La pourriture racinaire précoce du pois

3.1.1 A. euteiches , Un membre du complexe parasitaire

Il existe différents microorganismes vivant dans le sol et capables de provoquer des maladies racinaires chez le pois. Ces maladies ont été étudiées et classées en quatre grandes catégories (Hagedorn 1984; Wicker, Hulle, and Rouxel 2001). Ces catégories ont été crées en fonction du stade de développement du pois lors de l’infection par l’agent pathogène.

Chronologiquement, le pois est la cible de la fonte des semis causé par Pythium spp,

Rhizoctonia solani, Botrytis cinerea et Sclerotinia sclerotiorum. En second lieu, le pois est la

cible de la pourriture racinaire précoce se déclarant généralement un mois après le semis dans

des conditions pédoclimatiques favorables au développement d’A. euteiches. En troisième

lieu, le pois est sujet à un flétrissement précoce dû à Fusarium oxysporum ainsi qu’à

Sclerotinia sclero tinium. En fin de cycle, le pois est aussi la cible de nécroses racinaires

provoquées par des complexes parasitaires (Didelot, Maumene, and Carrouee 1994) composés

essentiellement de Phoma medicaginis , Fusarium solani , Fusarium oxysporum et Chalara

elegans.

La pourriture racinaire causée par Aphanomyces euteiches est la maladie d’origine

microbienne qui cause le plus de dégâts dans la culture française de pois fourrager. A ce jour, il n’existe pas de traitement efficace, ni de variété de pois résistante à A. euteiches. Décrite pour la première fois par Jones et Drechsler en 1920 dans la région du Midwest aux Etats-

Figure 5 : Carte de la répartition spatiale des zones contaminées par A. euteiches, élaboré en 2000 par l’UNIP et l’INRA de rennes (Muel 2007). Les zones quadrillées en vert correspondent aux zones oùA. euteiches est très

peu présent. En rouge figurent les départements qui sont régulièrement contaminés par A. eutei ches. Les départements colorés en noir représentent les zones très atteintes, le Bassin Parisien et la Bretagne.

Figure 5 : Carte de la répartition spatiale des zones contaminées par A. euteiches, élaboré en 2000 par l’UNIP et l’INRA de rennes (Muel 2007). Les zones quadrillées en vert correspondent aux zones oùA. euteiches est très

peu présent. En rouge figurent les départements qui sont régulièrement contaminés par A. eutei ches. Les départements colorés en noir représentent les zones très atteintes, le Bassin Parisien et la Bretagne.

Tableau 4 : Classification et efficacité des différentes méthodes de lutte contre A. euteiches. Les différentes méthodes de lutte contre A. euteiches sont décrites dans la première colonne. Les moyens utilisés par ces méthodes sont décrits dans la deuxième colonne. La troisième colonne présente une évaluation de cette méthode et la quatrième colonne les inconvénients liés à cette méthode.

(Pilet-Nayel, Muehlbauer et al. 2002) Résistance partielle

en cours Séléction assistée par marqueur

Génétique Moyenne Trichoderma harzianum Moyenne G. mossae Moyenne Glomus fasciculatum Moyenne Bacillus subtilis Moyenne Pseudomonas fluorescens

(Heungens and Parke 2000) (Rosendahl 1985; Dandurand and Knudsen

1993) Moyenne

Burkholderia cepacia

Biologique

(Fritz, Allmaras et al. 1995; Williams- Woodward, Pfleger et al.

1997) (Papavizas and Ayers 1974; Smolinska,

Knudsen et al. 1997) Moyenne

Crucifère ou avoine en précédent cutural

Itinéraire technique

Couteuse Moyenne

Trifluraline et oryzaline

(Grau and Reiling 1977; Jacobsen and Hopen 1981) Couteuse

Moyenne Tachigaren

Chimique

Ne décontamine pas la parcelle Bonne

Test PCR et RT-PCR

(Vandemark, Kraft et al. 2000; Vandemark, Barker

et al. 2002) Ne décontamine pas la parcelle

Moyenne Mesure de l'Indice de Nécrose Racinaire

Prophylactique Références Inconvénient Efficacité Moyens utilisés Méthode de lutte

Tableau 4 : Classification et efficacité des différentes méthodes de lutte contre A. euteiches. Les différentes méthodes de lutte contre A. euteiches sont décrites dans la première colonne. Les moyens utilisés par ces méthodes sont décrits dans la deuxième colonne. La troisième colonne présente une évaluation de cette méthode et la quatrième colonne les inconvénients liés à cette méthode.

