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Comunidades microbianas sintéticas têm sido utilizadas no âmbito de estudos em microbioma para avaliar o potencial de microrganismos em associar-se com diferentes plantas e desempenhar funções benéficas para o crescimento e desenvolvimento vegetal. Através do sequenciamento de amostras de DNA total de plantas, é possível acessar os grupos de microrganismos, assim como a sua abundância, encontrados habitando os diferentes órgãos vegetais. Apesar de diversos estudos recentes estarem sendo desenvolvidos nesta área, ainda pouco se sabe sobre os reais mecanismos biológicos diretamente envolvidos na interação microbiota/planta e as funções moleculares desenvolvidas pelos microrganismos que beneficiem o crescimento de diferentes espécies vegetais. Neste contexto, o uso de bioinoculantes tem surgido como uma importante ferramenta biotecnológica aplicada à agricultura para compreender relações microrganismo/planta. O desenvolvimento de inoculantes com amplo espectro de ação pode impactar positivamente para o desenvolvimento de tecnologias originadas de microbiomas, além de permitir o acesso a informações biológicas relevantes para a melhor compreensão dos processos moleculares envolvidos na biologia da comunicação planta/microbiota.

A fim de desvendar o padrão de colonização e a abundância dos grupos microbianos pertencentes a comunidade sintética oriunda do microbioma core da cana-de-açúcar, foram acessados os grupos de bactérias presentes na raiz, caule e folha de plantas de milho e soja inoculadas com essa comunidade através do sequenciamento do gene do rRNA 16S. A análise do padrão de colonização de plantas de soja inoculadas e não inoculadas mostraram que os membros pertencentes ao inóculo sintético, apesar de apresentaram um aumento na sua representatividade em algumas condições, em geral não foram capazes de colonizar os órgãos da soja de maneira significativa e robusta conforme observado para alguns grupos em milho (Anexo 9.1). Apesar destes resultados se originarem de experimentos independentes, foi observado que em plantas de milho, dentre os 20 grupos identificados como pertencentes ao inóculo sintético utilizado em milho, 10 foram classificados como colonizadores robustos habitando os órgãos da raiz e caule (Anexo 9.1), pois apresentaram um aumento significativo da sua abundância em plantas inoculadas quando comparada com as plantas não inoculadas. Esses grupos foram identificados como pertencentes às famílias Chitinophagaceae,

Comamonadaceae, Caulobacteraceae, Rhizobiaceae, Sphingobacteriaceae, Burkholderiaceae, Xanthomonadaceae e Streptomycetaceae e representam as famílias mais abundantes nas plantas

de milho inoculadas (Anexo 9.1). Apesar de algumas sequências de genes 16S de grupos pertencentes a microbiota natural do milho e ao inóculo sintético terem sido agrupadas em uma mesma OTU, as bactérias naturalmente encontradas nessas plantas não foram eficientes em colonizar os tecidos e promover o crescimento vegetal (Anexo 9.1). Ainda que não observarmos diferenças significativas na composição das principais famílias pertencentes a microbiota de plantas de soja inoculadas e não inoculadas, dentre todas as famílias identificadas ao longo dos órgãos dessas plantas, membros dos grupos Comamonadaceae, Caulobacteraceae,

Rhizobiaceae, Sphingobacteriaceae, Burkholderiaceae e Xanthomonadaceae representam as

famílias mais abundantes encontradas nessa espécie, de forma semelhante ao que foi encontrado em milho. Embora os membros do inóculo sintético utilizado em soja não sejam colonizadores eficientes nessa espécie vegetal, ocorreu um aumento significativo na biomassa total dessas plantas, sugerindo que a presença da comunidade sintética e possivelmente funções relacionadas aos grupos mais abundantes encontrados nessas plantas possam estar atuando de maneira indireta para a melhora desenvolvimento vegetal neste modelo. Os resultados de colonização da comunidade sintética em milho e soja sugerem que funções potencialmente desempenhadas por grupos específicos de microrganismos pertencentes ao inóculo possam estar diretamente relacionadas a melhora no crescimento dessas plantas e estão ausentes nos grupos das microbiotas naturais dessas plantas.

