Soutenance de Thèse Présentée par
Mme Hamida BOURIDANE
En vue de l’obtention du doctorat 3eme cycle (LMD) En biologie et santé
Option: Microbiologie Appliquée
Thème
Les Lactobacilles Vaginaux : Sélection de souches aux potentiels probiotiques et étude des mécanismes
de blocage de l’adhésion des pathogènes
Membres de jury
President: Pr. SIFOUR Mohamed Université Mohamed Seddik Benyahia, Jijel Encadrant: Pr. IDOUI Tayeb, Université Mohamed Seddik Benyahia, Jijel Examinateurs:
Pr. RIBA Amar Université M’hamed Bougara, Boumerdes Pr. KECHA Mouloud Université Abderrahmane Mira, Bejaia Dr. OULED HADDAR Houria Université Mohamed Seddik Benyahia, Jijel
تعهبج ىيحي نب قيدصلا دوحه -
لجيج
ةبيحلاو تعيبطلا مولع تيلك تيولخلاو تيئيزجلا بيجولويبلا نسق Université Mohammed Seddik Benyahia - Jijel
Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie Département de Biologie Moléculaire et Cellulaire
Soutenue le : 18/01/2018
Remerciements
Avant tout nous remercions "Allah" tout puissant qui nous a donné le courage, la volonté et la force pour
accomplir ce modeste travail. Merci de nous avoir éclairé le chemin de la réussite.
J’adresse mes plus vifs remerciements au Pr Idoui Tayeb, pour avoir accepté de diriger ce travail, pour ses
conseils scientifiques
judicieux et son suivi durant la période de la réalisation de ce travail malgré ses charges professionnelles.
Je remercie : Pr. SIFOUR Mohamed, Pr RIBA Amar, Pr KECHA Mouloud et Dr OULED HADDAR Houria
d’avoir accepté d’être membres de ce jury et pour l’intérêt porté à ce travail.
Ma plus sincère gratitude au Pr KHELILI S et Pr LAHOUAL M. pour m'avoir accueilli au sein des laboratoires. En plus aux ingénieurs de laboratoire Bouraoui Hadia, Bouhali Soumya et Mlle Nassiha de m'avoir donné les moyens de mener à bout cette étude.
Mes très spéciaux remerciements reviennent à ma famille ; mes parents surtout ma mère, mon mari et mes
amies pour leurs
encouragements et leur compréhension.
Finalement, je remercie tous ceux ou celles qui ont contribué de près ou de loin à l’accomplissement de cette
Thèse.
A vous tous, un grand Merci.
INTRODUCTION ... 01
I. Synthèse Bibliographique I.1. L’écosystème vaginal ... 03
I.1.1. L’épithélium vaginal ... 03
I.1.2. La microflore vaginale ... 03
I.1.2.1. Composition de la flore vaginale ... 05
I.1.2.2. pH vaginal ... 06
I.1.2.3. Evolution de la microflore vaginale normale ... 07
I.1.2.3.1. Dès les premières semaines de vie à la petite enfance ... 07
I.1.2.3.2. Au moment de la puberté ... 07
I.1.2.3.3. Chez les femmes adultes ... 08
I.1.2.3.4. Chez les femmes enceintes ... 08
I.1.2.3.5. La ménopause ... 08
I.1.3. Interaction hôte-microorganismes et interaction inter-microbiennes... 09
I.2. Lien entre la flore vaginale et la flore intestinale ... 10
I.3. Notion d’équilibre et de déséquilibre de l’écosystème vaginal ... 11
I.4. Les infections vaginales ... 12
I.4.1. Les vaginoses bactériennes ... 12
I.4.2. La vaginite Aérobie ... 14
I.4.3. La candidose vulvo-vaginale (vaginite à Candida) ... 15
I.4.4. La trichomonase ... 15
I.5. Les infections urinaires ... 16
I.6. Rétablissement de la flore vaginale et bactériothérapie ... 16
I.7. les probiotiques vaginaux ... 17
I.7. 1. Définition des probiotiques ... 17
I.7.2. Les micro-organismes probiotiques ... 17
I.7.3. Critères de sélection des probiotiques à usage gynécologique ... 18
I.7.3.1. Spécificité de l’hôte ... 18
I.7.3.2. Les spécificités de la souche ... 18
I.7.3.3. Les propriétés technologiques ... 19
I.7.4. Mécanismes d’action des probiotiques envers les pathogènes vaginaux ... 19
I.7.4.1. Effet antagonique ... 20
Effet des acides organiques ... 21
Effet des bactériocines et des substances similaires ... 22
Effet de la production d’arginine désaminase ... 23
Effet de la production des biosurfactants ... 24
I.7.4.2. Stimulation des défenses immunitaires locales ... 24
I.7.4.3. Effet barrière des probiotiques ... 25
I.7.4.3.1. Adhésion aux cellules épithéliales ... 25
I.7.4.3.1.1. Facteurs affectant l’adhésion ... 25
Facteurs liés à l’hôte ... 25
Facteurs liés à la bactérie ... 26
I.7.4.3.2. Blocage de l’adhésion des pathogènes par les lactobacilles probiotiques 27 Inhibition de l'adhésion par exclusion ... 27
Inhibition de l'adhésion par compétition ... 28
Inhibition de l'adhésion par déplacement ... 28
I.7.4.3.3. Mécanisme d’agrégation lactobacillaire ... 29
Mécanisme de co-agrégation ou exclusion compétitive ... 29
Facteurs affectant l’agrégation lactobacillaire ... 30
La température ... 31
Le pH ... 31
Les enzymes ... 31
Les facteurs chimiques ... 31
I.7.4.4. Autre mécanismes ... 31
I.7.4.4.1. Modulation des jonctions épithéliales serrées ... 31
I.7.4.4.2. Systèmes de signalisation des lactobacilles ... 32
I.7.5. La bactériothérapie, les probiotiques et les matrices alimentaires ... 32
I.7.5.1. La bactériothérapie ... 33
I.7.5.2. Usage gynécologique des probiotiques ... 34
I.8. Les prébiotiques ... 36
I.8.1. Notions de prébiotiques ... 36
I.8.2. Critères de sélection des prébiotiques ... 36
I.9. Notion des symbiotiques ... 36
II. Matériel et Méthodes II.1. Matériel ... 37
II.1.1. Les souches bactériennes ... 37
II.1.2. Les cellules épithéliales vaginales ... 37
II.1. 3. Le sang ... 37
II.1.4. Les disques antibiotiques ... 38
II.1.5. Les milieux de culture et les sucres ... 38
II.1.6. Les enzymes ... 38
II.2. Méthodes ... 38
II.2.1. Sélection de lactobacilles vaginaux à fort potentiel probiotique ... 38
II.2.1.1. Score de Nugent ... 38
II.2.1.2. Mise en place d’un souchier de lactobacilles lactiques à partir des prélèvements vaginaux ... 39
Purification des isolats lactiques... 40
II.2.1.3. Screening de souches productrices d’eau oxygénée ... 40
II.2.1.4. Pré-identification des souches sélectionnées ... 40
Examen microscopique ... 40
Etude des caractères biochimiques ... 41
II.2.2. Évaluation des aptitudes probiotiques in vitro des souches séléctionés ... 42
II.2.2.1. Tolérance aux conditions acides et aux sels biliaires ... 42
II.2.2.2. Tolérance aux enzymes pancréatiques par la simulation des conditions du fluide intestinale (SFI)...….42
II.2.2.3. Adhésion aux cellules épithéliales vaginales ... 42
