3.1 Traçage cellulaire rétrograde avec Fast-Blue
La Figure 14 représente l’injection de Fast-Blue dans le GRN (A et B) et montre un exemple d’hémi-lésion (C) nous permettant de valider l’inclusion d’une souris dans nos analyses. La quantification des hémi-lésions thoraciques est représentée à la Figure 15. Toutes les souris sélectionnées ont présenté une destruction de plus de 40% de la matière blanche spinale du côté gauche. La Figure 16 présente quant à elle un exemple d’identification des corrélats anatomique potentiels de la MLR où le PPN est identifié par les informations apportées par l’atlas et le marquage cholinergique (Figure 16 A). On observe à la Figure 16 B différentes photos mettant en évidence, comme présenté précédemment, le marquage des neurones glutamatergiques (rouge), cholinergiques (vert) et marqués rétrogradement (bleu) dans les différents noyaux.
Les résultats de cinématique et d’anatomie de notre expérience de traçage rétrograde sont présentés dans les sections qui suivent. Nous abordons tout d’abord l’analyse cinématique que nous avons effectuée à partir des enregistrements vidéos afin d’évaluer si les souris lésées ont récupéré leur capacité à marcher au fil des semaines suivant la lésion. Nous traitons ensuite des résultats de notre analyse stéréologique pour le groupe contrôle « Sham » afin de présenter l’organisation des populations neuronales glutamatergiques, cholinergiques et doubles des noyaux du mésencéphale d’intérêt en condition non pathologique. Enfin, nous comparons les résultats de notre quantification stéréologique effectuée chez le groupe lésé « SCI » avec celle du groupe « Sham » en se concentrant sur les neurones marqués rétrogradement. Nous pourrons ainsi déterminer s’il existe une différence significative des projections des noyaux du mésencéphale vers la MRF avant et après hémi-lésion thoracique de la moelle épinière.
Figure 14. Traçage rétrograde dans le GRN et hémi-lésion médullaire thoracique A. Un traceur rétrograde, le Fast-Blue, a été injecté unilatéralement du côté droit du GRN
afin de caractériser les projections neuronales des corrélats anatomiques supposés de la MLR vers le tronc cérébral (CnF, MRN, PPN; LDT non représenté dû à sa position anatomique plus caudale à la section montée ici).
B. Coupe coronale du tronc cérébral présentant un exemple du site d’injection de Fast-Blue
dans le GRN.
C. Coupe coronale de la moelle épinière présentant un exemple d’hémi-lésion médullaire
Figure 15. Évaluation du degré de sévérité des lésions médullaires chez les souris sélectionnées
A. Pourcentages de matière blanche détruite (blanc) par les lésions médullaires et
pourcentages de lésion totale (noir), c’est-à-dire en incluant la matière blanche et la matière crise, pour chaque souris lésée.
B. Tableau des valeurs exactes représentées en A. Souris SCI Matière blanche lésée (%)
En blanc
Matière neuronale (grise et blanche) lésée au total (%)
En noir 1 41,77 32,22 2 44,90 37,52 3 43,45 35,74 4 45,47 35,60 5 44,20 37,65
B
A
A
Figure 16. Populations neuronales de la MLR après marquage rétrograde et immunohistochimique
A. Les contours des noyaux mésencéphaliques ont été tracés suivant les informations
apportées par les atlas anatomiques ainsi que le marquage immunohistochimique. Exemple de marquage cholinergique (ChAT) permettant d’identifier le PPN.
B. Exemples des populations de neurones glutamatergiques (rouge), cholinergiques (vert) et
marqués rétrogradement (bleu) à l’intérieur des noyaux mésencéphaliques. Une colocalisation (« merge ») indique un neurone « double » glutamatergique et cholinergique (rouge et vert), un rétrograde glutamatergique (bleu et rouge), un rétrograde cholinergique (vert et bleu) ou un rétrograde double (bleu, rouge et vert). Les flèches indiquent les colocalisations.