Além da identificação dos colonizadores robustos na raiz e caule do milho, que induziram alterações no perfil da microbiota desses órgãos, foi observada uma grande alteração na microbiota natural do milho até mesmo em órgãos que não foram diretamente inoculados e não apresentaram colonizadores robustos (Anexo 9.1). No compartimento endofítico do caule e nas folhas de milho, membros naturalmente encontrados em associação com a planta tiveram uma diminuição significativa de sua abundância em favorecimento de OTUs pertencentes ao inóculo sintético (Anexo 9.1). O efeito sobre a composição e abundância de grupos naturalmente encontrados em associação com as plantas também foi observado na soja, contudo, alterações na microbiota natural dessa espécie não ocorreram de forma a privilegiar o aumento das OTUs pertencentes ao inóculo. Contrariamente, nós observamos que algumas OTUs com baixa abundância em plantas não inoculadas e que não pertencem ao inóculo sintético apresentaram um aumento relevante nas plantas inoculadas. Essas alterações se destacaram principalmente nos órgãos do caule e da folha da soja, e não na raiz como observado no milho.

A dinâmica da estrutura da microbiota e do estabelecimento de diferentes grupos de microrganismos pode estar influenciando indiretamente o aumento da biomassa da soja através de fatores ainda não conhecidos. Quando inoculados nas plantas, membros do inóculo sintético podem interagir com os grupos naturalmente presentes na soja e interferir nas relações intraespecíficas naturalmente estabelecidas, alterando a composição e capacidade de grupos específicos em se estabelecer e se multiplicar nos órgãos vegetais. Além disso, algumas características fisiológicas adversas entre os modelos, como o metabolismo fotossintético C4 da soja, podem influenciar diretamente na seleção, adaptação e desenvolvimento de grupos de microrganismos de forma diferente nessas plantas. Neste contexto, microrganismos potencialmente relevantes para melhorar o crescimento e desenvolvimento da soja conseguem, na presença do inóculo sintético, desempenhar suas funções com maior eficácia. Além disso, funções como a produção de fitormônios, pequenos peptídeos, moléculas envolvidas na manutenção da saúde dessas plantas, entre outras ainda desconhecidas, podem estar presentes nos membros da comunidade sintética e, quando presentes no meio, induzem uma melhora no crescimento vegetal. Curiosamente, as principais alterações na composição da microbiota da soja parecem estar relacionadas à disponibilidade de nutrientes no substrato. Em plantas de soja mantidas em condição nutricional rica MS 1X, a microbiota natural do caule parece ser mais influenciada, enquanto na condição MS 1/2X observamos maiores alterações nos perfis microbianos tanto do caule quanto da folha. Já em condições nutricionais mais restritas, parece

ocorrer uma maior supressão dos grupos naturais identificados nas folhas de plantas não inoculadas quando comparadas às inoculadas. Essa dinâmica pode estar sendo afetada por alterações moleculares que são diferencialmente reguladas quando em situação de estresse. Ainda não sabemos quais mecanismos podem estar envolvidos na dinâmica dessas interações, porém, tais resultados são de grande interesse para o nosso grupo de pesquisa. Acreditamos, parcimoniosamente, que desvendar o padrão de colonização de comunidades microbianas em associação com diferentes culturas de importância econômica podem revelar dados importantes acerca da biologia envolvida na interação microbiota/planta além de colaborar para o desenvolvimento de tecnologias baseadas em microbiomas para aplicação na agricultura.

6. Conclusões

O aumento da produtividade de culturas como a cana-de-açúcar, soja, o milho, entre muitas outras, se faz cada vez mais necessário para atender o consumo mundial. Estudos recentes têm aplicado seus esforços em busca de estratégias menos agressivas em relação ao demasiado uso de fertilizantes e agrotóxicos na agricultura. Neste contexto, o uso de comunidades microbianas no âmbito de investigar os mecanismos envolvidos na interação microbiota/planta e sua aplicação guiada para a promoção do crescimento e desenvolvimento vegetal têm se destacado nos últimos anos como uma alternativa importante para a agricultura sustentável. O uso de uma comunidade microbiana sintética composta pelos microrganismos mais abundantes nos órgãos da cana, baseados na hipótese de que a alta abundância e prevalência de grupos microbianos ao longo do desenvolvimento da planta possam estar intimamente relacionadas a funções bastante relevantes para o crescimento vegetal, resultou no impacto positivo no crescimento vegetal de duas culturas de grande importância econômica, o milho e a soja. Além do efeito benéfico no crescimento vegetal, a presença dessa comunidade induziu alterações relevantes na microbiota naturalmente associada aos órgãos dos modelos estudados, apresentando um padrão de alterações distinto entre as espécies e possivelmente influenciado pela disponibilidade de nutrientes no meio. O nicho contrastante estabelecido pelo milho e pela soja, assim como o padrão de exsudados dessas diferentes culturas, podem estar influenciando na seleção e estabelecimento de grupos microbianos específicos. Compreender os mecanismos moleculares envolvidos na dinâmica de distribuição e estabelecimento de microrganismos entre diferentes espécies vegetais é um passo importante para o desenvolvimento da agricultura e o uso de tecnologias baseadas na microbiota natural das plantas.