(Pilet-Nayel, Muehlbauer et al. 2002) Résistance partielle

en cours Séléction assistée par marqueur

Génétique Moyenne Trichoderma harzianum Moyenne G. mossae Moyenne Glomus fasciculatum Moyenne Bacillus subtilis Moyenne Pseudomonas fluorescens

(Heungens and Parke 2000) (Rosendahl 1985; Dandurand and Knudsen

1993) Moyenne

Burkholderia cepacia

Biologique

(Fritz, Allmaras et al. 1995; Williams- Woodward, Pfleger et al.

1997) (Papavizas and Ayers 1974; Smolinska,

Knudsen et al. 1997) Moyenne

Crucifère ou avoine en précédent cutural

Itinéraire technique

Couteuse Moyenne

Trifluraline et oryzaline

(Grau and Reiling 1977; Jacobsen and Hopen 1981) Couteuse

Moyenne Tachigaren

Chimique

Ne décontamine pas la parcelle Bonne

Test PCR et RT-PCR

(Vandemark, Kraft et al. 2000; Vandemark, Barker

et al. 2002) Ne décontamine pas la parcelle

Moyenne Mesure de l'Indice de Nécrose Racinaire

Prophylactique Références Inconvénient Efficacité Moyens utilisés Méthode de lutte

Unis, la pourriture racinaire du pois s’est ensuite étendue à toutes les régions américaines productrices de pois (Papavizas and Ayers 1974). Le micro-organisme affectant les zones de culture intensive du pois dans des régions humides et à climat doux, la maladie se rencontre dans d’autres pays producteurs de pois tel que la France (Labrousse 1933), l’Australie et le Japon (Yokozawa, Kuninaga, and Teranaka 1974).

3.1.2 Symptômes de la pourriture racinaire

Les symptômes se manifestent généralement dès le stade 3-4 feuilles. Sur la partie racinaire, on peut observer les symptômes primaires de la maladie. Des lésions molles et translucides apparaissent une semaine après infection et sont suivis d’un brunissement des radicelles. Au

début de la floraison, les micro-organismes du complexe parasitaires (majoritairement Phoma

medicaginis et Fusarium solani) viennent assombrir les nécroses, il s’ensuit un dessèchement

des racines. Les symptômes secondaires sont observables environ 15 jours après infection dès le stade 5-6 feuilles sur les parties aériennes de la plante. La maladie racinaire provoque des chloroses, le nanisme ainsi qu’un dessèchement de la plante. La plante ne produit alors que très peu de gousses qui ne contiennent parfois qu’une seule graine.

3.1.3 Répartition, impact et lutte contre la maladie en France

La zone majeure où se localise la maladie coïncide avec les zones de production intensive du pois, comme le Bassin Parisien et la partie Ouest de la Bretagne. Les zones mineures d’infection sont la région Rhône-Alpes, la Charente-Maritime, les Pyrénées Atlantiques (Figure 5). En 2000, la surface totale de parcelles infectées était estimée à 4% des surfaces cultivées en pois selon les données Union Nationale de l’Interprofession des Protéagineux.

Les dégâts occasionnés par A. euteiches peuvent engendrer des pertes de rendement pouvant

Figure 6 : Arbre phylogénique des oomycètes constuit à partir de trois

arbres phulogénique maximum de vraissemblance (ML), maximum de

parsimonie (MP), et distance (NJ) de la protéines mitochondriales cox2. Les

valeurs de bootstrapp supérieur à 50% sont figurés en dessus de chaque nœud dans l’ordre suivant ML (500), MP (1000), NJ (1000). L’arbre est enraciné sur l’espèce Hyphochytrium catenoides

Figure 6 : Arbre phylogénique des oomycètes constuit à partir de trois

arbres phulogénique maximum de vraissemblance (ML), maximum de

parsimonie (MP), et distance (NJ) de la protéines mitochondriales cox2. Les

valeurs de bootstrapp supérieur à 50% sont figurés en dessus de chaque nœud dans l’ordre suivant ML (500), MP (1000), NJ (1000). L’arbre est enraciné sur l’espèce Hyphochytrium catenoides

L’ensemble des méthodes de lutte effectué jusqu’à présent contre A. euteiches sont rassemblées dans le tableau 4. Qu’elles soient chimiques, biologiques, prophylactiques ou culturales, aucune des méthodes élaborées n’est assez satisfaisante pour garantir des récoltes de pois à un coût de production raisonnable. La stratégie qui semble la plus prometteuse, concerne la création de lignées de pois tolérantes par sélection assistée par marqueur. Par

ailleurs, la mise au point d’un agent chimique anti-Aphanomyces serait également une

alternative envisageable.