II.2.2.4. Activité antibactérienne et effet des surnageant ... 43
II.2.2.5. Capacité à l’auto-agrégation et à la co- agrégation ... 44
II.2.2.6. Test d’hydrophobicité ... 45
II.2.2.7. La résistance aux spermicides ... 45
II.2.3. Etude de quelques aptitudes technologiques ... 45
II.2.3.1. Pouvoir acidifiant ... 45
II.2.3.2. Recherche de la production et quantification d’exo-polysaccharides ... 46
II.2.4. Evaluation de l’aspect sécuritaire ... 46
II.2.4.1. Activité hémolytique ... 46
II.2.4.2. Résistance aux antibiotiques ... 47
II.2.5. Identification des souches sélectionnées par PCR (ARN 16S) ... 47
II.2.5.1. Extraction de l’ADN bactérien et vérification de son intégrité ... 47
II.2.5.2. Amplification du gène de l’ADNr 16S par PCR ... 48
II.2.5.3.Visualisation des produits PCR ... 49
II.2.5.5. Dosage des produits PCR purifiés ... 49
II.2.5.6. Réaction de séquençage du gène ADNr 16S ... 50
II.2.5.7. Purification des produits de séquençage ... 50
II.2.5.8. Traitement des séquences du gène ADNr 16S ... 50
II.2.5.9. Identification des souches par NCBI>BLAST ... 50
II.2.6. Etude du mécanisme du blocage de l’adhésion des bactéries pathogènes sur les CEVs par les souches probiotiques ... 51
II.2.7. Détermination des facteurs d’adhésion ... 52
II.2.7.1. Test d’hydrophobicité ... 52
II.2.7.2. Effet des différents traitements des souches lactiques vaginales sur l’adhésion 52 II.2.7.2.1. Traitements physiques ... 52
Traitement par la température... 52
Traitement par autoclavage ... 52
Traitement par sonication ... 52
II.2.7.2.2. Traitement enzymatique ... 53
II.2.7.2.3. Traitement chimique ... 53
II.2.7.3. Test d’hémagglutination ... 54
II.2.7.4.Détermination de la nature des récepteurs des cellules épithéliales vaginales ... 54
II.2.8. Auto-agrégation, co-agregation et facteurs affectant cette propriété probiotique ... 55
II.2.8.1. Co-agrégation avec les souches indicatrices……… ... 55
II.2.8.2. Co-agrégation entre les lactiques probiotiques……… ... 55
II.2.8.3. Etude des facteurs affectant l’auto-agrégation des deux espèces…… ... 55
II.2.8.3.1. Facteurs physiques ... 55
Effet de la température ... 55
Effet du pH ... 56
Effet de l’anaérobiose ... 56
Effet de sonication ... 56
II.2.8.3.2. Facteurs chimiques ... 56
Effet de l’EDTA, le SDS, le Triton X-100 et le Métapériodate de sodium 56 Effet de Lincomycine ... 56
II.2.8.3.3. Facteurs enzymatiques ... 56
II.2.9. Evaluation de différentes aptitudes probiotiques d’une mixture de deux lactobacilles vaginaux ... 57
II.2.9.1. Recherche des interactions entre les deux souches de lactobacilles ... 57
Assemblage : méthodes des disques et des puits ... 57
Méthode des touches ... 57
Méthode des stries ... 57
II.2.9.2. Préparation de la mixture des deux souches ... 58
II.2.9.3.Quantification d’H2O2 produit par les souches lactiques ... 58
II.2.10. Effet du prébiotiques inuline sur la croissance et la tolérance et le pouvoir aidifiant des Lactobacillus ... 59
II.2.10.1. Effet sur la croissance ... 59
II.2.10.2. Pouvoir acidifiant. ... 59
II.2.11.Traitement statistique des résultats ... 59
III. RESULTATS ET DISCUSSION III.1. Sélection de lactobacilles vaginaux à fort potentiel probiotique ... 61
III.1.1.Score de Nugent... 61
III.1.2. Mise en place d’un souchier de lactobacilles lactiques à partir des prélèvements vaginaux ... 61
III.1.2.1. Screening de souches productrices d’eau oxygénée ... 61
III.1.2.2. Pré-identification des souches sélectionnées ... 63
III.1.2.2. Pré-identification des souches sélectionnées ... 63
III.2. Aptitudes probiotiques des souches sélectionnées ... 65
III.2.1. Survie des lactobacilles en conditions acides, sels biliaires et SFI ... 65
III.2. 2. Adhérence aux cellules épithéliales vaginales ... 67
III. 2.3. Auto-agrégation, co-agrégation et hydrophobicité ... 68
III.2.4. Inhibition de la croissance des agents pathogènes urogénitaux ... 71
III. 2.5. Résistance des lactobacilles vaginaux aux spermicides………. 72
III.3. Etude de quelques aptitudes technologiques des souches sélectionnées ... 73
III. 3.1. Pouvoir acidifiant ... 73
III.3.2. Recherche de la production d’exo-polysaccharides et quantification ... 74
III.4. Aspect sécuritaire des souches sélectionnées ... 76
III.4.1. Résistance aux antibiotiques ... 76
III.4.2. Activité hémolytique ... 77
III.5. Identification moléculaire des souches, à fort potentiel probiotique, par séquençage du gène de l'ADNr 16S ... 77< III.5.1. Extraction de l’ADN et vérification de son intégrité ... 78 III. 6. Etude du mécanisme du blocage de l’adhésion des bactéries pathogènes sur les CEVs par
III. 6.1. Pouvoir d’adhésion des bactéries lactiques et des pathogènes vaginaux aux
cellules épithéliales vaginales ... 81
III.6.2. Mécanismes du blocage de l’adhésion des pathogènes sur les CEVs par les souches probiotiques ... 83
III.7. Détermination des facteurs d’adhésion ... 87
III.7.1. Test d’hydrophobicité ... 87
III.7.2. Traitement des cellules bactériennes ... 89
Traitement physique ... 89
Traitement enzymatique ... 90
Traitement chimique ... 92
III.7.3. Hémagglutination ... 94
III.7.4. Détermination de la nature des récepteurs des cellules épithéliales vaginales ... 95
III.8. Auto-agrégation, co-agregation et facteurs affectant cette propriété probiotique ... 96
III.8.1. Auto-agrégation des deux espèces probiotiques ... 96
III.8.2. Co-agrégation des deux espèces probiotiques ... 97
III.8.3. Co-agrégation des deux espèces probiotiques avec les uropathogènes ... 98
III.9. Facteurs affectant l’auto agrégation des deux espèces probiotiques ... 101
III.9.1. Facteurs physiques ... 101
Effet de la température ... 101
Effet du pH ... 102
Effet de l’anaérobiose sur l’auto-agrégation ... 104
Effet de la sonication sur l’auto-agrégation ... 105
III.9.2. Facteurs chimiques : EDTA, SDS et Triton X-100 ... 106
III.9.3. Effet de la Lincomycine ... 107
III.9.4. Effet des enzymes et le métapériodate de Na ... 108
III.10. Etude comparative des aptitudes probiotiques et technologiques de L.gasseri B6, L.plantarum B10 et de leur mixture ... 111
III.10.1.Recherche des interactions entre les deux souches de lactobacilles ... 111