3.2 Récupération fonctionnelle de la marche après lésion médullaire
Le visionnement et l’analyse de nos enregistrements cinématiques ont pour objectif de nous permettre de témoigner de la récupération fonctionnelle de la marche des souris après hémi-lésion thoracique de la moelle épinière gauche en T10. C’est ce qu’on peut observer sur le diagramme en bâton représenté à la Figure 17 qui rapporte le mouvement et le positionnement de la patte postérieure gauche avant lésion, puis aux semaines 1, 4 et 7 suivant la lésion grâce aux marqueurs cinématiques que nous avons placé aux différents points d’articulation des pattes postérieurs (Crête illiaque, Hanche, Genou, Cheville, Métatarse). La sélection de la patte postérieure gauche comme patte de référence nous permet ainsi d’observer la variation du patron de marche de la patte lésée. Nous présentons ici la tendance moyenne pour le groupe médullaire « SCI ». L’état avant lésion (« Before Lesion ») représente le patron de marche normale en condition non pathologique. On distingue la présence de la phase d’appui (« Stance ») et de celle de balancement (« Swing »). Une semaine après lésion (« 1 week post-SCI ») on remarque une perte presque complète du mouvement normal de la patte. En effet, on ne distingue plus de fléchissement et d’extension de la patte et donc plus de phases d’appui et de balancement distinctes. On constate ainsi que la souris traîne la patte du côté ipsilatéral à la lésion. Après quelques semaines cependant (« 4 weeks post-SCI »), la souris récupère sa capacité à bouger sa patte lésée. On retrouve une phase d’appui et une phase de balancement distinctes. Toutefois, la souris conserve une certaine difficulté à fléchir sa patte. Le mouvement de cette dernière est moins précis et la souris a tendance à utiliser sa patte comme un « bâton de marche ». À sept semaines après lésion (« 7 weeks post-SCI »), la
souris a relativement récupéré la marche. On observe alors une alternance de phases d’appui et de balancement. La souris est capable de fléchir et d’étirer sa patter de manière similaire à l’état avant lésion. En revanche, le patron de marche n’est pas exactement le même suggérant qu’il ne s’agit pas d’une récupération optimale mais plutôt d’une forme compensation qui s’effectue au fil du temps.
Ainsi, on observe effectivement une récupération fonctionnelle « spontanée » de la locomotion après hémi-lésion thoracique de la moelle épinière. On note toutefois que le patron de marche après récupération demeure différent du patron initial avant lésion. De plus, d’après les vitesses de locomotion maximales enregistrées après lésion (Exemples au
Tableau 1; Moyennes à la Figure 18), les souris récupèrent spontanément leur capacité à
marcher mais ne recouvre pas leurs vitesses de courses initiales. Selon nos analyses statistiques, les vitesses de locomotion maximales moyennes (Figure 18) sont significativement différentes entre elles (****p<0,0001; ANOVA). Selon le test post-hoc de Tukey HSD, la vitesse maximale moyenne pré-lésion (Semaine 0) est très significativement supérieure à toutes les vitesses maximales moyenne post-lésion (Semaines 1 à 7) (****p<0,0001; Tukey HSD). Après vérification par comparaison individuelles après lésion, seules les vitesses maximales entre la semaine 1 et 7 (**p<0,005; p-value=0,0012 avec Mann-Whitney) ainsi qu’entre la semaine 2 et 7 (**p<0,005; p- value=0,0012 avec Mann-Whitney) sont significativement différentes. Comme il n’y a pas de différence significative entre les semaines 3 à 7 (N.S p>0.05), cela suggère l’apparition d’un plafonnement de la récupération spontannée de la vitesse maximale de marche dès la semaine 3.
Figure 17. Récupération fonctionnelle spontanée de la marche après hémi-lésion thoracique de la moelle épinière gauche en T10
Diagramme en bâton représentant le patron de marche des souris au niveau de la patte postérieure gauche lésée avant lésion, 1 semaine après lésion, 4 semaines après lésion et 7 semaines après lésion. À 1 semaine post-lésion les souris traînent la patte et ne sont plus en mesure de marcher normalement. On observe une perte des phases d’appui et de balancement au niveau de cette patte. 4 semaines après lésion le patron de marche redevient similaire au patron initial avec retour du mouvement de la patte et des phases d’appui et de balancement. 7 semaines post-lésion les souris ont relativement bien récupéré une locomotion stable.
