b. Sédiments et MES

L’extraction de PFAS des sédiments et MES a été réalisée par micro-ondes à EPOC et par ultrasons à l’UdeM. Après ré-homogénéisation de la matrice de sédiment (préalablement lyophilisée et broyée), les sédiments sont pesés (~ 1 g de prise d’essai pour les sédiment, et ~ 0,05–2 g pour les MES) dans les cellules d’extraction micro-ondes, ainsi que les étalons internes (environ 1 ng, quantités exactes déterminées par gravimétrie). Un temps d’attente de quelques dizaines de minutes est observé afin de laisser les étalons internes s’équilibrer avec la matrice, puis 10 mL de méthanol sont ajoutés. Les cellules micro-ondes sont scellées puis brièvement vortexées et placées dans le rotor du système micro-ondes Start E (35 positions), ainsi que la cellule de référence munie d’une sonde de température et contenant également 10 mL de méthanol.

A programme de température, type de solvant, et volume de solvant (par échantillon) donnés, la puissance maximum micro-ondes durant les phases de montée en température et de palier est ajustée en fonction du nombre d’échantillons afin d’assurer une montée régulière de la température par rapport à la consigne et d’éviter des variations brutales de la puissance appliquée. Un exemple de profil de puissance et de température pour 5 échantillons contenant chacun 10 mL de solvant est présenté en Figure 2.19.

Figure 2.19. Profil de température et de puissance micro-ondes pour 5 échantillons (contenant chacun 10 mL de solvant). Programme : rampe de montée en température jusqu’à 70 °C (5 min) et palier à 70 °C (5 min).

Le programme appliqué aux échantillons est le suivant : après 5 minutes de montée en température (température de consigne : 70 °C), la température est maintenue à 70°C pendant 5 minutes. A la fin du programme de chauffe, un temps d’attente de 10 minutes est observé afin de laisser le solvant redescendre en température.

Les extraits sont filtrés sur du coton en fibre de verre (préalablement nettoyé au méthanol et séché) et concentrés à environ 2 mL sous flux d’azote (~ 40 °C). Les extraits sont passés sur des cartouches graphite (ENVI-Carb, 250 mg / 6 mL) préalablement conditionnées par 5 mL de méthanol. Les cartouches sont rincées avec 5 mL de méthanol et les éluats reconcentrés à environ 300 μL sous flux d’azote (~ 40 °C), transférés dans des flacons d’injections en polypropylène, et conservés à -20°C jusqu’à analyse.

Dans le cadre d’un développement méthodologique ultérieur visant à analyser des PFAS de polarités variées, le solvant d’extraction a été légèrement modifié (MeOH contenant 20 mmol L^-1 d’hydroxyde de sodium (NaOH)) afin de permettre l’extraction quantitative des PFAS cationiques et zwittérioniques par ultrasons (Cf. protocole détaillé au chapitre VI.1).

116  II.4.c. Matrices biologiques

L’extraction de PFAS des matrices biologiques solides a été réalisée par micro-ondes au LPTC et par ultrasons à l’UdeM, avec un solvant organique (éthanol ou méthanol). Les techniques d’extraction de PFAS anioniques et neutres dans les tissus de poisson et dans le plasma d’oiseaux marins ont été l’objet de développements méthodologiques spécifiques (Cf. chapitres III.1 et III.2).

Tissus biologiques

Dans le cas de la méthode d’extraction micro-ondes des PFAS anioniques et neutres dans les tissus biologiques, la méthode préexistante était basée sur une extraction identique à celle des sédiments (10 mL de MeOH, T = 70 °C, t = 10 min), et sur un protocole de purification sur Strata X-AW, l’étape d’élution étant réalisée à travers des cartouches graphite directement connectées sous les cartouches Strata (élution « tandem ») avec deux solvants successifs : i) MeOH et ii) MeOH + 0,2% NH4OH (séparation des extraits en 2 fractions contenant respectivement les analytes neutres et anioniques). D’autres configurations plus simples ont été testées afin d’alléger le protocole (temps de concentration et d’analyse élevés du fait de la séparation des échantillons en deux fractions distinctes) et sont décrites et commentées au chapitre III.1. Nous nous contenterons ici de détailler le protocole finalement retenu.