III.10.2. Résistance aux conditions hostiles du tube digestif ... 112
III.10.2.1 Tolérance aux acides ... 112
III.10.2.2. Tolérance aux sels biliaires ... 113
III.10.2.3. Tolérance à la pepsine ... 114
III.10.3. Recherche et quantification de la production de peroxyde d'hydrogène ... 115
III.10.4. Aptitude à l'auto-agrégation et à la co-agrégation ... 116
III.10.5. Pouvoir d’adhésion aux cellules épithéliales vaginales... 117
III.10.6. Test d’hydrophobicité ... 119
III.10.7. Recherche de l’arginine déshydrolase ... 120
III.10.8. Activité antibactérienne ... 120
III.10.9. La résistance au spermicide ... 122
III.10.10 Evaluation de quelques aptitudes technologiques ... 122
III.10.10.1. Pouvoir acidifiant ... 122
III.10.10.2. Production des exo-polysaccharides (EPS) ... 123
III.11. Effet du prébiotique inuline sur les performances de L. plantarum B10 etL. gasseri B6 124 III.11.1.Effet du prébiotique inuline sur la croissance ... 124
III.11.2.Effet du prébiotique inuline sur le pouvoir acidifiant ... 124
CONCLUSION ET PERSPECTIVES ... 127 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES
Tableau 01. Pourcentage des différentes espèces qui constituent la flore vaginale saine…………..4
Tableau 02. Facteurs exogènes et endogènes du déséquilibre de la microflore vaginal saine…….11
Tableau 03. Liste des micro-organismes probiotiques………..………17
Tableau 04. Critères de sélection des probiotiques à application vaginale……..……….19
Tableau 05. Indications potentielles pour le traitement par les probiotiques vaginaux...34
Tableau 06. Effet des probiotiques utilisés dans les formulations vaginales pour les infections urogénitales……….. .35
Tableau 07. Score de Nugent (0 à 10) par coloration de Gram des Frottis vaginaux…………..…39
Tableau 08. Profil biochimique des souches productrices d’H2O2………..64
Tableau 09. Profils fermentaires des souches productrices d’H2O2………64
Tableau 10. Résultats de la pré-identification des lactobacilles vaginaux………65
Tableau 11. Effet des conditions acides (pH 2.0) sur la survie des isolats vaginaux de genre Lactobacillus………..66
Tableau 12. Effet des sels biliaires (0,3%) sur la survie des isolats vaginaux de genre Lactobacillus...66
Tableau 13. Effet du SFI sur la survie de souches vaginales de Lactobacillus………67
Tableau14. Capacité des isolats de Lactobacillus à adhérer aux CEVs………68
Tableau15. Pourcentage d'auto-agrégation et d'hydrophobicité des isolats vaginaux...…...69
Tableau 16. Capacité de co- agrégation (%) des isolats de Lactobacillus avec E. coli et S. aureus d’origine vaginale………..………70
Tableau 17. Activité antibactérienne des lactobacilles vaginaux et de leurs surnageants…………71
Tableau 18. Résistance des souches vaginales aux spermicides………..73
Tableau 19. Pouvoir d'acidification des lactobacilles vaginaux sélectionnés...74
Tableau 20. Quantification de la production des exopolysaccharides par les lactobacilles vaginaux………...75
Tableau 21. : Sensibilité des lactobacilles vaginaux antibiotique………...76
Tableau 22. Activité hémolytique des souches de lactobacilles………..77
Tableau 23. Résultats de la vérification de l’intégrité de l’ADN des souches de lactobacilles...…78
Tableau 24. Résultats de l’adhésion des souches probiotiques et pathogènes aux cellules épithéliales vaginales………..81
Tableau 25. Inhibition de l’adhésion de E. coli, S. aureus et C. albicans aux CEV par L. gasseri et L.plantarum dans les conditions de compétition, exclusion et déplacement……….…84
Tableau 26. Pourcentage d’hydrophobicité des deux Lactobacillus vaginales testées……….88
Tableau 28. Nature des récepteurs des cellules épithéliales vaginales pour les souches de Lactobacillus………... 95 Tableau 29. Pourcentage de la co-agrégation des lactiques avec les uro pathogènes…………....99 Tableau 30. Quantités de peroxyde d’hydrogène produites par les souches et leur mixture…….116 Tableau 31. Pourcentages de la co-grégation des souches probiotiques et de leur mixture….….117 Tableau 32. Moyenne d’adhésion des deux souches et de leur mixture………...……….118 Tableau 33. Hydrophobicité des souches et de leur mixture……….….119 Tableau 34. Résultats de l’activité antibactérienne des souches et de leur mixture………..……121 Tableau 35. Résistance des souches et de leur mixture au spermicide………...122 Tableau 36. Pouvoir acidifiant de L.plantarum B6 et L.gasseri B10 (g/l d’acide lactique)….…….125
Figure 1: Variation des espèces bactériennes dominantes dans le microbiote vaginal humain ... 05
Figure 2: Variation de la muqueuse vaginale au cours de la vie ... 09
Figure 3: Possibilité de coloniser le vagin par les bactéries de la flore intestinale ... 10
Figure 4: Les principaux mécanismes mis en jeu par les lactobacilles pour inhiber les pathogènes ... 21
Figure 5: Modes d’action d’H2O2 et ses dérivés sur les pathogènes ... 21
Figure 6: Mode d’action des acides organiques produits par les probiotiques contre les pathogènes ... 22
Figure 7: Mode d’action de peroxydes d’hydrogène et des bactériocines produites par les lactobacilles sur les pathogènes ... 23
Figure 8: Effet de lactobacilles possédant l’enzyme arginine désaminase ... 24
Figure 9 : (a) : Le processus par lequel un agent pathogène (cas : E. coli), adhère à la surface de la vessie par différents mécanismes et provoque une infection. (b) : Le processus par lequel les lactobacilles (bactéries lactiques) colonisent le vagin et interfèrent avec des agents pathogènes… 26 Figure 10: Adhésion spécifique et non spécifique des lactobacilles aux cellules épithéliales vaginales ... 28
Figure 11: Formation de biofilm lactobacillaire agissant comme barrière physico-chimique pour prévenir la colonisation de l’épithélium vaginal par les pathogènes ... 29
Figure 12: Modulation des jonctions épithéliales serrées ... 31
Figure 13: Effets de signalisation des lactobacilles sur les pathogènes ... 32
Figure 14: Les pourcentages du Score de Nugent ... 61
Figure 15: Répartition des isolats de lactobacilles vaginaux selon leur capacité à produire du peroxyde d’hydrogène ... 62
Figure 16: Dendrogram montrant le regroupement de L. plantarum B10 et L. gasseri B6 généré par le programme TreeDyn (v198.3) ... 80