Tableau 1. Exemples (pour 12 souris SCI) des vitesses maximales de locomotion avant et après hémi-lésion thoracique de la moelle épinière en T10
Souris Vitesses maximales pré-lésion (cm/s)
Vitesses maximales post-lésion (cm/s) Semaine 1 Semaine 7 1 75 15 35 2 55 10 25 3 45 10 20 4 45 10 20 5 45 5 15 6 45 10 15 7 65 15 30 8 35 10 25 9 35 5 10 10 35 10 20 11 35 5 10 12 25 5 10
Note : Les vitesses maximales correspondent aux vitesses maximales auxquelles les souris pouvaient marcher ou courir tout en ayant un patron de locomotion stable. (Toutes ces souris lésées présentaient une lésion de plus de 40% de matière blanche détruite)
Figure 18. Récupération limitée de la vitesse maximale de locomotion des souris lésées au fil des semaines
Vitesses moyennes maximales de locomotion des souris du groupe médullaire « SCI » avant lésion (Semaine 0) puis au fil des semaines suivant la lésion (Semaines 1 à 7). On observe que la vitesse maximale des souris est sévèrement réduite après lésion est récupère modéremment à partir de la semaine 3. En revanche, on observe que la récupération n’est pas optimale (la vitesse maximale à la semaine 7 est bien inférieure à la vitesse maximale initiale) et qu’elle semble plafonner dès la 3ème semaine statistiquement parlant. La vitesse de locomotion maximale est très significativement différente des vitesses maximales post- lésion (****p<0,0001) et seules les vitesses maximales aux semaines 1 (**p<0,005) et 2 (**p<0,005) sont significativement différentes de celles des semaines 3 à 7.
3.3 Organisation du circuit descendant des noyaux du mésencéphale avant lésion
L’analyse stéréologique du groupe contrôle « Sham » nous permet de mettre en évidence l’organisation des populations glutamatergiques, cholinergiques et doubles des noyaux du mésencéphale et de déterminer l’importance de leurs projections vers la MRF. La Figure 19 illustre la distribution spatiale et les profils de densité cellulaire selon la profondeur et l’axe médiolatéral en référence au plancher du quatrième ventricule. Ces moyennes sont estimées à partir de la compilation des comptes de cellules de toutes les sections de cerveau analysées pour chaque souris. Les neurones du CnF sont représentés en rouge, ceux du MRN en bleu, ceux du PPN en vert et les populations neuronales du LDT apparaissent en jaune. La Figure 19 A (1-3) présente la distribution spatiale des neurones glutamatergiques, cholinergiques et doubles, qu’ils soient marqués rétrogradement ou non. La projection selon l’axe médiolatéral indique que les distributions des différentes populations neuronales sont bilatérales et symétriques (Figure 19 B (1-3)). La densité des neurones glutamatergiques est très élevée dans le MRN, le PPN et le CnF (Figure 19 A (1)-
B (1)), alors que celle des cholinergiques est concentrée dans le PPN et le LDT (Figure 19 A (2)-B (2)). Du côté des neurones doubles, on en retrouve quelques-uns réparties entre les
différents noyaux (Figure 19 A (3)-B (3)).
La distribution des neurones glutamatergiques marqués rétrogradement par le Fast- Blue suit la tendance de l’ensemble des neurones glutamatergiques, c’est-à-dire qu’on retrouve une importante proportion de neurone de ce type dans chaque noyau selon une
distribution bilatérale est symétrique (Figure 19 C (1)-D (1)). En ordre décroissant, le MRN en contient le plus, suivit du PPN, du CnF et finalement du LDT. Les neurones cholinergiques rétrogrades sont quant à eux principalement retrouvés dans le LDT même s’ils demeurent toutefois en faible nombre (Figure 19 C (2)-D (2)). En revanche, il n’y a pratiquement pas de neurones cholinergiques rétrogrades dans le PPN. Les neurones doubles rétrogrades suivent quant à eux la tendance générale des neurones doubles et sont ainsi éparpillés dans les différents noyaux (Figure 19 C (3)-D (3)). Ces résultats nous donnent un aperçu de la distribution spatiale et des densités moyennes relatives des neurones glutamatergiques, cholinergiques et doubles dans les noyaux d’intérêts.
