Biologie d’A euteiches

3.2.1 Classification d’A. euteiches

L’analyse phylogénique de la sous unité II de la cytochrome oxydase mitochondriale (cox2) a permis de construire une classification des oomycètes selon des critères moléculaires (Figure 6). Le phylum des oomycètes contient deux sous-classes principales celle des

Peronosporomycetidae dont fait parti les Phytophthora, et celle des Saprolegniomycetidae

auquel le genre Aphanomyces appartient. Aphanomyces est subdivisé en trois sous-genres

construit à partir de caractéristiques morphologiques déterminées à partir de l’ornementation des parois de l’oogone (Scott 1961). Cette méthode permet de distinguer les sous-genres

Axyromyces et Aspiromyces qui comprennent la plupart des organismes aquatiques, et le sous-

genre Aphanomyces qui comprend 10 espèces (Tableau 5) phytopathogènes sur 32 espèces

(Gaulin et al. 2007).

3.2.2 Cycle de vie d’A. euteiches.

Le mycélium d’A. euteiches est siphonné. Les hyphes ont un diamètre allant de 4 μm à 10 μm,

hyalines et faiblement ramifiés avec des ramifications à angle droit (Figure 7.A). Les jeunes hyphes qui deviennent des zoosporanges contiennent des vacuoles irrégulièrement réparties

Tableau 5 : Liste des espèces d’Aphanomyces phytopathogènes (Gaulin, et al. 2007). La première colonne correspond

aux espèces et la deuxième au nom latin de la plante hôte. La dernière colonne correspond aux références bibliographiques

Cutter (1941) Nitella sp. Aphanomyces sparrowii Kendr (1927) Raphanus sativus Aphanomyces raphani de Barry (1860)

Spirogyra, Zygnema, Mougeotia Aphanomyces phycophilus

Wille (1899)

Spirogyra, Zygnema, Mougeotia Aphanomyces norvegicus

Ichitani et al. (1986)

Iris hollandica Aphanomyces iridis

Pfender and Hageedorn (1982)

Trifolium sp., Medicago sp.

Jones and Drechsler (1925)

Pisum sativum, Phaseolus vulgaris, Aphanomyces euteiches

Drechsler (1929)

Beta vulgari, Spinacia oleacea Aphanomyces cocchlioides Drechsler (1929) Lycopersicum esculentum Aphanomyces cladogamus Drechsler (1929) Avena sativa Aphanomyces camptostylus

B. rapa Singh and Pavgi (1977)

Brassica oleracae Aphanomyces brassicae

Publications Plantes hôtes

Espèces

Tableau 5 : Liste des espèces d’Aphanomyces phytopathogènes (Gaulin, et al. 2007). La première colonne correspond

aux espèces et la deuxième au nom latin de la plante hôte. La dernière colonne correspond aux références bibliographiques

Cutter (1941) Nitella sp. Aphanomyces sparrowii Kendr (1927) Raphanus sativus Aphanomyces raphani de Barry (1860)

Spirogyra, Zygnema, Mougeotia Aphanomyces phycophilus

Wille (1899)

Spirogyra, Zygnema, Mougeotia Aphanomyces norvegicus

Ichitani et al. (1986)

Iris hollandica Aphanomyces iridis

Pfender and Hageedorn (1982)

Trifolium sp., Medicago sp.

Jones and Drechsler (1925)

Pisum sativum, Phaseolus vulgaris, Aphanomyces euteiches

Drechsler (1929)

Beta vulgari, Spinacia oleacea Aphanomyces cocchlioides Drechsler (1929) Lycopersicum esculentum Aphanomyces cladogamus Drechsler (1929) Avena sativa Aphanomyces camptostylus

B. rapa Singh and Pavgi (1977)

Brassica oleracae Aphanomyces brassicae

Publications Plantes hôtes

Espèces

Figure 7 : Observations microscopiques d’A. euteiches. A. Mycélium d’Aphanomyces

euteiches coloré à la WGA FITC observé au microscope inversé par épifluorescence

(Badreddine et al 2008) B. Coupe de racine de M. t runcatula infectée par A. e uteiches, permettant de visualiser une oospore du parasite.

A _B

Figure 7 : Observations microscopiques d’A. euteiches. A. Mycélium d’Aphanomyces

euteiches coloré à la WGA FITC observé au microscope inversé par épifluorescence

(Badreddine et al 2008) B. Coupe de racine de M. t runcatula infectée par A. e uteiches, permettant de visualiser une oospore du parasite.

A _B

dans le mycélium et possèdent un cytoplasme granuleux. Les zoosporanges sont de types filamenteux et sont longs de 1 ou 2 mm. A l’intérieur se différencient les spores asexuées aussi appelées zoospores. En 1961, Scott décrit la présence de deux types de zoospores, à ce

titre A. euteiches est appelé dimorphique ou diplanétique. Les zoospores primaires migrent et

s’accumulent à l’extrémité du zoosporange où elles s’enkystent. A partir des zoospores primaires enkystées se forment les zoospores secondaires biflagellées à l’aspect réniforme (7 à 8 μm de diamètre et 13 μm de long).

Les organes de reproduction sexués sont l’oogone (organe femelle) et l’anthéridie (organe mâle). Les organes sexuels se développent à partir du mycélium avec un rapport de 5 anthéridies pour 1 oogone. Les anthéridies ont un diamètre compris entre 5 et 10 μm, une longueur de 10 à 15 μm et possèdent des tubes de fertilisation visibles. L’oogone se forme à partir d’une courte ramification d’un hyphe, elles ont une forme sphérique et une taille comprise entre 20 et 35 μm. A maturité, la paroi de l’oogone s’épaissie pour atteindre 1,5 μm. L’oosphère est contenu dans l’oogone et contient en son centre un globule huileux, elle donne l’oospore (Figure 7.B) après fertilisation.