Figure 17: Capacité d’adhésion des souches probiotiques et celles pathogènes aux CEVs ... 82
Figure 18: Blocage de l’adhésion des trois pathogènes aux cellules épithéliales vaginales ... 85
Figure 19: Effet des traitements physique sur l’adhésion de L. gasseri et L.plantarum ... 90
Figure 20: Effet de traitement enzymatique sur l’adhésion de L. gasseri et L.plantarum ... 91
Figure 21: Effet des traitements chimiques sur l’adhésion de L. gasseri et L.plantarum ... 93
Figure 22: Pourcentages d’auto-agrégation de souches L.gasseri B6 et L.plantarum B10 ... 96
Figure 23: Pourcentages de la co-agrégation entre les souches lactiques vaginales ... 98
Figure 25: Pourcentages de la co-agrégation de L.plantarum avec les pathogènes vaginaux ... 100
Figure 26: Effet de la température sur l’auto-agrégation des souches lactiques ... 102
Figure 27: Variations du taux d’auto-agrégation en fonction du pH ... 103
Figure 28 : Pourcentages d’auto-agrégation en aérobiose et anaérobiose ... 104
Figure 29 : Effet de sonication sur la capacité d’auto-agrégation ... 105
Figure 30: Effet des traitements chimiques sur le pourcentage d’auto-agrégation après 5h d’incubation ... 106
Figure 31: Effet de deux concentrations de lincomycine sur l’auto-agrégation ... 108
Figure 32: Effet des enzymes et du Métaperiodate de Na sur l’auto-agrégation ... 109
Figure 33: Effet de l’acidité (pH 4, 3, 2) sur la survie des souches et de leur mixture après 3h d’incubation ... 112
Figure 34: Effet des sels biliaires (0.1, 0.2, 0.3%) sur la survie des deux souches et de leur mixture après 8h d’incubation ... 113
Figure 35: Effet de la pepsine (3g/l) sur la survie des souches et de leur mixture ... 114
Figure 36: Pourcentage d’auto-agrégation des souches et de leur mixture ... 116
Figure 37: Pouvoir acidifiant des souches probiotiques et de leur mixture ... 123
Figure 38: Croissance des souches de Lactobacillus sur milieu MRS contenant différents sources de carbone (Glucose, Glycogène et Inuline) ... 124
Photo 01: Identification de la production de peroxyde d'hydrogène par les lactobacilles isolés…. 63 Photo 02: Photo micrographie d’adhésion de la souche B6 aux cellules épithéliales
vaginales…… ... 69
Photo 03: Activité antibactérienne des souches de Lactobacillus sur E. coli vaginal et Klebsiella.sp urinaire ... 72
Photo 04: Production des EPS par les lactobacilles sur gélose hypersaccharosée ... 75
Photo 05: Production des EPS par les lactobacilles sur milieu MRS ... 75
Photo 06: Migration sur gel d’agarose des ADN amplifiés des souches B6 et B10 ... 78
Photo 07: Dosage des produits PCR purifiés des deux souches de lactobacilles à caractères probiotiques : B6 et B10 ... 79
Photo 08: Photo micrographie d’adhésion de la souche L.plantarum aux cellules épithéliales vaginales (G×100) ... 82
Photo 09: Photo micrographie d’adhésion de la souche S. aureus aux cellules épithéliales vaginales (G×100) ... 82
Photo 10: Photo micrographie de blocage d’adhésion de C.albicans par le mécanisme de compétition avec la souche L.gasseri (G×100) ... 84
Photo 11: Photo micrographie de blocage d’adhésion de C.albicans par le mécanisme de l’exclusion avec la souche L.gasseri (G×100) ... 84
Photo 12: Photo micrographie l’effet de la pepsine sur l’adhésion de L.plantarum (G×100) ... 91
Photo 13: Photo micrographie l’effet de la pepsine sur l’adhésion de L. gasseri (G×100) ... 91
Photo 14: Test d’hémagglutination de L.gasseri et L.plantarum ... 95
Photo 15: Photo micrographie de l’auto-agrégation après 4 h d’incubation (G×100) ... 97
Photo 16: Photo micrographie de la co-agrégation avec C. albicans ... 101
Photo 17: Capacité d’auto-agrégation de L.plantarum (A) : pH3, (B) : pH9 ... 104
Photo 18: Photo micrographie d’auto-agrégation de L. plantarun ( A) : control, (B) : traitée par 100µL de lincomycine ... 108
Photo 19: Photo micrographie de L. plantarum (A) contrôle, (B) : traitée par la pepsine ... 110
Photo 20: Résultat des interactions entre les deux souches de lactobacilles ... 111
Photo 21: Résultats de la quantification de la mixture d’H 2O2 ... 115
Photo 22: Photo micrographie d’adhésion ... 118
Photo 23: Test de l’ADH des souches et de leur mixture ... 120
Noms de genres bactériens B. : Bifidobacterium
C. : Candida E. : Escherichia G. :Gardnerella
L.: Lactobacillus T. : Trichomonas
S. : Staphylococcus
Autres Abréviations
ADH : Arginine Dihydrolase
ADN : Acide Désoxyribonucléique ARNr : Acide Ribonucléique Ribosomique
ATCC : American Type Culture Collection BL : bactéries lactiques
BLAST : Basic Local Alignment Search Tool CEV : cellules épithéliales vaginales
CVV : candidose vulvo-vaginale DO : Densité Optique
EDTA : EthyleneDiamineTetraAcetic EPS : Exopolysaccharides
H2S : sulfure d'hydrogène
FAO : Food and Agriculture Organization FOS : FructoOligoSaccharides
g : gravité
GOS : GlucoOligoSaccharides ITU : Infections du Tractus Urinaire
MEVAG : Milieu d’Etude de la Voie d’Attaque des Glucides MRS : de Man-Rogosa et Sharp
NCBI : National Center for Biotechnology Information OMS : Organisation Mondiale de la Santé
PBS : Phosphate Buffer Salin
Rpm : Rotation par minute SDS : Sodium Dodecyl Sulphate
SDS-PAGE : Électrophorèse sur gel de polyacrylamide en présence de dodécylsulfate de sodium SFI : Simulation des conditions du Fluide Intestinale
sp. : Espèce non précisée ssp. : Sous espèce
Surg : Surnagent t : Temps
TMB : Tetraméthylbensidine
TSST : Toxic Shock Syndrome Toxin UFC : Unité Formant Colonie
VB : Vaginose Bactérienne VA : Vaginite Aérobie ZI : Zone d’inhibition
Unités de mesures
°C : Degré Celsius
°D : Degré dornic
cm, mm, nm : Centimètre, milimètre,nanomètre g, mg : Gramme, milligramme
h, min : heure, minute
L, ml, μl : Litre, millilitre, microlitre M, mM : Molaire, millimolaire N : Normalité
V/V : Volume par volume p/v : poids par volume
Les êtres humains vivent en association avec des populations microbiennes abondantes, complexes, et dynamiques qui colonisent plusieurs cavités du corps, y compris la cavité vaginale. Chez une femme saine, la flore urogénitale comprend près de 50 espèces microbiennes différentes, dont la composition varie au cours de la vie (Reid, 2001).