La Figure 20 présente la distribution spatiale des neurones marqués rétrogradement (Figure 20 A (1-2)), les pourcentages de neurones ayant été identifiés parmi eux (Figure
20 A (3)) ainsi que les estimations moyennes du nombre de neurones marqués
rétrogradement de différents types à l’intérieur de chaque noyau (Figure 20 B; dans cette figure, les côtés contralatéral et ipsilatéral le sont par rapport à l’injection de Fast-Blue dans le GRN). Les neurotransmetteurs glutamatergique, cholinergique ou double ont ainsi été identifiés dans 82% à 89% des neurones marqués rétrogrademment. Le nombre moyen de neurones identifiés selon leurs neurotransmetteurs et non-identifiés est rapporté à la Figure
20 B (1-2) et au Tableau 2 (les données y sont présentées sous la forme estimation
moyenne du nombre de neurones ± écart-type). D’après nos analyses statistiques, les moyennes de neurones glutamatergiques entre les noyaux pour un même côté sont significativement différentes entre elles (***p<0,001; p-value=0,0007 ANOVA pour les neurones VGluT2s ipsilatéraux et ***p<0,001; p-value=0,0008 ANOVA pour les neurones VGluT2s contralatéraux). Selon le test post-hoc de Tukey, le nombre de neurones rétrogrades glutamatergiques dans le MRN est très significativement plus élevé par rapport aux autres noyaux (****p<0,0001) pour chaque côté. En revanche, il n’y a en fait pas de différence significative pour la comparaison des 3 autres noyaux entre eux (N.S p>0,05). De plus, aucune différence significative n’a été trouvée en comparant le nombre de neurones glutamatergiques rétrogrades entre les côtés pour un même noyau (N.S p>0,05; p- value=0,3791 pour le CnF; p-value=0,5075 pour le MRN; p-value=0,4151 pour le PPN; p- value=0,1069 pour le LDT; avec le Test de t et Mann-Whitney). Pour les neurones
cholinergiques rétrogrades, leurs nombres sont significativement différents entre les noyaux de chaque côté (***p<0,001; p-value=0,0004 ANOVA pour les noyaux ipsilatéraux et *p<0,05; p-value=0,0063 ANOVA pour les noyaux contralatéraux). Le test post-hoc de Tukey indique ainsi que le nombre de neurones cholinergiques rétrogrades du LDT (***p<0,001) et du PPN (**p<0,005) sont significativement plus élevés par rapport aux autres noyaux avec une prévalence du LDT sur le PPN. Aucune différence significative n’a été trouvée en comparant le nombre de neurones cholinergiques rétrogrades entre les côtés pour un même noyau (N.S p>0,05; p-value=0,7518 pour le PPN avec Mann-whitney; p- value=0,9305 pour le LDT avec le Test de t). Finalement, pour les neurones doubles, mêmes si leurs moyennes diffèrent en apparence celles-ci ne sont pas significativement différentes (N.S p>0,05; p-value= 0,1374 Kruskal-Wallis en ipsilatéral; p-value=0,7349 Kruskal-Wallis en contralatéral) entre les noyaux d’un même côté. Une fois de plus, aucune différence significative n’a été trouvée en comparant le nombre de neurones doubles rétrogrades entre les côtés pour un même noyau (N.S p>0,05; p-value=0,4989 pour le CnF, p-value=1,000 pour le MRN, p-value=0,7294 pour le LDT d’après le Test de t et p- value=0,9161 pour le PPN d’après Mann Whitney).
La Figure 20 B (3) représente, en pourcentage, la proportion de neurones marqués rétrogradement dont nous avons identifiés les neurotransmetteurs par rapport au nombre total de neurones (immunomarqués mais pas forcément rétrogradement) de ce type dans chaque noyau pour les côtés contralatéral et ipsilatéral à l’injection de Fast-Blue. On constate que la majorité des neurones glutamatergiques du MRN (70% Contralatéral et 72% Ipsilatéral) et la majorité des cholinergiques (83% Contralatéral et 80% Ipsilatéral) du LDT projettent vers la MRF. Moins de 40% des neurones projettent vers la MRF dans les autres cas.
Ainsi, nous avons pu identifier la majorité des neurones marqués rétrogradement dans chaque noyau d’intérêt. Selon les résultats de nos analyses stéréologiques, ces neurones marqués rétrogradement sont en majorité glutamatergiques et retrouvés dans le MRN, le PPN, le CnF puis le LDT en ordre décroissant d’importance. Les neurones cholinergiques rétrogrades sont essentiellement retrouvés dans le LDT et on en retrouve
une plus faible proportion dans le PPN en dépit de son importante population de neurones cholinergiques. Finalement, les neurones doubles sont distribués de manière éparse dans les différents noyaux. De plus, il semble qu’il n’y ait pas de différence entre les nombres de neurones marqués rétrogradement de chaque type entre les côtés contralatéral et ipsilatéral de chaque noyau, suggérant ainsi une distribution symétrique et bilatérale des projections de ces potentiels corrélats anatomiques de la MLR.