Les tissus lyophilisés et broyés sont pesés (~ 250 mg de prise d’essai) dans les cellules micro-ondes et les étalons internes sont ajoutés (environ 2 ng, quantités exactes déterminées par gravimétrie). Après un temps d’attente de quelques dizaines de minutes, le solvant retenu est ajouté (10 mL d’éthanol (EtOH)), les cellules sont brièvement passées au vortex, et placées dans le système micro-ondes (Start-E) ainsi que la cellule de référence munie d’une sonde de température et contenant également 10 mL d’EtOH. La nature du solvant, le volume de solvant, la température d’extraction, et la durée d’extraction choisis pour la méthode sont justifiés au chapitre III.1. Le programme appliqué aux échantillons est le suivant : après 5 minutes de montée en température (température de consigne : 100 °C), la température est maintenue à 100°C pendant 5 minutes. A la fin du programme de chauffe, un temps d’attente minimum de 10 minutes est observé afin de laisser le solvant redescendre en température. La température de consigne étant plus importante que pour l’extraction micro-ondes des échantillons de sédiment précédemment décrite, il est impératif de respecter ce délai (risque de projection de solvant). Les extraits sont filtrés sur du coton en fibre de verre (préalablement nettoyé au méthanol et séché) et concentrés à environ 0,7 mL sous flux d’azote (~ 40 °C). Les extraits sont dilués dans environ 50 mL d’eau Milli-Q et déposés sur des cartouches Strata X-AW (200 mg / 6 mL) préalablement rincées par 2 x 4 mL de MeOH + NH4OH 0,2 % et conditionnées par 5 mL d’eau Milli-Q. Après l’étape de chargement, les cartouches sont séchées sous vide à l’aide d’une pompe (45 min) et centrifugées (3 min, 5000 rpm). Les analytes sont élués par 2 x 4 mL de MeOH + NH4OH 0,2 %, les éluats traversant simultanément les cartouches graphites (ENVI-Carb, 250 mg / 6 mL) (préalablement conditionnées par 5 mL de MeOH) connectées sous les

cartouches Strata X-AW. Les extraits sont reconcentrés à environ 300 μL sous flux d’azote (~ 40 °C), transférés dans des flacons d’injections en polypropylène, et conservés à -20°C jusqu’à analyse. Plasma / sérum

Concernant la méthode de préparation des échantillons de plasma, les conditions de préparation et d’extraction ont été optimisées et sont discutées plus en détail au chapitre III.2. Après décongélation des échantillons de plasma à température ambiante, une aliquote de 25 μL est pesée (~ 25 mg) dans des eppendorfs de 2 mL (polypropylène), ainsi que les étalons internes (environ 30 pg pour chaque analyte, quantité exacte déterminée par gravimétrie). L’ajout de 100 µL d’acétonitrile (ACN) aux extraits permet de faire précipiter les protéines, qui sont séparées du mélange par centrifugation (24 000 x g, 10 min). Le surnageant est transféré dans des tubes de 2 mL en polypropylène dotés de filtres nylon (0,22 µm), permettant un filtration centrifuge (7 000 g, 3 min) et les extraits clarifiés sont finalement transférés dans des flacons d’injection en verre de 2 mL. Les extraits sont dilués par 675 μL d’eau HPLC, brièvement passés au vortex, et concentrés par extraction sur phase solide en ligne (SPE en ligne) : le volume de chargement a été fixé à 400 µL d’extrait qui sont déposés à 600 µL min^-1 sur une cartouche Oasis HLB en ligne (10 x 2 mm, dp = 25–35 μm). Après l’étape de chargement en ligne, la vanne commute et les analytes sont élués en sens inverse et transférés vers la colonne analytique (Cf. chapitre III.2).