La flore vaginale normale est essentiellement anaérobie, les germes dominants sont des lactobacilles, qui constituent la flore de Doderleïn dont leur présence est indispensable à l’équilibre écologique du vagin et leur concentration varie en fonction du cycle et de l’âge. Les lactobacilles forment un biofilm tapissant la muqueuse vaginale en protégeant ainsi le milieu contre l’invasion des microorganismes responsables de diverses infections, ces bactéries utilisent le glycogène provenant des cellules épithéliales du vagin et produisent de l’acide lactique qui rend l’environnement indésirable pour la prolifération des pathogènes (Lakshmi et al., 2013; Enwa et al., 2014).
Les vaginoses bactérienne, les vaginites à levure et les infections du tractus urinaire, traduites par des pertes vaginales et des irritations urinaires, comptent parmi les problèmes les plus fréquents chez environ 300 millions de femmes dans le monde et qui sont liées, le plus souvent à un déséquilibre de l’écosystème vaginal, associées soit à un remplacement de la microflore normale par une flore pathogène, ce qui donne un déséquilibre qualitatif, soit à une diminution du nombre des lactobacilles vaginaux, ce qui conduit à un déséquilibre quantitatif (Strus et al., 2005 ; Wilson et al., 2011).
L’équilibre écologique du vagin est parfois remis en cause par l'exposition à plusieurs facteurs, le plus fréquent est l'utilisation des médicaments à savoir, les antibiotiques et les spermicides dont la conséquence, est une perturbation de l'équilibre de la microflore, qui s’accompagne d’une diminution des lactobacilles vaginaux, associée à une augmentation des infections génitales et urinaires (Zarate et Nader-Macias, 2006b ; Karam El-Din et al., 2012).
Le métronidazole, actuel thérapeutique de choix de la vaginose, voit son activité diminuée dès la deuxième cure chez une femme qui récidive, de plus, les traitements anti-infectieux fréquemment prescrits pour de nombreuses pathologies ont un impact négatif très important sur la flore de Doderleïn, ce qui complique la régénération des lactobacilles. Devant ces situations et depuis des années, un intérêt grandissant a été donné à l’usage des probiotiques, comme moyen thérapeutique en gynécologie. Cela est lié au fait que les souches probiotiques arrivent à rééquilibrer le pH, reconstituer la flore vaginale et limiter la prolifération des agents pathogènes (Li et al., 2012).
La bactériothérapie, en gynécologie, est basée sur l’utilisation de souches lactobacillaires à effet probiotique. Ces dernières assurent le contrôle de l’écosystème vaginal par formation de biofilm protecteur et l’exclusion des pathogènes par co-agrégation, inhibition de leur croissance et leur adhérence et par production de substances antimicrobiennes (Strus et al., 2005). Ainsi, l’application du concept probiotique à l’écosystème vaginal est en cours de développement.
Le domaine « probiotiques et gynécologie » reste un terrain vierge à exploiter dont l’objectif principal de notre actuelle thèse est d’avoir nos propres souches probiotiques pour une futur utilisation comme produits pharmaceutiques, prophylaxiques ou thérapeutiques, ainsi nous contribuons au développement de la nouvelle pratique dite «la bactériothérapie ».
Dans ce manuscrit, une partie a été réservée à toutes les nouveautés scientifiques ayants traits au sujet probiotiques, bactériothérapie et génécologie. Cependant, la plus grande partie a été allouée à la problématique de cette thèse et qui est articulée autours des points suivants :
Mise en place d’un souchier de bactéries lactiques lactobacillaires d’origine vaginale ;
Screening de lactobacilles vaginaux à fort potentiel probiotique, en se basant sur la majeure partie des aptitudes probiotiques in vitro ;
Evaluation de l’aspect sécuritaire des souches sélectionnées ;
Etude des mécanismes du blocage de l’adhésion des bactéries pathogènes sur les cellules épithéliales vaginales par les souches probiotiques ;
Détermination de la nature des récepteurs des cellules épithéliales vaginales ;
Détermination de la nature des facteurs affectant, une propriété capitale des probiotiques, l’auto agrégation ;
Essai de mise en place d’une association probiotiques avec évaluation des performances ;
Pour en finir, une évaluation de l’effet d’un prébiotique sur les performances probiotiques.
I.1. L’écosystème vaginal
Le vagin humain est un écosystème biologique complexe composé des éléments biotique (cellules épithéliales vaginales et flore commensale) et abiotique (sécrétion vaginale), ces derniers s’interagissent entre eux (interactions hôte- microbe et interactions entre les espèces microbiennes) (Redondo-Lopez et al., 1990 ; Merk et al., 2005).
I.1.1.L’épithélium vaginal
Le premier élément de base du microbiote vaginal est l’épithélium vaginal (Boris et Barbés, 2000) ; il est stratifié, pavimenteux et non kératinisé, la kératinisation peut se produire si l’épithélium est exposé à l’air comme dans le cas d’un prolapsus (McGroarty, 1993).
