δa réplication du mtDζA est loin d’être entièrement comprise. En effet la complexité structurale participe à la difficulté d’étudier et comprendre les mécanismes impliqués. Plusieurs facteurs nécessaires à la réplication ont été identifiés dans les mitochondries de plantes (voir I.3.3). En effet POL1A, POL1B, TWINKLE, TopoI, GyrA/B, LIG1 ainsi que les nombreuses protéines liant le ssDNA, constituent un ensemble de protéines pouvant intervenir dans la progression de la fourche de réplication.
Deux possibles origines de réplication ont été découvertes dans le mtDNA du pétunia (de Haas et al., 1991), capables de promouvoir de la réplication in vitro à partir d'extraits mitochondriaux. δes auteurs ont proposé à l’époque un modèle de réplication similaire à celui du mtDNA des mammifères : chacune des origines de réplication est située sur un brin et ces derniers sont répliqués indépendamment, chacun dans un sens différent. Cependant cette forme de réplication n’est pas applicable à la structure multipartite du génome mitochondrial. Des analyses par PFGE, permettant de visionner des grandes molécules d’ADζ, ont permis de détecter des formes de mtDζA linéaires et circulaires en concatémères. C’est-à-dire des formes ou le génome est dupliqué plusieurs fois à la suite (Oldenburg et Bendich, 2001). Ces concatémères suggèrent une réplication de type "rolling-circle" ou bien une réplication recombinaison-dépendante (RMR pour "recombinaison-mediated replication") similaire à celle du phage T4.
La réplication de type "rolling-circle" est initiée soit par la création d’une coupure simple brin sur une molécule d’ADζ circulaire soit par la formation d'une D-Loop. La synthèse d’ADζ s’initie donc à cet endroit en partant de l’extrémité 3’ et sur un seul brin (figure 24).
47 Pendant le déplacement du complexe le long de l’ADζ parental, le brin complémentaire au brin matrice se déroule pour laisser place au brin néoformé. Un complexe de réplication vient ensuite se mettre en place sur ce ssDNA pour permettre la synthèse de fragments d’Okazaki qui formeront le brin complémentaire (Johne et al., 2009). δ’ADζ néoformé est donc un concatémère des copies de l’ADζ. Par microscopie électronique des structures en forme de sigma ( ) ont été observées (Backert et al., 1996). Ces structures sont caractéristiques de la réplication de type rolling-circle car elles sont un intermédiaire de la réplication. Ces observations étayent donc la théorie du rolling-circle.
La réplication de type phage T4 est une réplication de type BIR où une D-loop se met en place, et où la synthèse s’effectue en prenant pour modèle chacun des brins (figure 25). Plusieurs scénarios sont possibles pour la suite selon le sens de clivage de la HJ. δ’action de nucléase sur la HJ peut entraîner un échange de brin par religation. Elle peut aussi entraîner le clivage de la partie qui n’est pas engagée dans la D-Loop. La partie homologue du duplex invasif sert alors de primase. S'il n’y a pas d’action de nucléases on peut observer des structures d’ADζ branché (Kreuzer, 2000). Formes qui ont justement été observées dans le génome mitochondrial par microscopie électronique. De plus aucune nucléase pouvant cliver les HJ n’a encore été identifiée dans les mitochondries de plantes. δa réplication du génome
mitochondrial de plante dépend probablement des caractéristiques du mtDζA de l’espèce
concernée. Le mtDNA linéaire est probablement pris en charge par la RDR, alors que les sous-génomes circulaires générés par recombinaison sont probablement répliqués par le mécanisme du rolling-circle (Backert et al., 1996). Des analyses dans des cultures de cellules ont confirmé la présence de réplication de type RDR (Backert et Borner, 2000). Shedge et ses
collaborateurs (Shedge et al., 2007) ont proposé un modèle où la réplication s’initie dans les
grandes séquences répétées, à l'instar de la réplication du mtDNA de la levure Candida
albicans (Gerhold et al., 2010). Cependant ces mécanismes n’expliquent pas comment un génome si complexe peut être transmis à la descendance. La réplication des génomes complexes eucaryotes comporte des points de contrôle pour permettre la réplication du génome en entier. Chez les bactéries, les zones d'initiation et de terminaisons contrôlent la réplication stœchiométrique du génome. Finalement, chez des bactériophages type T4 c'est le processus d'empaquetage qui permet la ségrégation de génomes entiers. Pour l'instant, aucun point de contrôle ou zone de terminaison n'ont été identifiés dans le mtDNA de plantes. Ces mécanismes de réplication et de son contrôle sont encore inconnus dans les mitochondries de
Figure 26. Tableau récapitulatif de différents facteurs bactériens impliqués dans les mécanismes de réplication/réparation et leurs équivalents dans les mitochondries d'Arabidopsis. Mt: mitochondries, Cp: chloroplastes, nu: noyau.