Les cellules d'A. euteiches sont diploïdes, exceptées dans la phase de reproduction sexuée. La

phase haploïde est réduite aux gamètes (anthéridies et oospores). D’autre part, A. euteiches est

homothallique. Cependant des croisements ont été observés entre une souche d’A. euteiches

isolée à partir du pois et une souche isolée à partir du haricot (Shang, Grau, and Peters 2000) ce qui semble rendre un hétérothallisme possible, tout au moins en conditions artificielles. Une représentation du cycle de vie d’A. euteiches est représenté sur la figure 8.

Les hyphes sont naturellement lysés et détruits dans le sol (Lockwood 1960; Papavizas and Ayers 1974), pour cette raison, le mycélium joue un rôle peu important dans la constitution de l’inoculum primaire. La viabilité des zoospores est estimée de l’ordre de 5 à 6 jours en

Figure 8 : Schéma de la reproduction sexuée et asexuée d’A. euteiches (Gaulin et al. 2007).

L’hyphe peut soit former des sporanges qui vont libérer les zoospores qui s’enkystent et germent pour reformer un hyphe soit former des oogonies et des anthéridies qui fusionnent pour générer une oospore

Figure 8 : Schéma de la reproduction sexuée et asexuée d’A. euteiches (Gaulin et al. 2007).

L’hyphe peut soit former des sporanges qui vont libérer les zoospores qui s’enkystent et germent pour reformer un hyphe soit former des oogonies et des anthéridies qui fusionnent pour générer une oospore

Figure 8 : Schéma de la reproduction sexuée et asexuée d’A. euteiches (Gaulin et al. 2007).

L’hyphe peut soit former des sporanges qui vont libérer les zoospores qui s’enkystent et germent pour reformer un hyphe soit former des oogonies et des anthéridies qui fusionnent pour générer une oospore

essentiellement composé d’oospores présent dans les racines infectées ou bien à l’état libre dans le sol. Les oospores ont la particularité de rester dans le sol pendant une période allant de 10 à 20 ans (Maufras 1997) et peuvent résister à des températures de -20°C. Ces infections secondaires permettraient aussi la constitution d’un inoculum primaire en persistant dans le sol pendant la période d’interculture et qui viendrait s’ajouter à l’inoculum constitué par les oospores.

En fonction des conditions du milieu, l’oospore germe pour générer soit un hyphe mycélien soit un sporange filamenteux. La composition des exsudats racinaires va conditionner le type de développement de l’oospore (Shang, Grau, and Peters 2000). D’autre part, les isolats de haricots produisent des oospores qui germent préférentiellement sur le haricot alors que les isolats de pois germent aussi bien sur pois que sur haricot. Le sporange différencié libère entre 300 et 400 zoospores biflagellées capables de nager dans un milieu aqueux. C’est la zoospore qui représente l’agent infectieux de la pourriture racinaire (Malvick and Percich 1998). Cette étape de l’infection est très hautement tributaire de l’hygrométrie et ne peut avoir lieu que dans un sol saturé en eau, même ponctuellement. A ce titre l’infection des racines a lieu généralement après des précipitations abondantes.

La zoospore peut s’enkyster lorsqu’elle ne trouve pas de site d’infection ou lorsqu’elle subit un choc mécanique. Mais elle peut, une fois enkystée, régénérer une nouvelle spore nageuse. Ce phénomène peut ainsi se répéter à 3 reprises jusqu’à l’établissement de l’infection (Cerenius and Soderhall 1985; Deacon 1996).

Le déplacement de la spore vers la racine se fait par chimiotactisme des composés végétaux racinaires. La spore, attirée par la racine, s’enkyste à son contact, perd alors ses flagelles et forme très rapidement une paroi. Il semble que la spore s’enkyste préférentiellement sur la zone située juste au dessus de la coiffe racinaire, au niveau de la zone d’élongation de la

forme un hyphe mycélien qui pénètre dans la racine de manière intercellulaire en assimilant les nutriments. Après plusieurs heures, la croissance du mycélium devient inter et intracellulaire. Les hyphes progressent alors rapidement dans la racine et environ 60 heures après inoculation, l’ensemble du cortex racinaire est infecté. Les observations macroscopiques de la racine de pois infectée montrent des macérations des tissus de la plante. Cela suggère qu’A. euteiches induit une lyse des tissus de la plante hôte. Les travaux menés par Ayers en

1969 (Ayers, Papavizas, and Lumsden 1969) montre l’activité in vitro et in planta d’enzymes

polygalacturonase et cellulase. Ces activités enzymatiques mettent en évidence la dégradation de la paroi végétale lors de l’infection du cortex.

Des études ont montré que la durée de vie du mycélium à l’intérieur de la racine est inversement corrélée à la quantité d’inoculum primaire. Cette courte durée de vie du mycélium peut aussi être la cause de l’inefficacité des traitements classiques, tels que les antifongiques et des antagonistes microbiens (Kjøller and Rosendahl 1998). Ainsi, cela suppose que la lutte chimique contre A. euteiches serait efficace à des stades plus précoces de la maladie, lors de la germination des zoospores ou des oospores par exemple.

Bien que la dissémination par contact de racine à racine soit la plus commune, une dissémination par sporulation secondaire sur des tissus fraîchement atteints peut être observée. Dans le cas d’une telle dissémination, la distance parcourue par la zoospore n’excède pas 15 cm (Pfender and Hagedorn 1983).