Il comporte 3 couches, la couche cellulaire basale, la couche intermédiaire riche en glycogène et la couche superficielle (Thompson et al., 2001), tout l’épithélium se prolifère et s’épaissit en association avec le cycle menstruel et en réponse à des niveaux élevés d’estrogènes (Redondo- Lopez et Cook, 1990 ; Merk et al., 2005)
Les glandes sécrétoires ne se trouvent pas dans le vagin mais les sécrétions proviennent des glandes de Bartholin et et Skene, du mucus cervical et des parties d’endomètre et de Fallope, la transsudation vaginale est contrôlée par les niveaux d’estrogène. Les sécrétions comprennent 90- 95℅d’eau, les sels organique et inorganique, l’urée, les carbohydrates, les mucines, les acides gras, les albumines, les immunoglobulines, les chélateur de fer, le lysozyme, les leucocytes et les débris épithéliaux (Redondo-Lopez et Cook, 1990 ; Boris et Barbés, 2000).
La muqueuse vaginale est indispensable à la colonisation de lactobacilles protecteurs et par conséquent à l’établissement d’une flore vaginale saine, la régulation de la structure et la fonction de la muqueuse est assurée par des hormones endogènes appelées estrogènes (Ünlü et Donders, 2011).
I.1.2. La microflore vaginale
Le vagin est colonisé par une large gamme de microorganismes, appelée le microbiote vaginal. Ce microbiote présente sans aucun doute l’un des mécanismes de défense les plus importants pour la fonction de reproduction, le maintien de l’environnement sain et la prévention de la prolifération des microorganismes étrangers dans le vagin (Sobel, 1999a ; Linhares et al., 2010 ; MacPhee et al., 2010) .
Les communautés bactériennes dans le vagin des femmes en âge de reproduction sont complexes et comprennent diverses espèces de plusieurs lignés bactériennes (tableau 1)(Hickey et al., 2012). La
Tableau 1. Pourcentage des différentes espèces qui constituent la flore vaginale saine (Hickey et al., 2012 ; Li et al.,2012).
Espèces Pourcentage dans la flore vaginale %
Lactobacillus spp 88
Streptococcus groupe B 18
Escherichia coli 6
Autres bactéries à Gram-négative 2
Gardnerella vaginalis 18
Ureaplasma ureablyticum 38
Mycoplasma bominis 6
Candida albicans 12
Prevotella spp 28
Cocci Gram-positive Anaérobie 42
Bacilles Gram-négative Anaérobie 12
Bacteroides 10
Doderlein a considéré la flore vaginale homogène, composée seulement de bacilles à Gram positif (sobel, 1999b ; Boris et Barbés, 2000 ;Borges et al., 2014 ). Depuis lors, les diverses composants de l’écosystème vaginal ont été étudiés et identifiés grâce à des techniques de culture spécifiques (Linhares et al., 2010). Des chercheurs ont trouvé que le microbiote des femmes asymptomatiques est typiquement constitué d’une grande diversité de microorganismes aérobies et anaérobies (Boris et Barbés, 2000 ; Borges et al., 2014 ). Toutefois, l’utilisation des techniques l’amplification, de clonage et l’analyse ultérieure des séquences de gènes bactériens ( gène ARNr 16S) dans des échantillons de fluide vaginal ont permis l’identification de la majorité des lactobacilles et d’autres microorganismes, cela a permis la compréhension de la composition et la structure de la communauté microbienne vaginale (Linhares et al., 2010 ; Nader-Macías et Juárez Tomás, 2015).
Chez les femmes saines, les bactéries les plus importantes du microbiote sont des espèces du genre Lactobacillus (90℅) (Sobel, 1999a ; MacPhee et al., 2010 ). Chez les femmes fertiles, saines et pré- ménopausées, l’écosystème vaginal est dominé par les espèces du genre Lactobacillus avec un nombre qui peut atteindre 107- 108 UFC/g de fluide vaginal (Sobel, 1999a ; Mastromarino et al., 2013), cette concentration bactérienne assure l’équilibre écologique et l’auto-défense du vagin contre les infections, en maintenant un pH situé entre 3.8 et 4.5 (Kaewsrichan et al., 2006 Iannitti et Palmieri, 2010; ; Abd Ulkareem Ali,2012; Li et al.,2012 ). Par ailleurs, des études ont montré qu’une proportion importante (7-33℅) de femmes saines n’ayant pas une flore vaginale dominée par les lactobacilles peuvent avoir comme bactéries de remplacement, celles produisant de l’acide
lactique telle que Atopobium vaginae et des espèces des genres Megasphaera et Leptotrichia (Linhares et al., 2010 ; Lamont et al., 2011 ).
La flore vaginale normale peut inclure des espèces transitoires comprenant des Bacteroides, Prevotella, Porphyromonas, Peptostreptococcus et Candida albicans (tableau 1) (De Vos et al., 2012). La microflore de Doderlein est composée de plusieurs espèces de Lactobacillus, les plus couramment rencontrées sont majoritairement ; L. crispatus, L. jeunsenii, L. gasseri (Ünlü et Donders, 2011; Mastromarino et al., 2013 ; Sánchez-Borrego et al., 2014 ) suivies par L.iners qui est une des dernières espèces décrites, cela s’explique par le fait qu’elle ne pousse que sur la gélose au sang mais pas sur le milieu MRS qui est le milieu sélectif typique pour la croissance des lactobacilles. Cette espèce a été isolée pour la première fois à partir d’une femme avec un microbiote vaginal sain et décrite sur la base des méthodes indépendantes des techniques de culture en 2002 (Lamont et al., 2011; Petrova et al., 2013 ). En plus des espèces précédentes, L.salivarius, L. fermentum ,L .vaginalis, minoritairement L. rhamnosus, L. casei et L. plantarum ont été décrites comme partie prenante du microbiote vaginal (Waigankar et Patel, 2011 ; Sánchez-Borrego et al., 2014 ).
Par ailleurs, ces espèces sont retrouvées chez toutes les populations malgré l’existence d’une diversité quantitative selon les individus. En effet, plusieurs études ont montré des variations dans la proportion des espèces du microbiote vaginal entre les femmes de types raciaux variés (Ravel et al., 2010 ; Zhou et al., 2010 ; Fettweis et al., 2014 ). La figure 1. illustre les pourcentages de populations dominées par L. crispatus (I), L. gasseri (II), L. iners(III), L. jensenii (V) et par d’autres bactéries (IV).
Asiatique blanc Noir Hispanique
Figure 1: Variation des espèces bactériennes dominantes dans le microbiote vaginal humain (Ravel et al., 2010).