*localisation prédite par SUB3. **résultats expérimentaux non-publiés du laboratoire.
Mécanismes Function moléculaire Catégorie E. coli A. thaliana Adressage
Réplication POL1A Mt + Cp
POL1B Mt + Cp Déroulement de brin Hélicase DnaB Mt + Cp Synthèse amorces Primase DnaG Mt + Cp ligation d'ADN ADN ligase LigA LIG1 nu + Mt + Cp
GyrA GYRIIA Mt + Cp GyrB GYRIIB2 Mt Topoisomérase I TopoI TOPOI Mt + Cp
SSB1 Mt** SSB2 Mt**
Réparation
Réversion directe du dommage (DDR) Conversion des CPD Photolyase PhrA CPD nu + Mt + Cp Excision 3-meA AlkA – – Excision de U Ung UNG Mt Excision de U ou U,T,C apparié Mug – – Excision de A apparié à 8-oxoG MutY – – Excision de 8-oxG apparié à C Fpg FPG nu*
OGG1 nu + Cp* EndoIV – –
APE1L Cp APE2 nu* + Mt* ADN polymérase PolI POL1B Mt + Cp Ligase LigA LIG1 Mt + noyau Détection de l'ADN endommagé DNA-binding UvrA – – Catalyse la mise en place du Hélicase UvrB – – Nucléase 3' et 5' Endonucléase UvrC – – Détachement de la portion Hélicase UvrD – – Facteur de réparation associé à Translocase TRCF TRCF Mt + Cp Reconnaissance du
mésappariement DNA-binding MutS MSH1 Mt + Cp Stabilisation du complexe
MutS-ADN ATPase MutL – –
Excision de brin et synthèse
d'ADN Endonucléase MutH MSH1 ? Mt + Cp Exonucléase 5'-3' RecJ Exonucléase 3'-5' ExoI Exonucléase 5'-3' ExoVII Exonucléase 3'-5' ExoX SSB1 Mt** SSB2 Mt** Déroulement de brin Hélicase UvrD
Hélicase 3'-5'/nucléase RecB Hélicase/nucléase (Chi) RecC Hélicase 5'-3'/nucléase RecD Nucléase 5'-3' RecJ ATPase RecF
Hélicase RecQ Plusieurs nu* RecO ODB1(Rad52) Mt + noyau?
WHY2 Mt OSB1 Mt OSB3 Mt + Cp OSB4 Mt** DNA-binding RecR – – SSB1 Mt** SSB2 Mt** RECA2 Mt + Cp RECA3 Mt Complexe avec RuvB RuvA – – Hélicase RuvB – – Hélicase RecG RECG1 Mt + Cp ATPase RecA-like RadA/Sms RADA Mt + Cp** Hélicase RecQ Plusieurs nu*
RuvC – –
RusA – –
Supresseur de la recombinaison Hélicase UvrD/Srs2 RECG1 Mt + Cp Complexe avec RuvB RuvA – – Hélicase RuvB – – Hélicase RecG RECG1 Mt + Cp
RECA2 Mt + Cp RECA3 Mt ATPase RecA-like RadA/Sms RADA Mt + Cp** Synthèse d'ADN ADN polymérase PolI POL1B Mt + Cp ligation d'ADN Ligase LigA LIG1 nu + Mt + Cp
TWINKLE
EndoIII
Mésappariements (MMR)
Recombinaison Homologue
Formation du filament RecA-ssDNA Exonucléase Résection de brin – – stabilisation ssDNA – – RecA Migration de jonctions de Holliday Résolution de jonctions de Holliday RecA Recombinase Formation de D-Loop Recombinase Sauvetage des fourches
de réplication Réduction des torsions
ADN polymérase PolIII Synthèse d'ADN
Gyrase
Synthèse d'ADN
Résolvase Par excision de nucléotide (NER)
SSB
Par excision de base (BER)
AP endonucléase Prise en charge des sites AP
ssDNA binding SSB ADN glycosylase
stabilisation ssDNA ssDNA-binding
SSB ssDNA-binding
(médiateur de recombinaison)
48 plantes. Les mécanismes de réplication du mtDNA pourraient aussi dépendre du stade de développement de la plante.