Traitement des échantillons

2.3.1. Choix des échantillons et limites de la méthode

L’objectif principal du projet est de comparer les assemblages archéoentomologiques d’une maison hivernale unifamiliale et d’une maison multifamiliale. C’est pour cette raison que la maison 3 et la maison 5 sont les sujets principaux et que la maison 4, interprétée comme une phase de transition, sert de complément à l’étude. D’un point de vue méthodologique, la comparaison entre chaque maison est difficile. Alors que pour la maison 3 les fouilleurs ont eu recours à la fouille en niveaux stratigraphiques, ils ont préféré la fouille en niveaux arbitraires de 0,10 m et de 0,05 m pour les maisons 4 et 5 respectivement. De plus, on a prélevé des échantillons d’un volume d’un à deux litres environ pour chaque unité archéologique des maisons 3 et 5 et de quatre litres pour la maison 4. L’échantillonnage est très différent entre les maisons et la comparaison quantitative entre les échantillons est donc impossible. La comparaison se fera en rassemblant les échantillons par maison pour former trois grands assemblages archéoentomologiques et en tirant des conclusions sur l’état général de chacun.

Dans le cadre de ce projet, on a prélevé entre 0,25 et quatre litres de sédiments, le volume dépendant de la personne responsable et de la maison fouillée. En matière de volume, on préconise un volume d’au moins deux litres par échantillon (Bain 1999 : 98). En d’autres circonstances, un échantillon d’un litre pourrait être trop petit pour permettre une interprétation valable et une bonne représentativité du contexte duquel il provient, mais les couches archéologiques du site d’Oakes Bay 1 se sont révélées extrêmement riches et des échantillons de cette taille sont acceptables. On les prélève avec une truelle propre nettoyée sur le terrain, les mottes de terre prises sans être défaites pour éviter la fragmentation des restes d’insectes. On ensache les échantillons, on les scelle hermétiquement et on les double pour éviter la contamination et le déchirement lors de la manutention. Après le prélèvement, le traitement se poursuit en laboratoire.

2.3.2. Lavage et flottation au kérosène

Le traitement des échantillons de sédiments s’effectue selon la description de Kenward et collaborateurs, adaptée par Bain (Kenward et al. 1980; Bain 1999). Durant la première étape, le lavage, on sépare la fraction minérale de la fraction organique. On commence par vider le sac de l’échantillon dans un grand bac d’eau chaude et l'on mélange avec les mains pour défaire les mottes, en évitant la pression et le frottement inutile pour ne pas briser les fragments d’insectes. On verse l’eau dans une colonne de tamis avec au moins un tamis de 250 µ ou 300 µ afin de récolter la fraction flottée. Ici,

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l’usage d’un tamis de 4 mm facilite le lavage et complète la colonne, puisqu’une grande quantité de matière organique tend à boucher les tamis. On remplit le bac à nouveau, on remue et l'on répète l’opération jusqu’à ce que toute la matière organique se retrouve dans les tamis et que la matière limono-argileuse soit éliminée (Bain 1999; Forbes 2009 : 58). On obtient alors des sédiments qu’on appelle « fraction lourde inorganique » et que l’on fera sécher et triera à la main plus tard. On incorpore le contenu du tamis de 4 mm à celui de 250 µ puisqu’il peut aussi comporter des fragments d’insectes. On entrepose la matière récupérée dans l’alcool ou on la laisse égoutter dans le tamis si l'on passe à la prochaine étape immédiatement.

