Matériels et méthodes
2.6 Suivi de l’activité biologique
Deux grands types de micro-organismes peuvent être pris en compte dans la biomasse active :
• Les hétérotrophes : Elles constituent la plus grande partie de la biomasse active, elles utilisent les matières organiques comme source de carbone. Les bactéries hétérotrophes peuvent dégrader la matière organique soit en utilisant l’oxygène dissous comme accepteur final d’électron (aérobie), soit les nitrates et les nitrites (anoxie).
• Les autotrophes : Ces bactéries nitrifient l’azote ammoniacal (conversion en nitrate), s’en servant comme source d’énergie, ainsi que le carbone minéral pour la synthèse cellulaire.
Les microorganismes de la boue activée obtiennent de l’énergie pour leur croissance et leur subsistance á partir de l’oxydation du substrat. Dans ce processus de «respiration», les électrons enlevés du substrat entrent dans la chaîne de transport d’électrons pour être pris pour un accepteur final d’électrons. Dans un environnement aérobie l’accepteur final est l’oxygène moléculaire. Par conséquent, la consommation d’oxygène est directement liée à la croissance de la biomasse et à l’élimination du substrat. La masse d’oxygène consommée par unité de volume et par unité de temps est appelée respiration ou vitesse de consommation d’oxygène. La vitesse de consommation d’oxygène, est largement reconnu comme un paramètre caractérisant la viabilité de la biomasse (Spanjers et al., 1998).
Différentes mesures de respiration sont proposées pour caractériser les boues activées (Spanjers et al., 1998; Vanrolleghem et al., 1999). Nous citons quelques unes:
• La respiration endogène : Elle est définie comme la vitesse de consommation d’oxygène de la boue activée en absence de substrat d’origine externe (Henze et al., 1987; Spanjers et al., 1998; Vanrolleghem et al., 1999) et résulte de la consommation de résidus cellulaires autochtones pour la formation de biomasse (concept de mort-génération), de la consommation d’énergie de maintenance et la respiration des protozoaires (Ray et Peters, 2008).
• La respiration exogène maximale : Il s’agit de la vitesse de consommation d’oxygène
atteinte lorsque tous les substrats qui peuvent être oxydés par une population microbienne sont présents en excès. Cette condition n’est pas très probable, mais une vitesse de consommation d’oxygène en présence d’un excès d’un substrat ou d’un groupe de substrats peut être mesuré (Spanjers et al., 1998).
• La respiration spécifique : L’activité d’une boue peut être rapportée à sa concentration en
matières en suspension (MES) ou MVS (matières volatiles en suspension). Cette activité spécifique permet d’estimer la viabilité ou la fraction active de la biomasse.
L'activité des organismes hétérotrophes et des organismes autotrophes a été régulièrement suivie dans cette étude par l'exécution de test de respirometrie, en vue d'étudier la variation de leur activité biologique. La vitesse de respiration endogène et la vitesse de respiration maximale exogène ont été évaluées.
2.6.1 Description de l’installation
Les expériences ont été menées sur un respiromètre mis au point au laboratoire. Le respiromètre utilisé dans cette étude est représenté schématiquement dans la figure 2.6.1. Il est composé principalement d’un réacteur aéré et agité de capacité de 2 litres contenant l’échantillon de boue activée (1.5 litres). Le réacteur est aéré par l’intermédiaire d’un tube perforé placé au dessous de la turbine d’agitation type Rushton (300 tours/min). Le débit d’air est contrôlé par une électrovanne pour maintenir une concentration en oxygène dissous comprise entre 2.7 et 4.2 mg/L. La température est maintenue constante (26°C). La concentration en oxygène est mesurée en continue par une sonde (YSI) reliée à un oxymètre (Le temps de réponse est de 10s pour atteindre 80% de la concentration de saturation en oxygène). La concentration en oxygène est enregistrée en continu à l’aide d’un ordinateur.
Figure 2.6.1. Schéma du Respiromètre
2.6.1.1 Les solutions utilisées
Pour les tests de respiromètrie de la première campagne expérimentale, le viandox ® a été utilisé comme substrat carboné, tandis que pour la deuxième campagne, l'acétate de sodium (CH3COONa) a été choisi comme substrat carboné, car il est facilement biodégradable par la
plupart des populations hétérotrophes. En outre, le chlorure d'ammonium (NH4Cl) a été utilisé
pour évaluer l'activité de la population nitrifiante. Une solution d’allylthiourée (ATU) à 10 g/l a été utilisée comme un inhibiteur sélectif de la nitrification : L’ATU est un inhibiteur sélectif des nitrosobactéries (Nitrosomonas), bactéries qui transforment l’ammonium en nitrites.