I.1.2.1.Composition de la flore vaginale : La flore vaginale peut être divisée en trois groupes différents en fonction de leur origine écologique (Loizeau, 2012 ; Pastaud, 2013) :
Groupe I : Ce groupe est représenté par la flore bactérienne dominante spécifiquement adaptée à la
GroupeII : Ce groupe est représenté par la flore bactérienne d’origine digestive qui colonise souvent les voies génitales. Streptococcus agalactiae est le principal agent de contaminations materno-fœtales qui colonise le vagin de 10 à 20℅ de femmes en âge de procréation, Enterococcus et les entérobactéries en particulier Echerichia coli mais également Proteus, Morganella, Providencia, Klebsiella, Enterobacter et Serratia sont également fréquents comme agents d’infections materno-fœtales.
Ces bactéries sont plus présentes chez les femmes qui ont reçu de multiple antibiothérapies, ce groupe est composé aussi de bacilles Gram négatif aérobies stricts tels que Pseudomonas, Acinetobacter et des staphylocoques, en plus de nombreuses bactéries anaérobies telles que Bacteroides, Prevotella, Prophyromonas, Fusobacterium, Clostridium, Peptostreptococcus, Veillonella et Mobilincus ainsi que des bactéries dont la présence est fréquemment associée à la vaginose bactérienne telle que Gardnerrella vaginalis, Autopobium vaginae, de mycoplasme et des levures telles que Candida albicans.
Groupe III : Ce groupe comporte l’hôte usuel de la cavité oropharyngée qui colonise rarement l’écosystème vaginal, on les retrouve chez 0.1 à 2℅ des femmes, selon les bactéries en cause. Les principaux types retrouvés sont Haemophilus influenzae, H. parainfluenzae, Streptococcus pyogenes, Streptococcus pneumoniae, Neisseria meningitidis, autre Nesseria et Baranhamella capnocytophage.
I.1.2.2. pH vaginal
Le pH vaginal est l’un des facteurs qui régulent l’équilibre de la microflore vaginale (Sánchez- Borrego et al., 2014). Les études ont montré que le pH du vagin des femmes en âge de reproduction est d’environ 4 à 4.5 (Boris et Barbés, 2000). Cette valeur est maintenue grâce à la production d’acide lactique par les lactobacillesrésidentes, à partir du glycogène, ce qui provoque l’acidification du milieu vaginal (Ünlü et Donders, 2011). De même, le rôle des estrogènes est pertinent pour le maintient de l’équilibre de la microflore vaginale ainsi que du pH de la cavité vaginale, étant donné que ces hormones régulent le trophisme vaginal et la composition de l’exsudat, qui est riche en glycogène et d’autres monosaccharides (Sánchez-Borrego et al., 2014).
L’acide lactique et d’autres acides gras produits par le métabolisme des BL peuvent contribuer à l’acidité vaginale, ces derniers ne sont pas forcément la première source ; les acides gras y compris l’acide lactique produit par les cellules épithéliales vaginales et libérés dans les sécrétions sont probablement une source plus importante (Sobel, 1999b; Boris et Barbés, 2000).
Par ailleurs, un pH vaginal moins acide est fortement associé à des changements de la flore vaginale mais on ne sait pas dans certaines situations, si le changement du pH est un événement primaire ou secondaire, conséquent d’un écosystème microbien modifié. Trichomonas vaginalis, Clostridium
trachomatis et Nisseria gonorrhoeae sont des espèces infectantes qui induisent des changements au niveau des cellules de l’hôte (saignement du col utérin ou de la trans-muqueuse), ce qui augmente le pH vaginal, alors que les infections vaginales par les espèces de Candida ne touchent pas l’épithélium vaginal sous-jacent et ne provoquent dans ce cas aucune variation du pH vaginal (Linhares et al., 2011). Cependant, de nombreuses conditions non infectieuses peuvent modifier le pH vaginal normal tel que la menstruation, les rapports sexuels non protégés avec un dépôt de sperme et l’utilisation des agents antibiotiques ou antifongiques locaux (Donders, 2007).
I.1.2.3. Evolution de la microflore vaginale normale : La flore vaginale est évolutive et subit de nombreuses modifications en fonction de l’âge (figure 2) :
I.1.2.3.1. Dès les premières semaines de vie à la petite enfance
La colonisation initiale se produit à la naissance, lorsque le nouveau né est d’abord exposé au tractus vaginal de sa mère lors d’un accouchement par voie basse, ou par contact cutané du nourrisson avec ses proches et son environnement. Dans les 2 à 4 premières semaines de vie, l’enfant bénéficie des taux d’estrogènes maternelles ce qui induit un épaississement de l’épithélium vaginal, alors ce processus régule le dépôt de glycogène dans les cellules épithéliales qui est fermenté par les bactéries indigènes conduisant à un abaissement de pH vaginal (Turovskiy et al., 2011; Hickey et al., 2012 ; Petrova et al., 2013 ) .
Pendant l’enfance, après la disparition des estrogènes maternels, divers changements surviennent au sein de l’écosystème vaginal, le pH est presque neutre et le vagin est colonisé par divers groupes bactériens anaérobies, Gram négatif y compris Veillonella, Bactroides, Fusobacteria, et certains cocci Gram négatif ainsi que les bactéries anaérobies Gram positives comme les actinomycets, les bifidobactéries, Peptococcus, Peptostreptococcus et Propionibacterium. Le microbiote vaginal peut comprendre également certaies bactéries aérobies telles que Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, Streptococcus viridans, Enterococcus faecalis, Corynebacterium, E.coli et Diphteroides (Turovskiy et al., 2011 ; Petrova et al., 2013 ).
La microflore vaginale des filles pré-pubères est typiquement caractérisée par la faible fréquence des lactobacilles (MacPhee et al., 2010 ; Turovskiy et al., 2011 ; Petrova et al., 2013 ), Gardnerella vaginalis, Prevotella bivia, Mycoplasma hominis et les levures (Petrova et al., 2013).
I.1.2.3.2. Au moment de la puberté
Avec le début de la puberté, des changements au niveau de la vulve et le vagin se produisent et qui sont induites par des glandes surrénales et les gonades de maturation. Au cours du processus de maturation, le développement folliculaire provoque la production d’estrogènes à des taux élevés
conduisant encore une fois à un épaississement de la muqueuse vaginale et une augmentation de la production duglycogène, substrat de fermentation (Turovskiy et al., 2011 ; Petrova et al., 2013).
Par ailleurs, des études faites sur le microbiote vaginal des filles au moment de la puberté ont montré qu’il y a une augmentation de la fréquence des lactobacilles vaginaux avec l’âge, ce qui suggère que le changement du microbiote vaginal se produit progressivement (MacPhee et al., 2010 ; Turovskiy et al., 2011 ; Petrova et al., 2013).