Figure 19. Représentation de la distribution des populations glutamatergiques, cholinergiques et doubles des corrélats potentiels de la MLR chez les souris contrôles « Sham »
A. Distribution spatiale moyenne (selon l’axe médiolatéral) de tous les neurones
immunomarqués à l’intérieur du CnF (rouge), du MRN/Dpme (bleu), du PPN (vert) et du LDT (jaune) selon leurs neurotransmetteurs ((1) VGluT2s : glutamatergiques, (2) ChATs : cholinergiques, (3) Doubles : glutamatergiques et cholinergiques). Le côté gauche des graphiques correspond à la gauche des animaux et la droite des graphiques à la droite des animaux.
B. Profils des densités moyennes relatives de tous les neurones immunomarqués à
l’intérieur de chacun des noyaux le long de l’axe médiotaléral (CnF (rouge), MRN/Dpme (bleu), PPN (vert), LDT (jaune)). ((1) VGluT2s : glutamatergiques, (2) ChATs : cholinergiques, (3) Doubles : glutamatergiques et cholinergiques).
C. Distribution spatiale moyenne (selon l’axe médiolatéral) de tous les neurones marqués
rétrogradement par le Fast-Blue et identifiés selon leurs neurotransmetteurs à l’intérieur du CnF (rouge), du MRN/Dpme (bleu), du PPN (vert) et du LDT (jaune). ((1) Fast-Blue VGluT2s : glutamatergiques rétrogrades, (2) Fast-Blue ChATs : cholinergiques rétrogrades, (3) Fast-Blue Doubles : glutamatergiques et cholinergiques rétrogrades).
D. Profils des densités moyennes relatives des neurones marqués rétrogradement par le
Fast-Blue et identifiés selon leurs neurotransmetteurs à l’intérieur de chaque noyau le long de l’axe médiolatéral (CnF (rouge), du MRN/Dpme (bleu), du PPN (vert) et du LDT (jaune)). ((1) Fast-Blue VGluT2s : glutamatergiques rétrogrades, (2) Fast-Blue ChATs : cholinergiques rétrogrades, (3) Fast-Blue Doubles : glutamatergiques et cholinergiques rétrogrades).
Figure 20. Quantification stéréologique des neurones de la MLR marqués rétrogradement chez les souris contrôles « Sham »
A. De gauche à droite : (1) Distribution spatiale moyenne de tous les neurones marqués
rétrogradement selon l’axe médiolatéral; (2) Distribution spatiale moyenne des neurones marqués rétrogradement non identifiés selon l’axe médiolatéral; (3) Pourcentages de neurones marqués rétrogradement identifiés dans chaque noyau en contralatéral et
ipsilatéral par rapport à l’injection de Fast-Blue (CnF (rouge), MRN/Dpme (bleu), PPN
(vert), LDT (jaune)).
B. De gauche à droite : (1) Nombres moyens de neurones marqués rétrogradement
(FB+MLR cells (mean)) identifiés (ID) et non identifiées (UID) dans chaque noyau (CnF (rouge), MRN/Dpme (bleu), PPN (vert), LDT (jaune)) en Contra et Ipsi par rapport à l’injection de Fast-Blue; (2) Nombres moyens de neurones marqués rétrogradement identifiés selon leur neurotransmetteurs (NT+FB+MLR cells (mean)) en Contra et Ipsi par rapport à l’injection; (3) Pourcentage de neurones marqués rétrogradement identifiés selon leurs neurotransmetteurs par rapport au nombre total de neurones (Fast-Blue ou non) de même type (NT+FB+MLR)/NT cells (%)) dans le même noyau en contralatéral et
Tableau 2. Nombre moyen de neurones marqués rétrogradement identifiés selon leurs neurotransmetteurs ou non identifiés dans le CnF, le MRN/DpMe, le PPN et le LDT contralatéraux et ipsilatéraux à l’injection de Fast-Blue dans le GRN (Groupe contrôle « Sham »)
Marquage Contralatéral Ipsilatéral
CnF MRN PPN LDT CnF MRN PPN LDT FB+VGluT2s 65 ±23 496 ±222 93 ±20 20 ±10 69 ±15 632 ±378 121 ±68 33 ±12 FB+ChATs 0 ±0 0 ±0 9 ±7 37 ±10 0 ±0 17 ±8 7 ±5 38 ±4 FB+Doubles 15 ±12 32 ±11 11 ±11 30 ±16 8 ±6 36 ±32 29 ±20 32 ±23 FB+IDs 103 ±53 608 ±388 150 ±100 80 ±45 105 ±67 804 ±659 198 ±170 100 ±51 FB+UIDs 27 ±54 80 ±178 38 ±81 7 ±6 30 ±67 132 ±273 51 ±110 7 ±6
Note : -Rapport des valeurs représentées à la Figure 20. B premier (1) (FB+IDs et FB+UIDs et second graphique (2) (FB+VGluTts; FB+ChATs; FB+Doubles); Données présentés selon le format estimation moyenne du nombre de neurones ± écart-type.