2.6.2 Obtention d’un respirogramme
Les figures 2.6.2.1(a) et (b) présentent un exemple de respirogramme. Un échantillon de boues activées (issu du BAM) est aéré et agité dans le respiromètre pendant plusieurs heures (2 à 3h minimum) sans ajout de substrat, afin de dégrader le substrat exogène résiduel des boues. Les mesures de respiration sont calculées à partir des pentes de décroissance en O2 dissous entre deux
seuils réglés de 4.2 mg/L à 2.7 mg/L. A mesure que le substrat résiduel est épuisé, les boues atteignent une respiration stable appelée « respiration endogène »(R endo A+H sur les figures 2.6.2.1). Après la période de stabilisation endogène une injection de substrat azoté (NH4Cl) pour
les microorganismes nitrifiants est effectuée dans le réacteur. Cette addition de substrat provoque une augmentation de la vitesse de consommation d’oxygène. Cette vitesse de consommation
d’oxygène où vitesse de consommation exogène est proportionnelle à la cinétique de biodégradation aérobie du substrat par les bactéries nitrifiantes de la boue activée (Kong et al., 1996). Si la concentration de substrat est suffisante (au moins 10 fois la constante d’affinité des microorganismes, KN ~ 1 mgN/L; Nowak et al., 1994) la vitesse de consommation d’oxygène atteindra sa valeur maximale qui correspond à la vitesse maximale de respiration. (R éxo A sur les figures 2.6.2.1). Une fois que tout le substrat a été oxydé la boue activée revient à la phase endogène. Un inhibiteur de l’activité résiduelle des microorganismes autotrophes est ajouté à la boue (ATU). Le même protocole est suivi mais cette fois avec l’addition d’un substrat carboné pour les microorganismes hétérotrophes. Les données sont ensuite analysées avec un logiciel développé au laboratoire Respiro-expert. Les tableaux 2.6.2.1(a) et (b) résument les protocoles d’analyse de respirométrie durant les deux campagnes expérimentales. Les principales différences résident dans l’ajustement de la concentration à 2 g/L en MES pour touts les échantillons de la deuxième campagne et l’ajout de substrat carboné (acétate de sodium) plus facilement assimilable que le Viandox ®.
Tableau 2.6.2.1(a) Protocole d’analyse. Respirométrie durant la première Campagne expérimentale.
Respirométrie
Campagne expérimentale I. Âge de boues de 50 jours
• Soutirage de boues du BÀM en phase anoxie.
• Ajout de la boue dans le respiromètre. Aération jusqu’au épuiser le substrat exogène et arriver à la respiration endogène (R endo A+H).
• Ajout du substrat azoté (NH4Cl) pour obtenir une concentration dans le respiromètre de 13 mg N/L.(R éxo A)
• Une fois la respiration endogène retrouvée, on ajoute de l’ATU (inhibiteur de la nitrification). Concentration dans le respiromètre en ATU égale à 10mg/L.
• Stabilisation de la respiration endogène hétérotrophe. (R endo H)
• Ajout du substrat carboné (Viandox®) pour obtenir une concentration dans le respiromètre de 100 mg DCO/L.(R éxo H).
• Mesure de la concentration en oxygène dissous jusqu’à épuisement du substrat carboné exogène.
Tableau 2.6.2.1 (b) Protocole d’analyse. Respirométrie durant la deuxième Campagne expérimentale.
Respirométrie
Campagne expérimentale II. Âge de boues de 70 jours
• Soutirage de boues du BàM en phase anoxie.
• Dilution de la boue avec de l’eau distillée jusqu’à obtenir une concentration en MES de 2g/L.
• Ajout de la boue (Volume total 1.6 L) dans le respiromètre. Aération jusqu’au épuiser le substrat exogène et arriver à la respiration endogène (R endo A+H). Une fois la respiration endogène atteinte, on prélève 100mL de boue pour vérifier la concentration en MES.
• Ajout du substrat azoté (NH4Cl) pour obtenir une concentration dans le respiromètre de 20 mg N/L. (R éxo A).
• Une fois la respiration endogène retrouvée, on ajoute de l’ATU (inhibiteur de la nitrification). Concentration dans le respiromètre en ATU égale à 10 mg/L.
• Stabilisation de la respiration endogène hétérotrophe (R endo H).
• Ajout du substrat carboné (Acétate de Sodium) pour obtenir une concentration dans le respiromètre de 200 mg DCO/L. (R éxo H).
• Mesure de la concentration en oxygène dissous jusqu’à épuisement du substrat carboné exogène.
Figure 2.6.2.1(a). Exemple de respirogramme. Campagne expérimentale I. R : Respiration. Exo : exogène. A : Autotrophes. H : Hétérotrophes.
Figure 2.6.2.1(b). Exemple de respirogramme. Campagne expérimentale II. R : Respiration. Exo : exogène. A : Autotrophes. H : Hétérotrophes.
Temps Ajout NH4Cl Ajout ATU Ajout Acétate Na R endo A+H R éxo A R éxo H R endo H mg O2.L-1.S-1 Temps Ajout NH4Cl Ajout ATU Ajout viandox R endo A+H R éxo A R éxo H R endo H mg O2.L-1.S-1