7. Referências

Amann RI, Ludwig W, Schleifer KH. Phylogenetic identification and in situ Detection of individual microbial cells without cultivation. Microbiol Ver, 15 (1): 143–169, 1995.

Armanhi JSL, de Souza RSC, Damasceno NB, de Araújo LM, Imperial J and Arruda P. A community-based culture collection for targeting novel plant growth-promoting bacteria from the sugarcane microbiome. Front Plant Sci, 8: 2191, 2018.

Armanhi JSL, Souza RSC, de Araújo LM, Okura VK, Mieczkowski P, Imperial R, Arruda P. Multiplex amplicon sequencing for microbe identification in community-based culture collections. Sci Rep, 6, 2016.

Arruda P. Genetically modified sugarcane for bioenergy generation. Cur Opin in

Biotech, 23: 315–322, 2012.

Bai Y, Müller DB, Srinivas G, Garrido-Oter R, Potthoff E, Rott M, Dombrowski N, Münch PC, Spaepen S, Remus M, et al. Functional overlap of the Arabidopsis leaf and root microbiota. Nature, 528: 364-369, 2015.

Bais HP, Weir Tl, Perry LG, Gilroy S, Vivanco JM. The role of root exudates in rhizosphere interactions with plants and other organisms. Annu Rev Plant Biol, 57: 233–266, 2006.

Baldani JI, Reis VM, Baldani VLD, Döbereiner J. A brief story of nitrogen fixation in sugarcane – reason for success in Brazil. Funct Plant BiolI, 29: 417-423, 2002.

Baldani JI, Caruso L, Baldani, VLD, Goi SR, Döbereiner J. Recent advances in BNF with non-legume plants. Soil Bio and Biochem, 29: 911-922, 1997.

Berbee, ML. The phylogeny of plant and animal pathogens in the Ascomycota.

Physiol Mol Plant Pathol, 59: 165-187, 2001.

Berendsen RL, Pieterse CMJ, Bakker PAHM. The rhizosphere microbiome and plant health. Trends Plant Sci, 17 (8): 478-486, 2012.

Berg G, Zachow C, Müller H, Philipps J, Tilcher R. Next-Generation bio-products sowing the seeds of success for sustainable sgriculture. Agronomy 3: 648-656, 2013.

Bhattacharjee RB, Singh A, Mukhopadhyay SN. Use of nitrogen-fixing bacteria as biofertilizer for non-legumes: prospects and challenges. Appl Microbiol Biotechnol, 80: 199- 209, 2008.

Boddey RM, Oliveira OC, Urquiaga S, Reis VM, Olivares FL, Baldani, VLD, Döbereiner J. Biological nitrogen fixation associated with sugar cane and rice: contributions and prospects for improvement. Plant and Soil 174: 195–209, 1995.

Bodenhausen N, Bortfeld-Miller M, Ackermann M, Vorholt JA. A synthetic community approach reveals plant genotypes affecting the phyllosphere microbiota. PLOS

Genetics 10 (4): 1-12, 2014.

Bouffaud ML, Kyselkova M, Gouesnard B, Grundmann G, Muller D, Nne-Loccoz YM. Is diversification history of maize influencing selection of soil bacteria by roots? Molec

Eco, 21: 195–206, 2012.

Buckler ES, Holland JB, Bradbury PJ, Acharya, CB, Brown PJ, Browne C, Ersoz

E, Flint-Garcia1 S, Garcia A, Glaubitz JC, et al. The genetic architecture of maize flowering time. Science, 325: 714–718, 2009.