La flottation au kérosène est la deuxième étape du traitement en laboratoire. On reprend l’échantillon conservé dans l’alcool et on le rince à l’eau dans un tamis de 250 µ. On le laisse ensuite égoutter entre 5 à 15 minutes, selon le volume, pour ensuite le verser dans un bac de plastique. On incorpore dans un bac ce qui reste dans le tamis en utilisant le moins d’eau possible. Sous une hotte, on ajoute un volume de kérosène égal à la quantité de sédiments et on mélange doucement pour que le kérosène s’y adhère bien. On retire le surplus de kérosène et on remplit le bac d’eau froide en mélangeant. Le kérosène adhère généralement bien aux restes d’insectes (Rousseau 2009) et les sclérites flotteront car le kérosène est plus léger que l’eau. On laisse reposer l’échantillon environ 15 minutes après quoi les parties d’insectes flottent alors que la plus grande partie de la matière organique redescend. Une fois le temps écoulé, on verse la fraction flottante dans un tamis de 250 µ, en faisant bien attention de ne pas soulever la matière organique au fond. À cette étape, on souffle sur la surface de l’eau pour concentrer la matière flottée dans un coin et éviter que la matière au fond ne lève. On rince ensuite la fraction ainsi obtenue à l’eau froide et au savon pour en éliminer le kérosène. On fait de même pour le reste qu’on appelle « fraction lourde organique », et on le laisse sécher pour le trier à la main lorsqu’il et sec. À cette étape, la fraction flottée, ou « fraction légère » correspond à une petite fraction de l’échantillon original. On la lave à l’alcool pour l’entreposer dans un pot en vue du tri.

2.3.3. Tri, identification des insectes et ouvrages de référence

Le tri consiste à passer toute la fraction légère à la loupebinoculaire. On prend l’équivalent d’une cuillère à thé de l’échantillon flotté qu’on verse dans un pétri d’environ 0,09 m de diamètre. On passe le pétri sous le la loupe binoculaire,à un grossissement d’environ 10x. On trie l’échantillon au complet en ramassant tous les fragments d’insectes pertinents à l’analyse : les têtes, les pronotums et les élytres de coléoptères (figure 9) ainsi que tout autre fragment jugé utile. On colle les fragments d’insectes à des plaquettes avec de la colle alimentaire dans le but de faciliter l’identification et le numérotage des restes.

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Lors de l’identification, on relève les caractéristiques morphologiques telles que la forme, la taille et la couleur des restes. L’identification des fragments d’insectes se fait au niveau taxonomique le plus précis possible. Compte tenu de l’état incomplet des insectes récoltés en contexte archéologique, une détermination au niveau spécifique est souvent impossible. L’identification s’effectue principalement grâce à la comparaison avec des spécimens provenant de collections entomologiques et archéoentomologiques de référence. Dans le cadre de cette étude, on utilise les collections suivantes : l’Insectarium René-Martineau du Centre de foresterie des Laurentides et la Collection d’insectes du Québec du ministère des Forêts, de la Faune et des Parcs et la Collection nationale canadienne d’insectes, d’arachnides et de nématodes d’Agriculture et Agroalimentaire Canada. De plus, on a fait appel aux spécialistes en identification de chacun de ces centres. On a aussi examiné à des fins de comparaison les spécimens provenant du site Double Mer Point dans le sud du Labrador et de Uivak Point dans le cadre d’autres analyses spécialisées produites par GAIA (2016, 2017) et Bain (dans Woollett 2003), respectivement.

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Les ouvrages d’Arnett et Thomas (2001), d’Arnett et al. (2002) et de Bousquet et al. (2013) ont fourni la nomenclature et la taxonomie utilisées dans cette recherche. On a fait appel à une multitude d’ouvrages de référence généraux ou spécialisés pour l’identification. Parmi les deux livres les plus utilisés, American

Beetles (Arnett et Thomas 2001 ainsi que Arnett et al. 2002) a servi à l’identification des insectes au

niveau générique et Checklist of Beetles (Coleoptera) of Canada and Alaska (Bousquet et al. 2013) a fourni la liste des coléoptères répertoriés dans chaque région du Canada et de l’Alaska. On a de plus consulté une multitude d’ouvrages spécialisés tels que The Ground Beetles (Carabidae, excl. Cicindelinae) of Canada and

Alaska (Lindroth 1961, 1963, 1966, 1968, 1969) pour l’identification à différents niveaux taxonomiques.