2012 : La contamination de l’environnement de l’hôpital lors du changement de pansement 16- Université virtuelle francophone, 2014 ; Hygiène hospitalière.