Bulgarelli D, Garrido-Oter R, Munch PC, Weiman A, Droge J, Pan Y, McHardy AC, Schulze-Lefert P. Structure and function of the bacterial root microbiota in wild and domesticated barley. Cell Host & Microbe 17: 392–403, 2015.

Bulgarelli D, Schlaeppi K, Spaepen S, van Themaat EVL, Schulze-Lefert P. Structure and functions of the bacterial microbiota of plants. Annu Rev Plant Biol, 64: 807-838, 2013.

Bulgarelli D, Rott M, Schlaeppi K, Themaat EVL, Ahmadinejad N, Assenza F, Rauf P, Huettel B, Reinhardt R, Schmelzer E, Peplies J, et al. Revealing structure and assembly cues for Arabidopsis root-inhabiting bacterial microbiota. Nature, 488: 91-95, 2012.

Carlsson‐Graener U, Thrall PH. The spatial distribution of plant populations, disease dynamics and evolution of resistance. OIKOS 97: 97–110, 2002.

Castiglioni P, Warner D, Bensen RJ, Anstrom DC, Harrison J, Stoecker M, Abad M, Kumar G, Salvador S, D'Ordine R, Navarro S, et al. Bacterial RNA chaperones confer abiotic stress tolerance in plants and improved grain yield in maize under water-limited conditions. Plant Physiol, 147 (2): 446–455, 2008.

Castrillo G, Teixeira PJPL, Paredes SH, Law TF, Lorenzo L, Feltcher ME, Finkel OM, Breakfield NW, Mieczkowski P, Jones CD, et al. Root microbiota drive direct integration of phosphate stress and immunity. Nature, 10, 2017.

Cavalcante VA, Döbereiner J. A new acid-tolerant nitrogen-fixing bacterium associated with sugarcane. Plant and Soil, 108: 23-31, 1988.

Clay K. Fungal endophytes of grasses: a defensive mutualism between plants and fungi. Ecology, 69: 10-16, 1988.

Clay K, Schardl C. Evolutionary origins and ecological consequences of endophyte symbiosis with grasses. Am Nat, 160 (4): 99-127, 2002.

Cole JR, Chai B, Farris RJ, Wang Q, Kulam SA, McGarrell DM, Garrity GM, Tiedje JM. The Ribossomal Database Project (RDP-II): sequences and tools for high- throughput rRNA analysis. Nucleic Acids Res, 33: D294-D296, 2005.

Coleman-Derr D, S G.Tringe. Building the crops of tomorrow: advantages of symbiont-based approaches to improving abiotic stress tolerance. Front in Microbiol, 5 (283): 1-6, 2014.

Compant S, Clement C, Sessitsch A. Plant growth-promoting bacteria in the rhizo- and endosphere of plants: their role, colonization, mechanisms involved and prospects for utilization. Soil Biol & Biochem, 42: 669-678, 2010.

Dakora FD, Phillips DA. Root exudates as mediators of mineral acquisition in low nutrient environments. Plant Soil, 245: 35–47, 2002

Delmotte N, Knief C, Chaffronb S, Innerebnera G, Roschitzkic B, Schlapbachc R, Meringb C, Vorholta JA. Community proteogenomics reveals insights into the physiology of phyllosphere bacteria. PNAS, 106 (38): 16428–33, 2009.

de Souza RSC, Okura VK, Armanhi JSL, Jorrin B, Lozano N, Silva MJ, González- Guerrero M, Araújo LM, Verza NC, Bagheri HC, Imperial R, Arruda P. Unlocking the bacterial and fungal communities assemblages of sugarcane microbiome. Sci Rep, 6, 2016.

Dierking EC, Bilyeu KD. Raffinose and stachyose metabolism are not required for efficient soybean seed germination. Jour Plant Phys, 166: 1329-35, 2009.

Döbereiner J, Day JM, Dart PJ. Nitrogenase activity and oxygen sensitivity of the

Döbereiner J. Nitrogen-fixing bacteria of the genus Beijerinckia derx in the rhizosphere of sugar cane. Plant and Soil, 15: 211-216, 1961.