I.1.2.3.3. Chez les femmes adultes
La flore vaginale chez les femmes adultes saines est généralement dominée par le genre Lactobacillus (Petrova et al., 2013) où les résultats d’une étude ont montré qu’il n’y a pas de différence notable entre la composition qualitative et quantitative de la flore microbienne des adolescentes avec celle des femmes adultes (Yamamoto et al., 2009). Cependant, la présence d’autres espèces à part les lactobacilles telles que Gardnerella vaginalis et Prevotella bivia (en petit nombre) est commune (Turovskiy et al., 2011).
Par ailleurs, le cycle menstruel modifie la composition de la flore vaginale, en effet le nombre de lactobacilles a une tendance à augmenter, parallèlement, les autres microorganismes présents dans la cavité vaginale ont tendance à diminuer. Pendant la menstruation, la présence de potentiels agents pathogènes est plus élevée, faisant de cette période vulnérable, un moment propice à la survenue d’infections vaginales. Il est probable que le déséquilibre qui se produit au sein de l’écosystème vaginal est largement favorisé par l’augmentation du pH qui à lieu lors de la menstruation, ainsi au fur et à mesure de l’avancement du cycle, il y aura une augmentation du niveau d’œstrogènes qui favorise l’épaississement de la muqueuse vaginale et donc l’augmentation de la production de glycogène qui permettra à nouveau aux lactobacilles de devenir dominants au sein de la cavité vaginale (Turovskiy et al., 2011).
I.1.2.3.4. Chez les femmes enceintes
Les changements de la flore vaginale sont également fréquents, caractérisés par une réduction de la diversité globale, accompagnés d’une augmentation des espèces de Lactobacillus, clostridiales, bacteroidales et actinomycetales. Cela pourrait être lié à une préparation à la transmission verticale de ces microorganismes, par voie vaginale au nouveau né (lors de l’accouchement) (Petrova et al., 2013) .
I.1.2.3.5. La ménopause
Elle se caractérise par une réduction spectaculaire de la production d’œstrogène résultant du séchage et l’atrophie de l’épithélium vaginal. Lorsque les taux d’œstrogènes diminuent, le glycogène contenu dans l’épithélium vaginal baisse, conduisant ainsi à une augmentation du pH
vaginal. Le pH vaginal élevé, favorise la croissance des bactéries pathogènes, en particulier les bactéries entériques qui à ce stade colonisent cette cavité (Turovskiy et al., 2011 ; Hickey et al., 2012; Borges et al., 2014 ).
Figure 2: Variation de la muqueuse vaginale au cours de la vie (Petrova et al., 2013 ).
I.1.3. Interaction hôte-microorganismes et interaction inter-microbiennes
L’être humain vie en association avec les populations microbiennes abondantes et dynamiques (le microbiome) qui colonisent de nombreux sites du corps y compris le tractus vaginal (Wilson et al., 2011). Les communautés bactériennes vaginales résident dans un écosystème qui est fortement influencé par les caractéristiques de l’hôte et l’environnement humain, il est souvent désigné comme une relation commensale. Cela n’est presque certainement pas le cas chez le microbiome vaginal où les bactéries sont totalement dépendantes de l’hôte pour les éléments nutritifs et à leur tour, les communautés bactériennes jouent un rôle dans la protection contre les microorganismes pathogènes (Hickey et al., 2012).
L’homéostasie de l’écosystème vaginal est un résultat des interactions complexe et synergique entre l’hôte et les différents microorganismes qui colonisent la muqueuse vaginale (Mastromarino et al., 2013). Les comportements synergiques et antagonistiques mutuels des microorganismes ont un effet régulateur sur la composition et le maintien de la microflore vaginale, l’un des effets d’antagonisme sur la croissance bactérienne est l’inhibition par les métabolites telle que l’H2O2, l’H2S et les acides gras à courte chaine qui peuvent être toxique pour d’autres germes, la compétition pour des substrats conduit aussi à une restriction mutuelle de la croissance chez les bactéries (Pascual et Barberis, 2011).
La stabilité du système micro-écologique vaginal est important pour la relation entre l’hôte et la flore normale, aussi bien pour les différents microorganismes entre eux (Pascual et Barberis,
pH élevé
microbiote diversifié
Faible taux d'oestrogène
Mince muqueuse Vaginale Faibles taux de
glycogène
Taux élevé de glycogène
H2O2
pH bas
Muqueuse vaginale
épaisse
Dépôt de glycogène Dégradation
en glucose
pH élevé
Faible taux d'oestrogène
Mince muqueuse Vaginale Faibles taux de
Glycogène microbiote
Diversifié Femmes adultes
la puberté La ménopause
l’implication des composants métaboliques et immunologiques est un domaine de la recherche d’intérêt croissant. Cependant, contrairement à d’autres sites du corpstels que l’intestin et la cavité buccale, les informations disponibles sur le métagènome vaginal sont limitées (Wilson et al., 2011).
I.2. Lien entre la flore vaginale et la flore intestinale
Plusieurs espèces bactériennes peuvent coloniser à la fois le tractus gastro-intestinal et le tractus reproducteur, le rectum peut jouer un rôle important en tant que source ou réservoir des microorganismes qui colonisent le vagin (figure 3) (Antonio et al., 2005). Malgré la proximité du vagin de l’anus, la diversité de microorganismes présents dans le vagin est plus mineure que l’intestin (Borges et al., 2014).
La faible réceptivité du vagin, la disponibilité de différents nutriments et la concurrence avec les microorganismes indigènes peuvent être les raisons de cette faible diversité dans le tractus vaginal.
Certains microorganismes trouvés dans l’intestin ont des récepteurs appropriés, des nutriments et une tension d’oxygène nécessaires à leur croissance (Borges et al., 2014). Par exemple, le groupe B de Streptococcus (GBS) colonise les deux cavités, le vagin et le rectum de nombreuses femmes en âge de reproduction, alors que les femmes qui ont des lactobacilles vaginaux productrices de peroxyde d’hydrogène (H2O2) sont plus susceptibles d’être infectées par GBS uniquement au niveau de rectum (Antonio et al., 2005).
Sur la base de certains résultats, pour le traitement ou la prévention des infections génitales, il est recommandé l’ingestion de produits contenant des probiotiques de genre Lactobacillus. Dans ce cas ci, l’intestin deviendra un réservoir pour la colonisation vaginale par les lactobacilles (Antonio et al., 2005 ; Bastani et al., 2012).
Figure 3 : Possibilité de coloniser le vagin par les bactéries de la flore intestinale (Bastani et al., 2012).
Bactéries bénéfiques
Intestin
Bactéries pathogènes Anus
Vagin Vessie
Utérus