- FB+VGluT2s: Neurones retrogrades identifiés comme étant glutamatergiques -FB+ChATs: Neurones retrogrades identifiés comme étant cholinergiques
- FB+Doubles : Neurones retrogrades identifiés comme étant à la fois glutamatergiques et cholinergiques
-FB+IDs : Neurones retrogrades identifiés (tous neurotransmetteurs confondus) -FB+UIDs: Neurones marqués rétrogradement non-identifiés
3.4 Changements après lésion de la moelle épinière
Après avoir étudié l’organisation des populations glutamatergiques, cholinergiques et doubles de nos noyaux d’intérêt, nous avons vérifié s’il y avait une réorganisation de son circuit descendant vers la MRF après lésion partielle de la moelle épinière. Pour cela, nous avons comparé l’organisation du circuit des souris contrôles « Sham », correspondant à l’état « avant » lésion, et celui des souris médullaires « SCI ». Comme la Figure 20, la
Figure 21 représente la distribution spatiale ainsi que le nombre moyen de neurones
rétrogradement quantifiés chez les souris lésées. Cette fois, les côtés contralatéral et ipsilatéral le sont par rapport à l’hémi-lésion thoracique en T10 de la moelle épinière gauche. La Figure 21 A illustre selon l’axe médiolatéral la distribution spatiale des neurones marqués rétrogradement (1) et de ceux parmi eux dont nous n’avons pu identifier les neurotransmetteurs (2). La Figure 21 A (3) nous indique que nous avons pu identifier 84% des neurones marqués rétrogradement du CnF en contralatéral (C) et 76% en ipsilatéral (I), 70% C et 76% I pour le MRN, 68% C et 70% I pour le PPN et 80% C et 90% I pour le LDT. Ainsi, il semble qu’une certaine proportion de neurones marqués rétrogradement demeurent non identifiés par rapport au groupe « Sham » (82% I et 82% C CnF; 90% I et 89% C MRN; 82% I et 86% C PPN; 88% I et 89% C LDT; Figure 20 A (3); données C et I inversées ici pour être rapportées par rapport à la lésion du groupe « SCI »). Selon le même modèle que la Figure 20 B, la Figure 21 B présente le nombre moyen de neurones identifiés selon leurs neurotransmetteurs et non-identifiés l’intérieur de chaque noyau (1-2) ainsi que les pourcentages de neurones marqués rétrogradement identifiés par rapport à l’ensemble des neurones de mêmes neurotransmetteurs (rétrograde ou non) pour un même noyau (3). Le Tableau 3 précise les valeurs (estimation moyenne du nombre de neurones ± écart-type) observées à la Figure 21 B (1-2).
La Figure 22 compare la distribution spatiale des neurones marqués rétrogradement identifiés (Figure 22 A et C) et les profils de densités moyennes relatives (Figure 22 B et
D) entre le groupe contrôle « Sham » (Figure 22 A et B) et le groupe médullaire « SCI »
(Figure 22. C et D). On observe que la distribution spatiale des neurones marqués rétrogradement est relativement similaire entre les souris « Sham » (Figure 22 A (1-3)) et les souris « SCI » (Figure 22 C (1-3)) pour chaque type de neurotransmetteurs. En comparant les profils de densités des neurones rétrogrades glutamatergiques entre les deux groupes, on observe des profils similaires pour le MRN et le LDT mais il semble qu’il y ait