Dos-Santos CM, de Souza DG, Balsanelli E, Cruz LM, de Souza EM, Baldani JI e Schwab S. A culture-independent approach to enrich endophytic bacterial cells from sugarcane stems for community characterization. Microb Ecol, 74 (2): 453-465, 2017.

Douds DD, Millner PD. Biodiversity of arbuscular mycorrhizal fungi in agroecossystems. Agric Ecosyst Environ, 74: 77-93, 1999.

Edgar RC. SINTAX: a simple non-Bayesian taxonomy classifier for 16S and ITS sequences. bioRxiv, 74161, 2016.

Edgar RC. UPARSE: highly accurate OTU sequences from microbial amplicon reads. Nat Methods, 10: 996-998, 2013.

Gans J, Murray W, Dunbar J. Computational improvements reveal great bacterial diversity and high metal toxicity in soil. Science, 309: 1387-90, 2005.

Glick BR. The enhancement of plant growth by free-living bacteria. Can Jour

Micrbiol, 41: 19-117, 1995.

Gomes NCM, Heuer H, Schönfeld J, Costa R, Mendonça-Hagler L, Smalla K. Bacterial diversity of the rhizosphere of maize (Zea mays) grown in tropical soil studied by temperature gradient gel electrophoresis. Plant and Soil 232: 167-180, 2001.

Gore MA, Chia J, Elshire RJ, Sun Q, Ersoz ES, Hurwitz BL, Peiffer JA, McMullen MD, Grills GS, Ross-Ibarra J, et al. A first-generation haplotype map of maize. Science 326: 1115–17, 2009.

Gottel NR, Castro HF, Kerley M, Yang Z, Pelletier DA, Podar M, Karpinets T, Uberbacher E, Tuskan GA, Vilgalys R. Distinct microbial communities within the endosphere and rhizosphere of Populus deltoides roots across contrasting soil types. App And Envir

Microbiol, 77 (17): 5934–44, 2011.

Govindarajan M, Balandreau J, Kwon SW, Weon HY, Lakshminarasimhan C. Effects of the inoculation of Burkholderia vietnamensis and related endophytic diazotrophic bacteria on grain yield of rice. Microb Ecol 55: 21–37, 2008.

Haichar FEZ, Marol C, Berge O, Rangel-Castro JI, Prosser JI, Balesdent J, Heulin T, Achouak W. Plant host habitat and root exudates shape soil bacterial community structure.

The ISME Jour, 2: 1221–30, 2008.

Hardoim PR, Overbeek LS, Elsas, JD. Properties of bacterial endophytes and their proposed role in plant growth. Trends in Microbiol, 16 (10): 463-471, 2008.

Hawksworth DL. The fungal dimension of biodiversity: magnitude, significance, and conservation. Mycol Res, 95 (6): 641-655, 1991.

Hoagland DR, Arnon DI. The water-culture method for growing plants without soil. The College of Agriculture, University of California, Berkeley, 1950.

Innerebner G, Knief C, Vorholt JA. Protection of Arabidopsis thaliana against leaf- pathogenic Pseudomonas syringae by Sphingomonas strains in a controlled model system. Appl

Environ Microbiol, 77: 3202–10, 2011.

Jones DL, Nguyen C, Finlay RD. Carbon flow in the rhizosphere: carbon trading at the soil-root interface. Plant Soil, 321: 5–33, 2009.

Kereszt A, Li D, Indrasumunar A, Nguyen CDT, Nontachaiyapoom S, Kinkema M, Gresshoff PM. Agrobacterium rhizogenes-mediated transformation of soybean to study root biology. Nature Protocols, 2 (4): 948-952, 2007.

Knief C, Delmotte N, Chaffron S, Stark M, Innerebner G, Wassmann R, Mering C, Vorholt, JA. Metaproteogenomic analysis of microbial communities in the phyllosphere and rhizosphere of rice. The ISME Jour, 6: 1378–90, 2012.

Lebeis SL, Paredes SH, Lundberg DS, Breakfield N, Gehring J, McDonald M, Malfatti S, Del Rio TG, Jones CD, Tringe SG, Dangl JL. Salicylic acid modulates colonization of the root microbiome by specific bacterial taxa. Science express, 10: 1126, 2015.

Lindow SE e Brandl MT. Microbiology of the Phyllosphere. Appl Environ

Microbial, 69 (4): 1875–83, 2003.

Lundberg DS, Lebeis SL, Paredes SH, Yourstone S, Gehring J, Malfatti S, Tremblay J, Engelbrektson A, Kunin V, Glavina del Rio T, et al. Defining the core Arabidopsis

Malinowski DP, Belesky DP. Neotyphodium coenophialum‐endophyte infection affects the ability of tall fescue to use sparingly available phosphorus. Jour of Plant Nutri, 22 (4-5): 835-853, 1999.

Mei C, Flinn BS. The use of beneficial microbial endophytes for plant biomass and stress tolerance improvement. Recent Patents on Biotech 4: 81-95, 2010.

Murashige T, Skoog F. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Phys Plant, 15: 473-497, 1962.

Niu B, Paulsonb JN, Zhengb X, Koltera R. Simplified and representative bacterial community of maize roots. PNAS, 10: 1073, 2017.

Olivares FL, Baldani VLD, Reis VM, Baldani JI, Döbereiner J. Occurrence of the endophytic diazotrophs Herbaspirillum spp in roots, stems and leaves, predominantly of Gramineae. Biol Fertil Soils, 21: 197-200, 1996.

Peiffer JA, Sporb A, Korenb O, Jinb Z, Tringed SG, Dangle JL, Bucklera ES, Leyb RE. Diversity and heritability of the maize rhizosphere microbiome under field conditions.

PNAS, 110 (16): 6548–53, 2013.

Petrini O. Fungal Endophytes of Tree Leaves. Micro Eco of Leaves, Cap 9: 179- 180, 1991.

Rinke C, Schwientek P, Sczyrba A, Ivanova NN, Anderson IJ, Cheng JF, Darling A, Malfatti S, Swan BK, Gies EA, et al. Insights into the phylogeny and coding potential of microbial dark matter. Nature, 499: 431-437, 2013.

Saikkonen K, Faeth SH, Helander M, Sullivan TJ. Fungal Endophytes: A continuum of interactions with host plants. Ann Rev Eco and Syst, 29: 319-343, 1998.

Timm CM, Pelletier DA, Jawdy SS, Gunter LE, Henning JA, Engle N, et al. Two poplar-associated bacterial isolates induce additive favorable responses in a constructed plant- microbiome system. Front Plant Sci, 7: 497, 2016.

Tringe SG, Mering CV, Kobayashi A, Slamov AA, Chen K, Chang HW, Podar M, Short JM, Mathur EJ, Detter JC, et al. Comparative metagenomics of microbial communities.

Science, 308: 554-57, 2005.

Urquiaga S, Cruz KHS, Boddey RM. Contribution of nitrogen fixation to sugar cane: nitrogen-15 and nitrogen balance estimates. Soil Sci Soci of Ame Jour, 56: 105-114, 1992.

Weyens N, Lelie D, Taghavi S, Vangronsveld J. Phytoremediation: plant– endophyte partnerships take the challenge. Cur Opi Biotech, 20: 248–254, 2009.

Whipps JM, Hand P, Pink D, Bending GD. Phyllosphere microbiology with special reference to diversity and plant genotype. Jour of App Microbiol, 105: 1744–55, 2008.

Zhang H, Kim MS, Krishnamachari V, Payton P, Sun Y. Rhizobacterial volatile emissions regulate auxin homeostasis and cell expansion in Arabidopsis. Planta, 226: 839–851, 2007.

8. Apêndice

Tabela A1. Classificação taxonômica, valores de confiança e abundância relativa média por órgão das OTUs identificadas no conjunto de dados de 16S em plantas de soja não inoculadas e inoculadas mantidas com solução nutritiva MS 1X. A abundância relativa de uma

determinada OTU por amostra foi obtida com base na quantidade normalizada de reads gerados para cada amostra pelo número total de reads. Os valores médios representam a média entre as amostras para cada órgão por tratamento (não inoculada e inoculada). Valores em parênteses indicam o valor de confiança da classificação taxonômica utilizando o banco de dados SILVA. k, reino; p, filo; c, classe; o, ordem; f, família; g, gênero; s, espécie.

Não Inoculado Inoculado

Taxonomia OTU_ID Raiz Caule Folha Raiz Caule Folha

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